Nous décrivons un multi-angle de rotation du système optique d'imagerie (Maroi) pour la quantification in vivo d'un marqueur fluorescent émis par la saposine C (SAPC), dioléoylphosphatidylsérine (DOPS) nanovésicules. En utilisant des modèles murins de cancer et l'arthrite, nous montrons comment la Maroi analyse de la courbe du signal peut être utilisé pour la cartographie et la caractérisation biologique précis des processus pathologiques.
Article de méthode
In Vivo L'imagerie optique de tumeurs cérébrales et l'arthrite Utilisation fluorescent SAPC-DOPS nanovésicules
Dans cet article
Résumé
Résumé
Nous décrivons un multi-angle de rotation du système optique d'imagerie (Maroi) pour la surveillance in vivo de processus physiopathologiques marqués avec un marqueur fluorescent. Des modèles murins de tumeurs du cerveau (et arthrite) ont été utilisés pour évaluer l'utilité de cette méthode. Saposine C (SAPC)-dioléoylphosphatidylsérine (DOPS) nanovésicules marqués avec CellVue Bordeaux (CVM) fluorophore ont été administrés par voie intraveineuse. Les animaux ont ensuite été placés dans le support de rotation (MARS) du système d'imagerie in vivo dans. Les images ont été acquises de 10 ° sur 380 °. Une zone rectangulaire d'intérêt (ROI) a été placé à travers la largeur de l'image complète sur le site de la maladie de modèle. Dans le ROI, et pour chaque image, l'intensité de fluorescence moyenne a été calculée après soustraction de fond. Dans les modèles de souris étudiées, les nanovésicules marquées ont été prises dans les deux tumeurs cérébrales orthotopiques et transgéniques, et dans les sites arthritiques (orteils et chevilles). analyse de la courbe de l'angle de plusieurs image ROI déterminé l'angle avec le signal le plus élevé. Ainsi, l'angle optimal pour l'imagerie de chaque site de la maladie a été caractérisé. Procédé Maroi appliqué à l'imagerie de composés fluorescents est un outil non invasif, économique et précis pour l'analyse quantitative in vivo des états de maladie dans les modèles de souris décrites.
Introduction
Imagerie de l'animal entier est devenu un outil puissant dans l'étude de la physiopathologie de l'animal. Parmi les systèmes d'imagerie actuels, le MS PRO FX permet aux chercheurs de précision visualisez marquées par fluorescence (ou luminescent) composés et / ou des tissus chez les souris vivant, et en même temps obtenir des images radiographiques. Avec multi modale système de rotation des animaux récemment introduit (MARS), une rotation complète automatique de la souris est réalisé afin de capturer à la fois fluorescent / luminescent et images à rayons X à des angles spécifiques 1. L'acquisition des images peut être programmé de telle sorte que la série d'image séquentielle peut être capturé à des angles spécifiques supplémentaires, aussi petits que 1 °. Cela permet d'identifier une orientation optimale de l'animal, c.-à-. celui dans lequel la distance entre le signal fluorescent / luminescent généré en interne et le dispositif de détection du système est le plus court. Ceci, à son tour, facilite le repositionnement précis de l'animal pour l'imagerie ultérieure soissions pendant les études longitudinales.
Dans ce rapport, nous décrivons la mise en œuvre d'un système multi-angle imagerie optique de rotation (Maroi) pour la quantification in vivo de l'intensité du marqueur fluorescent. Maroi analyse de la courbe du signal peut être utilisé dans des études longitudinales de corrélation directe de la distribution de signal fluorescent à une cartographie précise des sites malades ou des processus biologiques d'intérêt.
Ce système a été utilisé pour surveiller l'absorption de marqueur fluorescent nanovésicules SAPC-DOPS par des tumeurs orthotopiques et spontanées, ainsi que par des foyers arthritique, chez des souris vivantes; elle a fourni des ensembles de données multi-spectrales et multimodales dérivés de couverture rotation complète des animaux. Parmi les nombreuses sondes fluorescentes actuellement disponibles pour l'imagerie in vivo, celles qui émettent dans les régions proches de l'infrarouge lointain et rouges spectrales confèrent les interférences minimales avec la peau et les tissus, et de fournir la plus forte pénétration et image reslution. Nous avons utilisé CellVue Bordeaux (CVM) 2,3, un agent de liaison de la cellule fluorescente rouge lointain (Ex 647/Em 667), pour marquer SAPC-DOPS (SAPC-DOPS-CVM) 4-12.
Protocole
Déclaration éthique de l'utilisation des animaux. Toutes les études sur les animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux de l'Université de Cincinnati (numéro de protocole IACUC: 11-05-05-02) et la Fondation de l'Hôpital pour enfants de Cincinnati recherche (bien-être animal Nombre assurance A3108-01). Toutes les expériences sur des souris ont suivi les directives de protection des animaux de l'Université de Cincinnati et la Fondation de recherche de l'Hôpital de Cincinnati Children.
1. Préparer les modèles animaux
Note: Trois différents modèles animaux décrits ci-dessous ont été utilisées dans nos études antérieures:
- Souris de tumeur cérébrale orthotopique: Utiliser Nu / Nu souris femelles athymiques qui ont été injectés par voie intracrânienne avec des cellules U87-AEGFR-Luc humains. Ces souris développent une tumeur agressive montrant des caractéristiques typiques de glioblastome humain.
- Des modèles de souris de tumeur cérébrale génétiquement 13: Race Mut3 (GFAP-cre; Nf1loxP / +; Trp53-/ +) chez la souris mâle avec Trp53loxP/loxP; PtenloxP / loxP femelles pour générer des souris Mut6 (GFAP-cre; Nf1loxP / +; Trp53-/loxP; PtenloxP / +). Maintenir souris Mut3 dans B6CBAF1 / J souche par l'élevage des souris mâles Mut3 avec des souris B6CBAF1 femelle / J. Génotype la souris entre P9 et P12 et confirmer les génotypes après la récolte de leurs tissus.
- K / BxN arthrite: souris C57BL/6J utilisation qui ont été administrés par voie intrapéritonéale avec 150 ul des sérums de souris F1 x KRN NOD. Ces souris développent l'arthrite de 24 à 48 heures après l'injection de sérum. Imagerie de la souris arthritiques est effectuée le jour 7 après l'administration de sérums, d'un point de temps au cours de laquelle les souris présentent arthrite macroscopique manifeste. Souris doivent être évaluées en fonction des critères énoncés dans l'étape suivante.
- Évaluation de la souris pour l'arthrite macroscopique en utilisant un système de notation macroscopique arthritique d'index comme suit: 0 = pas de l'arthrite détectable, 1 = gonflement et / ou une rougeur de la patte ou un chiffre, 2 = deux articulations impliquées, 3 = trois articulations implived, et 4 = arthrite sévère de l'ensemble de patte et chiffres. Le système de score arthritique est utilisée pour déterminer le nombre d'articulations atteintes et la gravité de l'arthrite dans les pattes de souris. Même les souris avec le plus haut score possible arthritique montrent rarement des signes d'immobilité. Toutefois, l'arthrite est 3x/sem surveillé et souris dans la douleur excessive (comme l'immobilité grave de pattes gonflées qui inhibe la nourriture et la consommation d'eau) sont sacrifiés.
- Remarque: Fluides injecté par voie IV dans la veine de queue de la souris ont stérilité maintenu pendant toute l'expérience. Propre,, seringues et flacons stériles jetables sont utilisés pour la préparation de la solution de l'étude et de l'administration.
2. Préparation de fluorescence marquée SAPC-DOPS nanovésicules
- SAPC la production de protéines: la protéine recombinante SAPC avec la séquence exacte SAPC humaine a été produite dans E. cellules de E. coli tel que décrit précédemment avec des modifications 4.SAPC a été précipité par l'éthanol, puis haute performance purifications par chromatographie liquide. Après lyophilisation, SAPC sec a été utilisé et sa concentration a été déterminée par son poids.
- Mélanger protéine SAPC comme décrit précédemment 7,10,11. Mélange DOPS (0,18 mg) et de CVM (0,03 mg) dans un tube de verre et en utilisant du gaz azote pour évaporer les solvants des lipides.
- Ajouter la poudre de protéine SAPC (0,32 mg) au mélange, de suspendre le mélange sec dans 1 ml de tampon PBS et bain de traitement par ultrasons pendant environ 15 minutes comme décrit précédemment 7,10,11. Puis passer la suspension à travers une colonne de Sephadex G25 (PD-10) pour éliminer sans colorant de CVM. Excitation et d'émission maximums du produit final, c.-à-DOPS nanovésicules SAPC-CVM, sont 653 nm et 677 nm, respectivement.
3. Imaging
- Utilisez une tumeur au cerveau et modèles arthrite de souris (décrit ci-dessus à l'étape 1) pour tester le système de Maroi. Anesthésier la souris pour effectuer avec 2% d'isoflurane. 1-2% d'isoflurane est maintaminé pour la durée de la procédure d'imagerie. L'air chaud est livré continuellement et doucement dans la chambre de formation d'image pendant la durée de formation d'image. Un petit cordon de larmes artificielles pommade stérile est appliqué à chaque oeil de la souris de manière à recouvrir et lubrifier l'oeil. Placer les souris dans le système MARS en positionnant la souris dans une position couchée avec leur colonne vertébrale initialement dirigé vers la caméra (figure 1). Calibrer le film MARS 380 ° support et positionner la souris en utilisant le logiciel de rotation dans l'onglet protocole Bruker MI. Obtenir des images de référence sur les souris avant l'administration SAPC-DOPS-CVM de la manière décrite ci-dessous.
- Injecter 200 ul de SAPC-CVM-DOPS par voie intraveineuse dans la veine caudale de la souris. Administrer aux souris témoins et les souris porteuses de tumeurs cérébrales ou arthritiques.
- souris Image 24 h injection de poste et de nouveau à 7-9 jours après l'injection en prenant fluorescence (25 sec de temps d'exposition) et X-ray (10 sec de temps d'exposition) images à incréments de 10 ° sur un parcours de 380 °, ce qui crée un léger chevauchement pour s'assurer qu'il n'ya pas de lacunes dans le jeu de données de rotation. En utilisant le logiciel Bruker MI, superposer fluorescent sur des images à rayons X pour la localisation anatomique.
4. Analyse de l'image
- Tracer une ROI rectangulaire englobant la largeur du champ de vision (FOV) de l'emplacement de la maladie (de la tumeur et l'arthrite). Le retour sur investissement doit être assez grand pour conserver la fonctionnalité de la maladie dans le champ de vision que l'animal se déplace dans le cadre de la rotation de 380 °. Pour les souris de tumeurs du cerveau (modèles orthotopiques et transgéniques), utiliser le même ROI rectangulaire sur chaque modèle de tumeur et de ses trois (3) des souris de contrôle respective pour tous les points de temps (de base, 24 h, et 9 jours). Le positionnement de la ROI rectangulaire pour chaque souris est conservée au-dessus de tous les points dans le temps en utilisant des repères anatomiques correspondantes sur les images de rayons X de chaque animal. Le repère anatomique identifié (s) sur le modèle de tumeur doit également être utilisé pour plaCE ROI rectangulaires identiques sur les contrôles respectifs de chaque modèle. Repères anatomiques identifiés sur les images à rayons X permettant le placement de ROI cohérente comprennent la base du crâne et de la face postérieure de l'arcade zygomatique. Ils sont visualisés sur la droite et à gauche crâne latéral dans l'image postéro-antérieure (PA).
- Après fond automatique soustraction, de déterminer l'intensité de fluorescence moyenne pour chaque image. Convertir les images de fluorescence de photons / s / mm 2 en utilisant un logiciel d'imagerie Bruker MI. Tracer les valeurs de fluorescence en fonction des angles d'imagerie, et à appliquer à l'erreur interdit l'écart-type des valeurs moyennes de fluorescence obtenues à partir de souris de contrôle en utilisant Excel ou un autre logiciel graphique.
Résultats
Nous démontrons ici que nanovésicules SAPC-DOPS marquées avec un colorant rouge lointain (CVM) s'accumulent spécifiquement dans des tumeurs de cerveau de souris orthotopique et spontanées, ainsi que dans les articulations arthritiques des souris K / BxN. Série d'images de fluorescence / rayons X acquises à partir d'un retour sur investissement placé sur chaque site de la maladie au cours des rotations complètes de ces souris ont été soumises à une analyse de la courbe de Maroi, qui a révélé l'angle d'imagerie optimal avec l'intensité de fluorescence la plus élevée.
L'objectif principal de l'utilisation du système MARS est de déterminer l'angle optimal de la fluorescence de sorte que les mesures les plus précises peuvent être prises. Les résultats représentatifs de trois expériences utilisant des souris avec des tumeurs du cerveau ou de l'arthrite sont présentés. Utilisation SAPC-CVM-DOPS et le système MARS (Figure 1), la meilleure image possible de l'angle d'observation de la tumeur ou de l'inflammation due à l'arthrite a été déterminée. Des images de fluorescence, suivie par une acquisition de rayons X, ont été acquises toutes les 10 °au cours d'une rotation de 380 ° de la souris. Des images de fluorescence ont été superposées sur les images de rayons X correspondant à l'affichage de l'image et la génération de film de rotation.
Les résultats du modèle de tumeur orthotopique du cerveau sont mises en évidence dans la figure 2. L'image de fluorescence d'une souris orthotopique porteur de tumeur représentatif (Ortho1) est représentée sur la figure 2A. L'angle d'image optimale pour cet animal est de 10 °, la position à laquelle l'intensité de fluorescence des photons est la plus grande (figure 2B). Les mesures ont été prises avant l'injection avec SAPC-DOPS-CVM (de base) et 24 h après l'injection. Les souris témoins (tumorales libre) ont reçu un traitement similaire.
La figure 3 montre des données comparables provenant du modèle de souris de tumeur cérébrale par génie génétique. Les images de fluorescence et les mesures de photons ont été prises avant l'injection avec SAPC-DOPS-CVM (de base) et 24 h (figures 3A et 3B) et 9 jours (figure 3C) après l'injection. Ces graphiques montrent que l'angle optimal d'imagerie chez l'animal porteur d'une tumeur (tumeur Mut49) est de 20 ° 24 heures post injection, mais les changements à 10 ° injection neuf jours de poste. Ceci suggère que le signal de fluorescence corrélées avec la modification des changements morphologiques, reflétant probablement la croissance des tumeurs.
Comme le montre le tableau 1, le procédé de Maroi démontre clairement que le signal de fluorescence diminue de rotation des saillies à accroître l'écart de l'angle d'imagerie optimal. Dans les tumeurs cérébrales, une baisse moyenne de 7% de signal fluorescent a été obtenu, si l'orientation physique de l'animal était ± 10 ° de décalage de l'angle d'imagerie optimal. Une diminution moyenne de 21% du signal fluorescent a été mesurée à ± 20 °. Donc relativement petites compensations de l'angle optimal peut entraîner importante atténuation du signal. En utilisant la technique de Maroi pour le positionnement de l'image permettra investigators pour produire des données plus cohérentes et fiables.
La méthode de Maroi a finalement été utilisée pour évaluer le ciblage des articulations arthritiques par SAPC-DOPS-CVM 24 heures après l'injection SAPC-DOPS-CVM. Cet animal a reçu 3 avec trois articulations arthritiques. Des images de fluorescence de l'orteil et de la cheville de la souris arthritique sont présentés sur les figures 4A et 4B. Mesures de photons correspondants à intervalles de 10 ° de rotation sont représentés graphiquement dans les figures 4C et 4D. Les angles d'imagerie optimales trouvées pour l'orteil et de la cheville sont 140 ° et 120 °, respectivement.
En résumé, la combinaison du système de Maroi avec fluorescents nanovésicules SAPC-DOPS représente une stratégie non invasive, précise et très sensible pour l'imagerie en temps réel, ce qui permet pour les études quantitatives de la tumeur et à la progression de l'arthrite chez les petits animaux. La possibilité d'acquérir une imagerie multimodale ° 360 données impro considérablementl'analyse et l'interprétation de données sur les es, par rapport à ce qui est réalisable au moyen de techniques d'imagerie de l'angle simples.
Tableau 1. Angles d'imagerie optimales pour chaque modèle de la souris. Les différences entre l'angle de la fluorescence de photons maximale (FLR angle optimal) et l'angle anatomique standard (rayons X) peuvent être vus. Lorsque ces deux angles deviennent de plus en plus différents, le signal mesuré change de manière significative. Cliquez ici pour agrandir l'image .
Figure 1. Multi-angle de rotation imagerie optique (Maroi) dispositif. Cliquez ici pour agrandir l'image .
Le signal fonction de l'angle de l'image de la figure 2. Par fluorescence dans un modèle murin de tumeur cérébrale orthotopique. (A). L'image du signal de fluorescence pic à l'angle d'image optimale de 10 °. La boîte bleue montre le ROI utilisée pour quantifier les photons émis. (B). Graphique de l'angle de l'image par rapport à l'émission de photons. Le représentant orthotopique souris porteuses de tumeurs (Ortho1) est représentée graphiquement par rapport aux valeurs de fluorescence moyennes de ROI identique dans trois souris non tumorales. Les mesures ont été prises au départ (avant l'injection) et 24 heures après à injectern. Les barres d'erreur représentent écart-type. Cliquez ici pour agrandir l'image .
Figure 3. Signal de fluorescence par rapport à l'angle de l'image dans une tumeur cérébrale spontanée d'un modèle de souris transgénique. (A). L'image du signal fluorescent pic de ROI 1 (top case bleu) à l'angle d'image optimale de 20 °. (B) et (C). Graphiques de l'angle de l'image par rapport à l'émission de photons de ROI 1. Valeurs d'un représentant cerveau spontanée souris porteuses de tumeurs, tumeurs-Mut 49, sont représentées graphiquement par rapport aux valeurs moyennes de trois souris non tumorales. Les mesures ont été prises au départ (avant l'injection) et l'injection de 24 heures (B) et 9 jours (C) après. Erreur b ars représentent écart-type. Cliquez ici pour agrandir l'image .
Signal de fonction de l'angle d'image Figure 4. Par fluorescence dans une souris atteintes d'arthrite de l'orteil et les articulations de la cheville. (A) et (B). Images montrant le signal de pic de fluorescence pour les orteils (A) et les articulations de la cheville (B), dans les régions d'intérêt indiqués dans la zone rouge. (C). Graphique de l'angle par rapport signifient émission de photons pour l'orteil. Émission de photons pic peut être vu sous un angle de 140 ° (D) Graphique angle par rapport à dire par émission de photon de la cheville..; l'intensité maximale se produit à un angle de 120 °.target = "_blank"> Cliquez ici pour agrandir l'image.
Discussion
La détermination précise de l'emplacement et de l'ampleur des tumeurs solides et des foyers inflammatoires dans les affections rhumatismales est essentiel de mettre en œuvre un traitement adéquat et suivre la progression ou de la remise maladie. Alors que les stratégies de valeur, actuelles d'imagerie (rayons X; IRM; ultrasons; X-ray tomodensitométrie) fournissent des évaluations incomplètes de l'état de la maladie. Par exemple, les lésions articulaires arthritiques est généralement évaluée par rayons X, qui fournit des informations sur la structure des os, mais pas sur l'inflammation des tissus mous et de la destruction, caractéristique des premiers stades de la maladie. La méthode de Maroi présentée ici combine les avantages des deux rayons X et les modalités d'imagerie des tissus mous sophistiqués (par exemple IRM ou échographie) dans une plate-forme intégrée, non invasif et simple qui permet également une cartographie 3D complète et la reconstruction du tissu malade ou organe de petits animaux tels que des souris.
Ce procédé tire parti de l'affinité sélective of SAPC-DOPS nanovésicules pour les résidus de phosphatidylsérine apparentes, qui sont abondants dans les membranes des cellules inflammatoires et le cancer. Le déterminant de cette fixation est SAPC, une protéine lysosomiale fusogène avec une forte affinité pour les phospholipides anioniques tels que la phosphatidylsérine 7,10,11. Lorsqu'il est conjugué à une sonde fluorescente (CVM), systémique injecté SAPC-DOPS peut être attribuée à la tumeur et les sites arthritiques par imagerie de fluorescence.
Limites de notre méthode sont liés à sa sensibilité, qui à l'heure actuelle limite son utilisation à l'imagerie des petits animaux comme les souris. Comme avec d'autres procédés d'imagerie, le signal fluorescent optimale par rapport au bruit est limité par la taille de la tumeur ou de l'étendue de l'arthrite, et peut être compromise lors de l'imagerie de tissus ou d'organes à fort arrière-plan (autofluorescence) de telle sorte que les oreilles (imagerie du cerveau), les intestins / fèces (d'imagerie abdominale) et pattes (imagerie des membres postérieurs). À cet égard, nous avons constaté que un colorant rouge lointain comme CVM profournit une meilleure séparation et résolution spectrale dans le réglage in vivo que les autres sondes fluorescentes dans le domaine du visible.
D'autres difficultés, mentionnons mouvement potentiel de l'animal lors de l'imagerie, à la fois en anesthésie et post mortem (rigor mortis). Positionnement du membre postérieur, en particulier, est souvent difficile à stabiliser pour éviter tout mouvement pendant la rotation. Dans son état actuel de la technique est aussi beaucoup de temps, avec des temps de balayage tant que 60 min nécessaires pour compléter une rotation complète et acquérir des images de haute qualité.
La méthode de Maroi présente un certain nombre d'avantages par rapport aux autres modalités d'imagerie. La capacité de l'image à partir de tissus malades 38 (ou plus) sous des angles différents permet la visualisation de la fluorescence qui peut être gênée lors de l'évaluation à partir d'un seul et même plan; Ceci est très utile dans les études animales, car il peut aider à réduire le nombre de faux négatifs qui résultent de l'imagerie à angle inapproprié. Par overlYing rayons X et des images de fluorescence, une localisation anatomique précise du site de la maladie peut être déterminée. Enfin, la possibilité de (in vivo) permet l'imagerie en temps réel pour des études longitudinales à réaliser.
Déclarations de divulgation
Il n'y a rien à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été financé en partie par les NIH / NCI Nombre subventions 1R01CA158372-01 (Qi) et New Drug Key State Project Grant Nombre 009ZX09102-205 (Qi). Aide à la rédaction a été fourni par le Dr Judy Racadio, et a été financée par l'Université de Cincinnati Département d'hématologie et d'oncologie. Vontz base Imaging Lab (VCIL) au Collège de médecine de l'Université de Cincinnati.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Dulbecco’s Modified Eagle Medium | Gibco (Grand Island, NY) | 11965 | ; |
| Sérum fœtal bovin | Gibco (Grand Island, NY) | 16000077 | ; |
| Pénicilline-streptomycine | Hyclone (Logan, Utah) | SV30010 | ; |
| Dioléoylphosphatidylsérine | Avanti Lipides Polaires (Albâtre, AL) | 840035C | ; |
| CellVue Maroon | Molecular Targeting Technologies, Inc. (Exton, Pennsylvanie) | C-1001 | ; |
| Sephadex G25 colonne-10 | Amersham Pharmacia Biotech, (Piscataway, NJ) | 17-0851-01 | ; |
| pour les rats et les souris | (Holliston, MA) | 726335 | ; |
| Nettoyeurs à ultrasons Bransonic Modèle 1510 | Branson Ultrasons (Danbury, CT) | CPN-952-118 | ; |
| Système d’effets multispectraux | Bruker Corporation (Billerica, MA) | ; | |
| Dispositif d’imagerie optique rotationnelle multi-angle | Bruker Corporation (Billerica, MA) | ; |
Références
- Pizzonia, J., et al. Multimodality animal rotation imaging system (Mars) for in vivo detection of intraperitoneal tumors. Am J Reprod Immunol. 67, 84-90 (2012).
- Al-Mehdi, A. B., et al. Increased depth of cellular imaging in the intact lung using far-red and near-infrared fluorescent probes. Int J Biomed Imaging. , (2006).
- Gertner-Dardenne, J., et al. Lipophilic fluorochrome trackers of membrane transfers between immune cells. Immunol Invest. 36, 665-685 (2007).
- Qi, X., et al. Functional human saposins expressed in Escherichia coli. Evidence for binding and activation properties of saposins C with acid beta-glucosidase. J Biol Chem. 269, 16746-16753 (1994).
- Wang, Y., Grabowski, G. A., Qi, X. Phospholipid vesicle fusion induced by saposin. C. Arch Biochem Biophys. 415, 43-53 (2003).
- Qi, X., Chu, Z. Fusogenic domain and lysines in saposin. C. Arch Biochem Biophys. 424, 210-218 (2004).
- Qi, X., et al. Cancer-selective targeting and cytotoxicity by liposomal-coupled lysosomal saposin C protein. Clin Cancer Res. 15, 5840-5851 (2009).
- Kaimal, V., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles enable cancer-selective optical and magnetic resonance imaging. Mol Imaging Biol. 13, 886-897 (2011).
- Lu, K., et al. Toll-like receptor 4 can recognize SapC-DOPS to stimulate macrophages to express several cytokines. Inflamm Res. 60, 153-161 (2011).
- Qi, X., et al. Saposin C coupled lipid nanovesicles specifically target arthritic mouse joints for optical imaging of disease severity. PLoS One. 7, (2012).
- Abu-Baker, S., Chu, Z., Stevens, A. M., Li, J., Qi, X. Cytotoxicity and selectivity in skin cancer by SapC-DOPS nanovesicles. Journal of Cancer Therapy. 3, 321-326 (2012).
- Wojton, J., et al. Systemic delivery of SapC-DOPS has antiangiogenic and antitumor effects against glioblastoma. Mol Ther. 21, 1517-1525 (2013).
- Kwon, C. H., et al. Pten haploinsufficiency accelerates formation of high-grade astrocytomas. Cancer Res. 68, 3286-3294 (2008).
Réimpressions et autorisations
