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Article de méthode

Vers Biomimicking Bois: Films Fabrication libre-debout de nanocellulose, lignine, et un polycation synthétique

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DOI :

10.3791/51257

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17 juin 2014

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1Institute for Critical Technology and Applied Science, Virginia Tech, 2Macromolecules and Interfaces Institute, Virginia Tech, 3Institute for Food Safety and Health, Illinois Institute of Technology- Moffett Campus, 4Wood, Cellulose, and Paper Research Department, University of Guadalajara, 5Department of Sustainable Biomaterials, Virginia Tech, 6Sustainable Nanotechnology Interdisciplinary Graduate Education Program, Virginia Tech

Dans cet article

Résumé

L'objectif de cette recherche était de former des tissus de la paroi cellulaire végétale synthétique utilisant assemblage couche par couche de fibrilles de nanocellulose et lignine isolé assemblé à partir de suspensions aqueuses diluées. les techniques de mesure de surface de microbalance à cristal de quartz et la microscopie à force atomique ont été utilisés pour contrôler la formation du matériau nanocomposite polymère-polymère.

Résumé

Matières ligneuses se composent de parois de cellules végétales qui contiennent une paroi cellulaire secondaire en couches composée de polymères de polysaccharides de structure et de la lignine. Couche-par-couche (LBL) processus d'assemblage qui repose sur l'assemblage de molécules de charge opposée à partir de solutions aqueuses a été utilisé pour construire un film composite autonome de polymères isolées de bois de la lignine et de cellulose oxydée nanofibrilles (NFC). Pour faciliter le montage de ces polymères chargés négativement, un polyélectrolyte chargé positivement, le poly (chlorure de diallyldimethylammomium) (PDDA), a été utilisé comme une couche de liaison pour créer cette paroi cellulaire simplifié du modèle. Le procédé d'adsorption en couches a été étudiée quantitativement en utilisant une microbalance à cristal de quartz avec une surveillance de dissipation (QCM-D) et l'ellipsométrie. Les résultats ont montré que la couche de masse / épaisseur par couche adsorbée augmente en fonction du nombre total de couches. La couverture de la surface des couches adsorbées a été étudiée avec la microscopie à force atomique (AFM).Une couverture complète de la surface avec de la lignine dans tous les cycles de dépôt n'a été trouvée pour le système, cependant, la couverture de surface par NFC augmente avec le nombre de couches. Le processus d'adsorption a été réalisée pendant 250 cycles (500) bicouches sur un acétate de cellulose (CA) de substrat. Transparent LBL assemblé films nanocomposites autonomes ont été obtenus lorsque le substrat de CA a été plus tard dissous dans l'acétone. La microscopie électronique à balayage (MEB) des sections fracturées a montré une structure lamellaire, et l'épaisseur de chaque cycle d'adsorption (PDDA-lignine-PDDA-NC) a été estimée à 17 nm pour les deux types de lignine différents utilisés dans l'étude. Les données indiquent un film avec une architecture hautement contrôlé où nanocellulose et de la lignine sont déposés dans l'espace à l'échelle nanométrique (un des nanocomposites polymère-polymère), similaire à ce qui est observé dans la paroi de la cellule native.

Introduction

Il ya un grand intérêt à tirer des produits chimiques et des carburants supplémentaires à partir de biomasse, le carbone séquestré par les plantes lors de la photosynthèse est le cadre du cycle actuel de CO 2. La majorité de carbone séquestré (42-44%) est sous la forme de cellulose, un polymère composé de motifs glucopyranose β 1-4-liés; lorsqu'il est hydrolyse, le glucose peut être utilisé comme réactif pour la fermentation primaire dans les carburants à base d'alcool. Cependant, l'architecture de la paroi cellulaire des plantes ligneuses a évolué depuis des millénaires créant un matériau qui est résistant à la dégradation dans l'environnement naturel 1. Cette stabilité se reporte sur la transformation industrielle des matières ligneuses telles que les cultures énergétiques faisant cellulose difficiles d'accès, d'isoler et répartition en glucose. Un examen plus approfondi de l'ultrastructure de la paroi cellulaire secondaire révèle qu'il s'agit d'un nanocomposite polymère, composé de couches de microfibrilles de cellulose paracristalline noyées dans une matrice amorphe de la lignine et de l'ourleticelluloses 2-4. Les microfibrilles de cellulose orientées longitudinalement ont un diamètre d'environ 2-5 nm, qui sont agrégées avec d'autres hétéro-polysaccharides pour former des unités plus grandes de faisceaux de fibrilles 5. Les faisceaux de fibrilles sont noyés dans un complexe lignine-hémicellulose composée d'un polymère amorphe d'unités de phénylpropanol avec certains liens avec d'autres hétéro-polysaccharides tels que glucoronoxylan 4. De plus, cette structure est en outre organisé en couches, ou des lamelles, tout au long de la paroi cellulaire secondaire lignifiée 6-8. Des enzymes, des cellulases, comme ont beaucoup de mal à accéder cellulose dans la paroi cellulaire car il se trouve dans sa forme de fibrilles et intégré dans la lignine. Le point crucial de vraiment rendre les combustibles d'origine biologique et des plateformes de produits chimiques renouvelables une réalité est de développer des procédés qui permettent économiquement la saccharification de la cellulose dans sa forme native.

Les nouvelles technologies chimiques et d'imagerie sont complices dans la mudy des mécanismes impliqués dans la saccharification de la cellulose 9,10. De nombreux travaux ont porté sur Raman confocale d'imagerie 11 et 12 microscopie à force atomique pour étudier la composition chimique de la paroi cellulaire et de la morphologie. Être en mesure de suivre de près les mécanismes de délignification et de saccharification est un important pas en avant, un impact sur la conversion de la cellulose en glucose. Saccharification du modèle surfaces de cellulose a été analysée en mesurant les taux cinétiques enzymatiques avec une microbalance à cristal de quartz avec une surveillance de dissipation (QCM-D) 13. Cependant, les parois des cellules natives sont très complexes, comme indiqué ci-dessus, ce qui crée une ambiguïté de la façon dont différents procédés de conversion modifient la structure de la paroi cellulaire végétale (de poids moléculaire du polymère, des liaisons chimiques, la porosité). Modèles monoblocs des substances de la paroi cellulaire de composition structurelle connue serait répondre à cette préoccupation et permettre l'intégration des échantillons dans chimiques et imagination état de l'artéquipement de ng.

Il existe un manque de modèles de la paroi cellulaire et les rares disponibles peuvent être classés comme des mélanges de matériaux polymères et de la cellulose ou de la cellulose bactérienne 14, des composites polymérisés par voie enzymatique de la lignine-polysaccharide, 15 à 17 ou des surfaces modèles 18-21 régénéré. Certains modèles qui commencent à ressembler à la paroi cellulaire sont les échantillons qui contiennent des précurseurs ou des analogues polymérisés par voie enzymatique en présence de cellulose dans sa forme microfibrillaire lignine. Cependant, ces matériaux souffrent d'un manque de l'architecture de la couche organisé. Un moyen simple pour la création de matériaux nanocomposites à l'architecture organisée est le (LBL) technique couche par couche de l'assemblage, sur la base de l'adsorption séquentielle des polymères ou des nanoparticules avec des charges complémentaires ou des groupes fonctionnels pour former organisés films composites multicouches de 22 à 25. Autoportants nanocomposites hybrides de haute résistance, faites par LbL dépôt de polymère et nanoparticles, ont été rapportés par Kotov et al. 26-30. Parmi de nombreuses autres applications, films LbL ont également été étudiés pour leur utilisation potentielle dans la livraison thérapeutique 31, les membranes de piles à combustible 32,33, 34 batteries, et lignocellulosique surface de la fibre modification 35-37. Matériaux composites L'intérêt récent dans l'échelle nanométrique à base de cellulose ont conduit à la préparation et la caractérisation de multicouches LbL de nanocristaux de cellulose (CNC) préparés par hydrolyse à l'acide sulfurique de fibres de cellulose, et des polyélectrolytes chargés positivement 38-43. Des études similaires ont également été menées avec des nanocristaux de cellulose issues de tunicin marine et polyélectrolytes cationiques 44, CNC et xyloglucan 45 et CNC et le chitosane 46. LbL formation multicouche de celluloses carboxylées nanofibrillated (SNF), obtenus par homogénéisation à haute pression des fibres de pâte avec des polyélectrolytes cationiques est égalementétudié 47-49. La préparation, les propriétés, et l'application de CNC et de la cellulose nanofibrillated ont été examinés en détail 50-53.

La présente étude porte sur l'examen de la technique couche par couche comme un moyen potentiel pour assembler des polymères lignocellulosiques isolés (comme la nanocellulose et lignine) de façon ordonnée comme la première étape vers un composite lignocellulosique biomimétique à structure lamellaire. La technique par couche a été choisi pour ses conditions de traitement bénignes telles que, température ambiante, pression, et de l'eau en tant que solvant, qui sont des conditions de formation composite naturel 54. Dans cette étude, nous rapportons sur le multicouche accumulation de composants de bois constitutifs, à savoir la cellulose microfibrilles de la tétraméthylpipéridine 1-oxyle (TEMPO) de l'oxydation médiée par de la pâte et de la lignine isolée dans les films lamellaires autonomes. Deux lignines différentes sont utilisées de différentes techniques d'extraction, l'un lignine technique de l'organosolv processus de mise en pâte, et l'autre une lignine isolée de broyage à boulets avec moins de modification lors de l'isolement. Ces composés sont combinés avec un polyélectrolyte synthétique dans cette première étude à démontrer la faisabilité de faire des films autoportants stables avec une architecture similaire à la paroi cellulaire d'origine.

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Protocole

Une. Nanofibrillated Cellulose préparation 55

  1. Configuration d'un ballon de 3 litres à trois tubulures, avec 2 L d'eau désionisée, d'un agitateur suspendu, et la sonde de pH.
  2. Ajouter la pâte kraft délignifiée, 88% de luminosité (20 g, 1% (p / v, par rapport au poids sec)), la 2,2,6,6-tétraméthylpipéridine 1-oxyle (TEMPO) (0,313 g, 0,1 mmol / g de cellulose) et le bromure de sodium (NaBr, 2,0 g, 1 mmol / g de cellulose) dans le ballon.
    1. Mélanger les fibres de pâte avec un agitateur suspendu jusqu'à ce que la fibre est dispersée et aucun agrégat ne peut être vu dans la réaction.
      Remarque: La dispersion peut être facilitée en mélangeant la bouillie dans de l'eau avant l'addition de la pulpe à l'ballon de 3 litres.
  3. Initier l'oxydation par addition lente d'une solution à 12% d'hypochlorite de sodium (NaClO, 51,4 ml, 5 mmoles par g de cellulose) au mélange réactionnel.
    Remarque: Par souci de cohérence tout au long de la réaction, utiliser une pompe à seringue pour délivrer le NaClO avec un taux de 1,5 ml / min d'injection.
  4. Remplir une deuxième seringue wie hydroxyde de sodium (NaOH, 0,5 M) et du compteur manuellement la solution alcaline dans le flacon goutte à goutte pour maintenir le pH à 10 ± 0,2.
  5. Surveiller l'évolution du pH en fonction du temps et une fois que tous les groupes hydroxyles accessibles sur la cellulose sont oxydés, le pH n'est plus à diminuer, et la réaction est terminée.
  6. Ajouter excès EtOH à consommer restant NaClO. Environ 6 200 ml de EtOH preuve consommeront tout 100 mmol du NaClO originale.
  7. Filtrer et laver la fibre oxydée avec de l'eau purifiée pour éliminer les réactifs jusqu'à pH est neutre. Utilisez une centrifugeuse à panier ou un dispositif de filtration comme un entonnoir Büchner pour récupérer la fibre. Stocker la fibre à 4 ° C jusqu'à utilisation ultérieure.
    Remarque: Lors de la fin de l'expérience, la fibre doit avoir une teneur en acide carboxylique, tel que déterminé par titrage conductimétrique, entre 1,0 et 1,5 mmol par gramme de fibres. Il devrait y avoir peu de différence dans l'apparence de la fibre après l'oxydation TEMPO.
  8. Créer un 3% (p / v, par rapport au poids sec) de la suspension de pâte de TEMPO oxydé et mélanger dans un mélangeur jusqu'à ce que la bouillie Warring devient visqueuse et les lames commencent à tourner dans l'air à cause de la gélification de la suspension.
    Remarque: Des concentrations plus faibles ne fonctionnent pas aussi efficacement à la fibrillation cellulose.
    1. Diluer la suspension mélangée à 0,1% (p / v) et le mélange continuera jusqu'à ce que la suspension devienne transparent.

2. Dépôt couche par couche de film pour les expériences QCM-D

  1. Préparer les solutions aqueuses suivantes et ajuster chaque solution avec NaOH 0,1 M à un pH de 10,5: solution tampon aqueuse (eau et NaOH); 0,5% (p / v) de solution aqueuse de chlorure de diallyldiméthylammonium (PDDA); et 0,01% (p / v) de la lignine. Ajuster le pH de la suspension NFC à 0,1% et 8,0.
    Remarque: Le pH de ces expériences a été élevé, car il a déjà été démontré que la lignine absorbe dans un état ​​moins agrégé en pH alcalin 56.
  2. Propreun cristal de quartz revêtu d'or suivant les recommandations du fabricant en utilisant une solution de piranha de base [ATTENTION] (3:1 concentrée de NH 4 OH: H 2 O 2 à 60 ° C) pendant 10 min.
    1. Rincer les cristaux avec de l'eau purifiée, brushing dans un courant de N2, et insérer immédiatement dans la cellule d'écoulement à microbalance à cristal de quartz afin d'éviter la contamination de l'air.
  3. Passer le tampon à travers la cellule d'écoulement pour obtenir une réponse de base du cristal résonnant est exposé à du liquide.
    1. Déposer une couche de PDDA sur le cristal de quartz par exposition du cristal de quartz pour la solution PDDA pendant 5 min.
    2. Après 5 min revenir à la solution tampon.
      Remarque: Ce processus à l'étape 2.3 crée une réponse à une seule couche, où la quantité de polymère déposée peut être déterminée sans l'effet de la viscosité de la solution de polymère.
    3. Répéter l'adsorption des autres polymères dans l'ordre suivant avec un tampon de rinse entre chaque étape: PDDA (+) (étape 2.3.1); lignine (-); PDDA (+); et NFC (-). Répétez les 4x cycle de déposer 16 couches au total de polymères et de nanoparticules.

3. Couche par couche des dépôts de film pour l'AFM et ellipsométrie expériences

  1. Coller un disque circulaire de mica sur une lame de microscope en verre à l'aide d'une colle époxy rapide. Après l'adhésif durcit, attachez un morceau de ruban adhésif sur le disque de mica. Peler la bande loin causant la surface de mica pour cliver.
    1. Nettoyer une plaquette de silicium avec piranha acide [ATTENTION] (03:01 H 2 SO 4: H 2 O 2) pendant 20 min suivi d'un rinçage importante dans l'eau avant de la couche de dépôt.
  2. Avec les solutions préparées à 2,1, soit plonger le mica fraîchement clivé qui est attachée à une lame de verre ou une plaquette de silicium fraîchement nettoyées dans chaque solution en suivant la même séquence de protocole décrit dans 2.3.3.
    Remarque: Cette technique permettra de créer des couches de polymers sur chacune de ces surfaces qui peuvent être insérés dans l'AFM ou ellipsomètre, respectivement.
  3. Image Les couches déposées avec un microscope à force atomique. Utilisez le mode et consoles de contact intermittent avec 10 conseils rayon de silicium nm (printemps constante 42 N / m) lors de la collecte des images de l'échantillon. Régler la taille de balayage de 2,5 x 2,5 um, point de scrutation en 512 et gain intégral de 10 pour recueillir des images d'échantillons spécifiques.
  4. Pour la mesure d'épaisseur des couches avec AFM des films LbL secs, utilisez une pointe de pipette en plastique souple et cicatrice une ligne à travers la surface des films de LbL préparés sur la surface de mica.
  5. films LBL de dépôt pour la mesure d'ellipsométrie sur des plaquettes de silicium. Mesurer l'épaisseur de la pellicule sèche avec un ellipsomètre à modulation de phase à une longueur d'onde de 632,8 nm, en utilisant l'angle multiple de mode de fréquence. Varier les angles entre 85 ° et 65 ° à 1 °.

4. Préparation de libre-debout LBL Film

  1. Couper un25,4 x 7,6 mm rectangle d'acétate de cellulose (CA) film (DS 2,5) qui est de 0,13 mm d'épaisseur et le joindre à bras de pelle automatisé.
    Remarque: l'acétate de cellulose de DS 3.0 n'est pas soluble dans l'acétone afin DS 2.5 est préférable de récupérer les films en couches.
  2. Remplir chaque bécher de 500 ml avec des solutions de PDDA, la lignine, et nanocellulose selon la concentration et le pH dans l'étape 2.1.
    1. Remplir trois béchers supplémentaires avec un tampon aqueux à utiliser comme solution de rinçage pour chaque cycle de dépôt.
    2. Programmer le bras de pelle de procéder dans la même séquence comme indiqué au paragraphe 2.3.3.
      Remarque: il est important d'utiliser une autre solution de rinçage après chaque solution de polymère respectif à cause dans le processus couche par couche, un peu de polymère qui n'est pas étroitement lié à la surface se désorber. La contamination croisée des solutions de rinçage provoque rapidement la précipitation des complexes de polyélectrolytes, qui peuvent adsorber comme «défauts» à la surface du film.
  3. Changer les solutions dans lebécher pendant 250 cycles périodiquement car ils commencent à apparaître nuageux cause de complexes colloïdaux. Une option est d'automatiser le renouvellement de la solution en utilisant une pompe péristaltique pour offrir une solution fraîche ou un tampon de chlorure de polyvinyle (PVC) des récipients faits sur mesure avec des entrées et des sorties.
    Remarque: les solutions agitées dans les conteneurs aider à améliorer la diffusion des polyélectrolytes à la surface.
  4. Couper soigneusement les bords de l'échantillon séché avec des ciseaux exposant le bord CA et la placer dans un boîte de Pétri en verre couverte rempli avec de l'acétone pour dissoudre le CA.
    Remarque: deux films sont isolés après cette expérience à partir de la face avant et face arrière de l'autorité de certification.
  5. Faire tremper films isolés dans de l'acétone pendant 24 heures et rincer à plusieurs reprises avec de l'acétone films de maximiser l'élimination de CA résiduelle.

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Résultats

QCM-D Analyse des structuré Fabrication Woody film polymère

L'adsorption LbL de la lignine, NFC et PDDA a été suivie en temps réel avec QCM-D dans deux expériences différentes impliquant deux types de lignines. Cette méthode d'analyse est très sensible pour détecter les changements dans la fréquence lorsque les molécules sont adsorbées à la surface du cristal de quartz La figure 1 contient une description détaillée de la réponse QCM-D dans un cycle de dépôt, ce qui impl...

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Discussion

Fabrication de nanocellulose

Pour nanocellulose fabrication réussie de l'oxydation de la fibre de pâte est nécessaire pour la fibrillation facile. L'oxydation est contrôlée par la disposition de l'hypochlorite de sodium, qui doit être ajouté lentement à des quantités connues sur la base de la quantité de cellulose. Une raison de l'oxydation limitée résulte de la conservation de la solution d'hypochlorite de sodium pendant des périodes prolongées. Cette efficacité d'oxyda...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ce travail a été soutenu principalement par le programme du doctorat Scholar de l'Institut de technologie de critique et de sciences appliquées (ICTAS) à Virginia Tech, le Tech Graduate School Virginie pour soutenir le programme de nanotechnologie durable, et aussi le ministère américain de l'Agriculture, le numéro de subvention NIFA 2010-65504-20429. Les auteurs remercient également les contributions de Rick Caudill, Stephen McCartney, et W. Travis Eglise à ce travail.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pâte sulfatéeWeyerhaeusera donnéun niveau de brillance de 88 %
lignine OrganosolvSigma Aldrich371017discontinué
Bois dur broyé ligninevoir référence dans l’article
Chlorure de polydiallyldiméthylammoniumSigma Aldrich409022Mn = 7,2 x 104, Mw = 2,4 x 105
2,2,6,6-Tétraméthylpipéridine 1-oxyle (TEMPO)Sigma Aldrich214000oxydation catalytique des alcools primaires en aldéhydes avec une pureté de 98 %, poids moléculaire est de 156,25 g/mol
Bromure de sodiumSigma AldrichS4547pureté &ge ; 99,0 %, poids moléculaire 102,89
Hypochlorite de sodiumSigma Aldrich425044qualité réactif, chlore disponible 10 ~ 15 %, poids moléculaire 74,44 g/mol
Hydroxyde de sodiumVWRBDH7221-40,5 N solution aqueuse, densité 1,02 g/ml, poids moléculaire 40 g/mol
Hydroxyde de sodiumAcros OrganicsAC12419-00100,1 N solution aqueuse, densité 1,0 g/ml, poids moléculaire 40 g/ mol
Hydroxyde d’ammoniumAcros OrganicsAC39003-0025solution à 25 % dans l’eau, pH 13,6, densité 0,89, poids moléculaire 35,04 g/mol
Peroxyde d’hydrogèneFisher ScientificH325-10030,0 ~ 32,0 % certifié ACS, pH 3,3, densité 1,11
Feuilles de micaTED PellaNC9655733Pelco, grade V5, 10 x 40 mm, 23 mm T, air et bulles minimum, très propre
AcidesulfuriqueFisher ScientificA300-21295.0~98.0 w/w %, certifié ACS plus, poids moléculaire 98.08 g/mol
Acétate de celluloseMcMaster Carr8564K44degré de substitution 2.5
EthanolDecon Laboratories04-355-223200 proof (100 %), USP
[en-tête]
AcétoneFisher ScientificA18-4pureté &ge ; 99,5 %, certifié ACS de qualité réactif, densité 0,79 g/ml, poids moléculaire 58,08 g/mol
Pompe à seringueHarvard Apparatus552226pompe 22 perfusion/retrait avec porte-seringue standard, débit 0,002 μ ; l/h~55.1 ml/min
Système de purification d’eau Mill-QEMD MilliporeD3-UVDirect-Q, UV, conductivité de l’eau 18.5 M&Omega ; · ; cm avec réservoir de 20 L
pH-mètreMettler ToledoSeverMulti
BalanceMettler ToledoAB135-Sprécision 0,1 mg
Microscope à force atomiqueAsylum ResearchMFP-3D, Olympic fluorescent microscope
platine EllipsomètreBeaglehole Instruments
Centrifugeuse à fibresinconnu centrifugeuse de style
Mélangeur WaringProcesseur à
ultrasonsWarics Sonics750 W, enceinte acoustique
Microbalance à cristal de quartz avec surveillance de la dissipation (QCM-D)Q-Sense Inc.E4mesure la fréquence fondamentale de 5 MHz et surveille les harmoniques / harmoniques de nombre impair de 3 ~ 13, utilise des cristaux de quartz piézoélectriques recouverts d’or
Bras de balancier automatiséLynxmotion
panier commercial

Références

  1. Fratzl, P., et al. On the role of interface polymers for the mechanics of natural polymeric composites. Phys. Chem. Chem. Phys. 6, 5575-5579 (2004).
  2. Terashima, N., Fukushima, K., He, L. F., Takabe, K. Forage cell wall structure and digestibity. American Society of Agronomy. , 247-270 (1993).
  3. Himmel, M. E., et al. Biomass Recalcitrance: Engineering Plants and Enzymes for Biofuels Production. Science. 315, 804-807 (2007).
  4. Terashima, N., et al. Nanostructural assembly of cellulose, hemicellulose, and lignin in the middle layer of secondary wall of ginkgo tracheid. J. Wood. Sci. 55, 409-416 (2009).
  5. Fahlén, J., Salmén, L. Pore and Matrix Distribution in the Fiber Wall Revealed by Atomic Force Microscopy and Image Analysis. Biomacromolecules. 6, 433-438 (2005).
  6. Baer, E., et al. Biological and synthetic hierarchical composites. Phys. Today. 45, 60-67 (1992).
  7. Tirrell, D. A., Aksay, I., Baer, E., Calvert, P. D., Cappello, J., Dimarzio, E. A., Evans, E. A., Fessler, J. Hierarchical structures in biology as a guide for new materials technology. National Academy of Sciences. , Washington DC. (1994).
  8. Fengel, D., Wegener, G. Wood: Chemistry, Ultrastructure, Reactions. , (1984).
  9. Santa-Maria, M., Jeoh, T. Molecular-Scale Investigations of Cellulose Microstructure during Enzymatic Hydrolysis. Biomacromolecules. 11, 2000-2007 (2010).
  10. Saar, B. G., et al. Label-free, real-time monitoring of biomass processing with stimulated Raman scattering microscopy. Angew. Chem. Int. Edit. 49, 5476-5479 (2010).
  11. Schmidt, M., et al. Label-free in situ imaging of lignification in the cell wall of low lignin transgenic Populus trichocarpa. Planta. 230, 589-597 (2009).
  12. Ding, S. -Y., Himmel, M. E. The maize primary cell wall microfibril: a new model derived from direct visualization. J. Agricul. Food Chem. 54, 597-606 (2006).
  13. Turon, X., et al. Enzymatic kinetics of cellulose hydrolysis: a QCM-D study. Langmuir. 24, 3880-3887 (2008).
  14. Dammströem, S., et al. On the interactions between cellulose and xylan, a biomimetic simulation of the hardwood cell wall. BioResources. 4, 3-14 (2009).
  15. Barakat, A., et al. Studies of xylan interactions and cross-linking to synthetic lignins formed by bulk and end-wise polymerization: a model study of lignin carbohydrate complex formation. Planta. 226, 267-281 (2007).
  16. Micic, M., et al. Study of the lignin model compound supramolecular structure by combination of near-field scanning optical microscopy and atomic force microscopy. Colloids Surf. B Biointerfaces. 34, 33-40 (2004).
  17. Li, Z., et al. Nanocomposites prepared by in situ enzymatic polymerization of phenol with TEMPO-oxidized nanocellulose. Cellulose. 17, 57-68 (2010).
  18. Gradwell, S. E., et al. Surface modification of cellulose fibers: towards wood composites by biomimetics. C. R. Biologies. 327, 945-953 (2004).
  19. Kaya, A., et al. Surface plasmon resonance studies of pullulan and pullulan cinnamate adsorption onto cellulose. Biomacromolecules. 10, 2451-2459 (2009).
  20. Gustafsson, E., et al. Direct adhesive measurements between wood biopolymer model surfaces. Biomacromolecules. 13, 3046-3053 (2012).
  21. Karabulut, E., Wagberg, L. Design and characterization of cellulose nanofibril-based freestanding films prepared by layer-by-layer deposition technique. Soft Matter. 7, 3467-3474 (2011).
  22. Decher, G., Hong, J. D. Buildup of ultrathin multilayer films by a self-assembly process: II. consecutive adsorption of anionic and cationic bipolar amphiphiles and polyelectrolytes on charged surfaces. Ber. Bunsen. Phys. Chem. 95, 1430-1434 (1991).
  23. Decher, G. Fuzzy nanoassemblies: toward layered polymeric multicomposites. Science. 277, 1232 (1997).
  24. Hammond, P. T. Form and function in multilayer assembly: new applications at the nanoscale. Adv. Mater. 16, 1271-1293 (2004).
  25. Decher, G., Schlenoff, J. B. Multilayer thin films- sequential assembly of nanocomposite materials. , Wiley-VCH. Weinheim. (2003).
  26. Mamedov, A. A., Kotov, N. A. Free-standing layer-by-layer assembled films of magnetite nanoparticles. Langmuir. 16, 5530-5533 (2000).
  27. Mamedov, A. A., et al. Molecular design of strong single-wall carbon nanotube/polyelectrolyte multilayer composites. Nat. Mater. 1, 257-257 (2002).
  28. Podsiadlo, P., et al. Fusion of seashell nacre and marine bioadhesive analogs: high-strength nanocomposite by layer-by-layer assembly of clay and L-3,4-dihydroxyphenylalanine polymer. Adv. Mater. 19, 949-955 (2007).
  29. Podsiadlo, P., et al. Ultrastrong and stiff layered polymer nanocomposites. Science. 318, 80-83 (2007).
  30. Podsiadlo, P., et al. Can nature's design be improved upon? High strength, transparent nacre-like nanocomposites with double network of sacrificial cross links. J. Phys. Chem. B. 112, 14359-14363 (2008).
  31. Becker, A. L., et al. Layer-by-layer-assembled capsules and films for therapeutic delivery. Small. 6 (17), (2010).
  32. Taylor, A. D., et al. Fuel cell membrane electrode assemblies fabricated by layer-by-layer electrostatic self-assembly techniques. Adv. Funct. Mater. 18, 3003-3009 (2008).
  33. Ashcraft, J. N., et al. Structure-property studies of highly conductive layer-by-layer assembled membranes for fuel cell PEM applications. J. Mater. Chem. 20, 6250-6257 (2010).
  34. Lee, S. W., et al. High-power lithium batteries from functionalized carbon-nanotube electrodes. Nat. Nano. 5, 531-537 (2010).
  35. Eriksson, M., et al. The influence on paper strength properties when building multilayers of weak polyelectrolytes onto wood fibres. J. Colloid Interf. Sci. 292, 38-45 (2005).
  36. Lvov, Y. M., et al. Dry and wet strength of paper: layer-by-layer nanocoating of mill broken fibers for improved paper. 21, 552-557 (2006).
  37. Lin, Z., et al. Nanocomposite-based lignocellulosic fibers 1. Thermal stability of modified fibers with clay-polyelectrolyte multilayers. Cellulose. 15, 333-346 (2008).
  38. Cranston, E. D., Gray, D. G., Barrett, C. J. Abstracts; 32nd Northeast Regional Meeting of the American Chemical Society. , Rochester, NY. (2004).
  39. Podsiadlo, P., et al. Molecularly engineered nanocomposites: layer-by-layer assembly of cellulose nanocrystals. Biomacromolecules. 6, 2914-2918 (2005).
  40. Cranston, E. D., Gray, D. G. Formation of cellulose-based electrostatic layer-by-layer films in a magnetic field. Sci. Tech. Adv. Mater. 7, 319-321 (2006).
  41. Cranston, E. D., Gray, D. G. Morphological and optical characterization of polyelectrolyte multilayers incorporating nanocrystalline cellulose. Biomacromolecules. 7, 2522-2530 (2006).
  42. Jean, B., et al. Structural details of cellulose nanocrystals/polyelectrolytes multilayers probed by neutron reflectivity and AFM. Langmuir. 24, 3452-3458 (2008).
  43. Renneckar, S., Zink-Sharp, A., Esker Alan, R., Johnson Richard, K., Glasser Wolfgang, G. Cellulose Nanocomposites. ACS Symposium Series. , 78-96 (2006).
  44. Podsiadlo, P., et al. Layer-by-layer assembled films of cellulose nanowires with antireflective properties. Langmuir. 23, 7901-7906 (2007).
  45. Jean, B., et al. Non-electrostatic building of biomimetic cellulose-xyloglucan multilayers. Langmuir. 25, 3920-3923 (2009).
  46. de Mesquita, J. P., et al. Biobased nanocomposites from layer-by-layer assembly of cellulose nanowhiskers with chitosan. Biomacromolecules. 11, 473-480 (2010).
  47. Wågberg, L., et al. The build-up of polyelectrolyte multilayers of microfibrillated cellulose and cationic polyelectrolytes. Langmuir. 24, 784-795 (2008).
  48. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  49. Aulin, C., et al. Self-organized films from cellulose I nanofibrils using the layer-by-layer technique. Biomacromolecules. 11, 872-882 (2010).
  50. Azizi Samir, M. A., et al. Review of recent research into cellulosic whiskers, their properties and their application in nanocomposite field. Biomacromolecules. 6, 612-626 (2005).
  51. Siró, I., Plackett, D. Microfibrillated cellulose and new nanocomposite materials: a review. Cellulose. 17, 459-494 (2010).
  52. Eichhorn, S., et al. Review: current international research into cellulose nanofibres and nanocomposites. J. Mat. Sci. 45, 1-33 (2010).
  53. Habibi, Y., et al. Cellulose nanocrystals: chemistry, self-assembly, and applications. Chem. Rev. 110, 3479 (2010).
  54. Teeri, T. T., et al. Biomimetic engineering of cellulose-based materials. Trends Biotechnol. 25, 299-306 (2007).
  55. Saito, T., et al. Homogeneous suspensions of individualized microfibrils from TEMPO-catalyzed oxidation of native cellulose. Biomacromolecules. 7, 1687-1691 (2006).
  56. Pillai, K. V., Renneckar, S. Cation-π Interactions as a Mechanism in Technical Lignin Adsorption to Cationic Surfaces. Biomacromolecules. 10, 798-804 (2009).
  57. Notley, S. M., Norgren, M. Adsorption of a strong polyelectrolyte to model lignin surfaces. Biomacromolecules. 9, 2081-2086 (2008).
  58. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  59. Argun, A. A., et al. Highly conductive, methanol resistant polyelectrolyte multilayers. Adv. Mater. 20, 1539-1543 (2008).
  60. Li, Q., Renneckar, S. Molecularly thin nanoparticles from cellulose: isolation of sub-microfibrillar structures. Cellulose. 16, 1025-1032 (2009).
  61. Höök, F., et al. Variations in coupled water, viscoelastic properties, and film thickness of a Mefp-1 protein film during adsorption and cross-linking: a auartz crystal microbalance with dissipation monitoring, ellipsometry, and surface plasmon resonance study. Anal. Chem. 73, 5796-5804 (2001).
  62. Naderi, A., Claesson, P. M. Adsorption properties of polyelectrolyte-surfactant complexes on hydrophobic surfaces studied by QCM-D. Langmuir. 22, 7639-7645 (2006).
  63. Kaufman, E. D., et al. Probing protein adsorption onto mercaptoundecanoic acid stabilized gold nanoparticles and surfaces by quartz crystal microbalance and z-potential measurements. Langmuir. 23, 6053-6062 (2007).
  64. Glasser, W. G., Barnett, C. A., Sano, Y. Classification of lignins with different genetic and industrial origins. J. Appl. Polym. Sci.: Appl. Polym. Symp. , (1983).
  65. Van de Steeg, H. G. M., et al. Polyelectrolyte adsorption: a subtle balance of forces. Langmuir. 8, 2538-2546 (1992).

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