Article de méthode

Imagerie fonctionnelle du cortex auditif chez chats adultes à l'aide de haut-champ IRMf

DOI :

10.3791/50872

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19 février 2014

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1Department of Physiology and Pharmacology, University of Western Ontario, 2Department of Psychology, University of Western Ontario, 3Department of Medical Biophysics, University of Western Ontario, 4Brain and Mind Institute, University of Western Ontario, 5Centre for Functional and Metabolic Mapping, Robarts Research Institute, University of Western Ontario, 6Cerebral Systems Laboratory, University of Western Ontario, 7National Centre for Audiology, University of Western Ontario

Dans cet article

Résumé

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Les études fonctionnelles du système auditif chez les mammifères ont toujours été menées en utilisant des techniques spatialement ciblées telles que des enregistrements électrophysiologiques. Le protocole suivant décrit une méthode de visualisation des modèles à grande échelle de l'activité hémodynamique évoquée dans le chat cortex auditif en utilisant l'imagerie par résonance magnétique fonctionnelle.

Résumé

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Les connaissances actuelles sur le traitement sensoriel dans le système auditif des mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques dans une variété de modèles animaux, dont des singes, des furets, des chauves-souris, les rongeurs et les chats. Afin d'établir des parallèles entre les modèles appropriés humaines et animales de la fonction auditive, il est important d'établir un pont entre les études d'imagerie fonctionnelle humaines et les études électrophysiologiques animaux. Imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf) est un établi, méthode peu invasive de mesure des tendances générales de l'activité hémodynamique dans les différentes régions du cortex cérébral. Cette technique est largement utilisée pour sonder la fonction sensorielle dans le cerveau humain, est un outil utile pour relier les études de traitement auditif chez les humains et les animaux et a été utilisé avec succès pour étudier la fonction auditive chez les singes et les rongeurs. Le protocole suivant décrit une procédure expérimentale pour étudier la fonction auditive chez l'adulte anesthésiéchats en mesurant les changements hémodynamiques relance évoqués dans le cortex auditif en utilisant l'IRMf. Cette méthode facilite la comparaison des réponses hémodynamiques entre les différents modèles de la fonction auditive conduisant ainsi à une meilleure compréhension des caractéristiques des espèces indépendant du cortex auditif des mammifères.

Introduction

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La compréhension actuelle de traitement auditif chez les mammifères est principalement fondée sur des études électrophysiologiques invasives chez les singes 1-5, 6-10 furets, les chauves-souris, les rongeurs 11-14 15-19, 20-24 et chats. Les techniques électrophysiologiques utilisent couramment des microélectrodes extracellulaires pour enregistrer l'activité des neurones uniques et multiples dans une petite zone de tissu neural entourant la pointe de l'électrode. Établi des méthodes d'imagerie fonctionnelle, telles que l'imagerie optique et l'imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf), servir comme des compléments utiles à des enregistrements extracellulaires en fournissant un point de vue macroscopique de l'activité Driven simultanée sur plusieurs régions, spatialement distinctes du cerveau. Imagerie optique du signal intrinsèque facilite la visualisation de l'activité évoquée dans le cerveau en mesurant les changements liés à l'activité dans les propriétés de réflexion de la surface des tissus tout en IRMf utilise l'oxygène du sang en fonction du niveau (BOLD)Contrairement à mesurer les changements hémodynamiques relance évoqués dans les régions du cerveau qui sont actives au cours d'une tâche particulière. L'imagerie optique nécessite une exposition directe de la surface corticale à mesure les variations de la réflectance du tissu de surface qui sont liés à l'activité de relance évoqués 25. En comparaison, l'IRMf est non invasive et exploite les propriétés paramagnétiques de sang désoxygéné de mesurer à la fois la surface corticale 26-28 et 27,29 activité évoquée base du sillon au sein d'un crâne intact. De fortes corrélations entre le signal BOLD et l'activité neuronale dans le cortex visuel des primates non-humains 30 et dans le cortex auditif humain 31 valident IRMf comme un outil utile pour étudier la fonction sensorielle. Depuis IRMf a été largement utilisée pour étudier les caractéristiques de la voie auditive comme l'organisation tonotopique 32-36, la latéralisation de la fonction auditive 37, les modèles de l'activation corticale, l'identification des régions corticales 38, les effets de sonintensité sur les propriétés de réponse auditives 39,40, et les caractéristiques de la réponse bien sûr de temps BOLD 29,41 chez le rat homme, le singe, et, l'élaboration d'un protocole d'imagerie fonctionnelle appropriée pour étudier la fonction auditive chez le chat de fournir un complément utile aux la littérature d'imagerie fonctionnelle. Alors que l'IRMf a également été utilisé pour explorer divers aspects fonctionnels du cortex visuel chez le chat anesthésié 26-28,42, peu d'études ont utilisé cette technique pour examiner le traitement sensoriel chez le chat cortex auditif. Le but du présent Protocole est d'établir une méthode efficace d'utiliser l'IRMf pour quantifier la fonction dans le cortex auditif du chat anesthésié. Les procédures expérimentales décrites dans ce manuscrit ont été utilisés avec succès pour décrire les caractéristiques de l'évolution dans le temps de réponse BOLD dans le chat adulte cortex auditif 43.

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Protocole

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La procédure suivante peut être appliquée à n'importe quelle expérience d'imagerie dans lequel les chats anesthésiés sont utilisés. Les mesures qui sont spécifiquement nécessaires pour les expériences auditives (étapes 1.1 à 1.7, 2.8, 4.1) peuvent être modifiés pour s'adapter à d'autres protocoles de stimulation sensorielle.

Toutes les procédures expérimentales ont reçu l'approbation de l'utilisation des animaux Sous-comité du Conseil de l'Université de protection des animaux à l'Université de Western Ontario et a suivi les orientations définies par le Conseil canadien de protection des animaux (CCPA) 44. L'expérience décrite nécessite environ 150 min de préparation des animaux à la récupération. L'évolution dans le temps de l'expérience est illustrée sur la figure 1.

Une. Stimulation Équipement Préparation

La figure 2 montre les composants électroniques et les connexions correspondantes requises pour générer un stimulus auditif dans l'appareil d'IRM. Les exigences sont les follows: un ordinateur, une carte son externe, un amplificateur de puissance stéréo et un système d'écouteur IRMf-compatible.

  1. Connectez l'ordinateur qui sera utilisé pour présenter le stimulus auditif à la carte son externe via l'Universal Serial Bus (USB).
  2. Attacher les câbles de connexion aux ports de sortie de la carte son externe aux ports de l'amplificateur de puissance stéréo d'entrée.
  3. Fixez les câbles reliant les ports de sortie de l'amplificateur de puissance stéréo vers les ports de la zone de transformation du système d'écouteur IRMf compatible entrée.
  4. Branchez les écouteurs binauraux pour les ports de sortie de la boîte de transformateur.
  5. Utilisez des câbles coaxiaux blindés avec des connexions BNC pour connecter le boîtier du transformateur à la centrale de pénétration en dehors de la salle du scanner.
  6. Connectez l'ensemble de câble des écouteurs pour les ports BNC correspondants sur le panneau de pénétration à l'intérieur de la salle du scanner.
  7. Connectez les conseils d'oreille en mousse pour les écouteurs, puis brancher les écouteurs to l'ensemble de câble. Exécutez un stimulus auditif de test pour confirmer que le son est transmis à partir de l'ordinateur pour les écouteurs. Débranchez les écouteurs et insérer les conseils d'oreille en mousse en toute sécurité dans les oreilles du chat pendant la phase de préparation des animaux (étape 2.7).

2. Préparation des animaux

  1. Pour prémédication le chat, administrer un sédatif mélange de sulfate d'atropine (0,02 mg / kg) et l'acépromazine (0,02 mg / kg) par injection sous-cutanée (SC).
  2. Après 20 min, administrer la kétamine (4 mg / kg) et du chlorhydrate de dexmédétomidine (0,02 à 0,03 mg / kg) par l'intermédiaire d'une voie intramusculaire (IM) pour induire une anesthésie par injection. La kétamine est généralement combiné avec un sédatif et relaxant musculaire, dans ce cas, le chlorhydrate de dexmédétomidine, pour réduire les tremblements et la rigidité musculaire couramment observés lors de la kétamine est utilisée seule 45. Cette combinaison anesthésie induit généralement environ 150 min de sédation et est fréquemment utilisé dans la pratique vétérinaire pour induireanesthésie chez les petits animaux.
  3. Une fois que le chat a perdu son réflexe de redressement, appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la procédure. Placer un cathéter dans la veine saphène interne pour l'administration intraveineuse de kétamine.
  4. Test de succès induction de l'anesthésie en pinçant un orteil sur la patte d'observation alors que le chat retire sa patte. Une fois le réflexe de pédale disparaît, supprimer le réflexe de bâillon par pulvérisation de lidocaïne sur les parois du pharynx puis intuber le chat avec un tube de 4,0-4,5 endotrachéale.
  5. Maintenir l'anesthésie tout au long de la séance d'imagerie avec une perfusion à débit constant de la kétamine (0,6-0,75 mg / kg / h) et de l'isoflurane en inhalation (0,4-0,5%) livré en 100% d'oxygène à 1-1,5 L / min. Combiner 60 ml de solution saline et 0,07 ml de kétamine à une seringue de 60 ml et placer la seringue dans la pompe à seringue. Cette étape peut être réalisée avant premedicating le chat.
  6. Placez des coussins chauffants remplis de cire chaude sur le plancher des s compatibles avec l'IRMconduit (figures 3a et 3c) puis la couche plastique isolant papier bulle autour des parois intérieures de la luge.
  7. Placez le chat dans une position sternale dans le film à bulles d'isolation dans le traîneau compatible avec l'IRM (figure 3c).
  8. Une fois que le chat est positionnée, régler la tête pour accéder à des oreilles. Rouler les embouts en mousse dans le plus petit diamètre possible puis insérez chaque extrémité de l'oreille profondément dans le conduit auditif. Une fois insérée, les conseils d'oreille en mousse doivent se dilater pour remplir l'espace dans les canaux de l'oreille.
  9. Réglez le chat jusqu'à ce que sa tête est correctement positionné dans le 3-canal de radiofréquence (RF) bobine (Figure 3b). Stabiliser la tête avec mousse à mémoire de mouillage acoustique (figure 3d). Placer la mousse autour des oreilles à fournir une atténuation supplémentaire du bruit du scanner.
  10. Enveloppez le chat dans la couverture de plastique bulles isolant puis fixer et transporter le traîneau à la vitre du scanner.
  11. Connectez les lignes de perfusion, tubes de distribution d'anesthésie et de l'équipement de surveillance pour le chat. Branchez les écouteurs à l'ensemble de câble de l'écouteur fixé au panneau de pénétration.
  12. Commencer la perfusion de kétamine à raison de 0,6 mg / kg / h débit de base, puis augmenter le débit d'écoulement tel que requis sur la base de la profondeur de l'anesthésie. Réglez la dose initiale isoflurane à 0,5% pour ensuite diminuer à 0,4% une fois que les analyses anatomiques ont été recueillies.
  13. Surveiller et enregistrer sang oxygène saturation du chat, en fin d'expiration niveaux de CO 2, la fréquence cardiaque, la respiration et la température rectale (si possible) tout au long de l'expérience en utilisant l'équipement de surveillance compatible avec l'IRM positionné à une distance appropriée de l'alésage du scanner. Tableau 1 énumère les valeurs et les plages des mesures physiologiques pour la bonne exécution de cette procédure signifie. L'augmentation régulière de la fréquence cardiaque et la respiration sont généralement associées à reprise imminente de l'anesthésie.
  14. Après les session est terminée, retirez le chat de la luge. Continuer à fournir un chauffage d'appoint avec des coussins chauffants et les serviettes que l'animal récupère complètement. Une fois les rendements gag reflex, retirer la sonde d'intubation. Surveiller le chat jusqu'à ce que le réflexe de redressement est restauré puis retourner l'animal à l'installation. Évaluer l'animal le lendemain de l'intervention afin de s'assurer qu'aucun des effets néfastes de l'expérience.

3. Imagerie cérébrale

  1. Recueillir des analyses anatomiques du cerveau du chat dans une orientation de coupe axiale. Utilisez les paramètres d'imagerie suivants pour le volume de référence anatomique: séquence d'imagerie FLASH avec TR = 750 ms, TE = 8 ms, matrice = 256 x 256, l'acquisition taille de voxel = 281 um x 281 um x 1,0 mm. La durée de l'analyse anatomique est d'environ 6 min. Figure 4 (partie gauche) fournit une tranche d'image anatomique échantillon obtenu en utilisant les paramètres spécifiés.
  2. Utilisez les paramètres d'imagerie suivants pour la fonctivolumes internes: acquisition d'écho-planaire entrelacé segmentée (PEV) avec TR = 1000 ms, TE = 15 ms, 3 segments / avion, 21 x 1 mm tranches; matrice = 96 x 96; champ de vision = 72 mm x 72 mm; acquisition taille de voxel = 0,75 mm x 0,75 mm x 1,0 mm;. temps d'acquisition = 3 sec / volume de la figure 4 (droite) fournit un échantillon fonctionnel tranche d'image obtenue à l'aide des paramètres spécifiés.

4. Présentation de stimulation

  1. Présenter une large bande de bruit blanc stimulus (0-25 kHz, 100 éclats ms avec 5 ms de temps de montée / descente, une présentation tous les 200 ms, 90-100 dB SPL) dans une conception de bloc dans lequel le stimulus auditif est joué pendant 30 secondes et en alternance avec une seconde base (sans stimulation) état ​​de 30 (Figure 5). Répétez cette étape jusqu'à ce que l'activité BOLD acoustique évoquée est observée dans le cortex auditif. La durée de chaque essai fonctionnel en utilisant une conception de bloc est d'environ 4,5 min pour 90 volumes.
  2. Présenter le stimulus dans l'APconfiguration de conception de propriées de bloc pour le nombre désiré de tirages fonctionnels.

5. Analyse des données

  1. Sélectionnez le logiciel d'analyse IRMf approprié (par exemple SPM, FSL) pour traiter les volumes fonctionnels acquis.
  2. Réaligner chaque volume fonctionnel pour le volume acquis le plus proche dans le temps de la référence anatomique balayage. Enregistrer les valeurs de correction de mouvement qui en résultent pour l'utilisation dans l'étape 5.6. Exclure les pistes fonctionnels dans lesquels les mouvements de la tête de rotation dépassent 1 ° ou mouvements de la tête traductionnelles dépassent 1 mm.
  3. COREGISTER chaque volume de la référence anatomique balayage.
  4. Lissez chaque volume avec un 2 mm à mi-hauteur sur toute la largeur (FWHM) filtre gaussien.
  5. Intégrer une fonction d'onde carrée (wagon) qui correspond à la conception de bloc de stimulus ON-OFF comme variable explicative au modèle linéaire général (GLM).
  6. Incorporer les valeurs de correction de mouvement comme régresseurs sans intérêt pour tenir compte des artefacts liées aux mouvements. Appliquer une useuil statistique ncorrected de p = 0,001 pour le GLM résultats pour afficher les clusters d'activation BOLD. Déterminer la taille du plus petit groupe qui se réunit une correction (erreur de famille-sage: FWE) seuil de p <0,05 au niveau de la grappe. Régler le seuil de mesure de la grappe à cette valeur pour voir grappes statistiquement significatives dans les régions d'intérêt.
  7. Définir le BOLD changement de signal pour cent (CFP) à chaque voxel comme la différence entre le signal BOLD moyenne au cours des blocs de stimulation et le signal BOLD moyenne au cours des blocs de base.

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Résultats

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Données fonctionnelles représentatives ont été acquises dans un scanner de forage horizontal 7T et analysées en utilisant la boîte à outils de la statistique paramétrique cartographie dans MATLAB. Réponses hémodynamiques corticales robustes à la stimulation auditive ont toujours été observés chez les chats en utilisant le protocole expérimental décrit 43. Figure 6 illustre l'activation BOLD en 2 animaux en réponse à une 30 sec bruit large bande stimulus présenté dans une conception de bloc. T...

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Discussion

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Dans la conception d'une expérience IRMf pour un modèle animal anesthésié de la fonction auditive, les questions suivantes devraient être soigneusement examinées: (i) l'impact de l'anesthésie sur les réponses corticales, (ii) l'effet du bruit du scanner de fond, et (iii) l'optimisation de la phase de collecte de données de la procédure expérimentale.

Bien qu'une préparation anesthésié offre l'avantage important de la production d'une période prolongée de sédat...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs déclarent aucun conflit d'intérêt, financier ou autre.

Remerciements

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Les auteurs tiennent à souligner la contribution de Kyle Gilbert, qui a conçu la bobine RF de coutume, et Kevin Barker, qui a conçu le traîneau compatible avec l'IRM. Ce travail a été soutenu par les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG), la Fondation canadienne pour l'innovation (FCI).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Materials
Sulfate d’atropine injectable 0,5 mg/mlRafter 8 Produits
Acépromazine 5 mg/mlVetoquinol Inc.
Chlorhydrate de kétamine 100 mg/mlBimeda-MTC
Chlorhydrate de dexmédétomidine (Dexdomitor 0,5 mg/ml)Orion Pharma
Isoflurane 99,9 %Abbott Laboratories
Lidocaïne (Xylocaïne endotrachéale 10 mg/dose mesurée)Astra Zeneca
Pommade ophtalmique lubrifiante (Refresh Lacri Lube)Allergan Inc.
Saline 0,95 %
Cathéter IV 22 g (ailes)
Kit d’extension IVCodan US Corp.BC 269
IV Kit d’administration 10 gouttes/ml
Sonde endotrachéale 4.0
Coussins chauffants (Snuggle Safe)Lenric C21 Ltd.
Seringue 60 ml
Equipment
Carte son externeRoland CorporationCakewalk UA-25EX
Amplificateur de puissance stéréoPyle Audio Inc.Pyle Pro PCAU11
Système d’écouteurs à insert compatible IRMSensimetric CorporationModèle S14
Embouts en mousse pour écouteurs à insertE-A-R Auditory SystemsEarlink 3B
End-tidal CO2NellcorN-85
Oxymètre de pouls compatible IRMNonin Medical Inc.Modèle 7500
Pompe à seringueHarvard Apparatus70-2208
moniteur

Références

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