Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Préparation de neurones co-cultures avec l'unité portable de précision

13.4K vues

⸱

DOI :

10.3791/51389

⸱

20 mai 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Leibniz-Institut für Analytische Wissenschaften, ISAS, 2Department of Biochemical Engineering, University College London, 3Institute for Life Sciences, University of Southampton

Dans cet article

Résumé

Les protocoles pour seul neurone de formation de réseau microfluidique et le masquage de l'eau pour le motif de revêtements de biomatériaux plasma dans la puce sont décrits. Co-cultures fortement interconnectés peuvent être préparés en utilisant les entrées de cellules minimales.

Résumé

Réalisation microfluidiques de la chambre Campenot ont suscité un grand intérêt de la communauté des neurosciences. Ces plates-formes de co-culture interconnectés peuvent être utilisés pour étudier une variété de questions, allant de la neurobiologie développementale et fonctionnelle à l'infection et la propagation de la maladie. Cependant, les systèmes classiques nécessitent des apports importants cellulaires (plusieurs milliers par compartiment), l'insuffisance de l'étude des cellules de faible abondance, comme primaire nigra dopaminergique substance, les ganglions spirale, et les neurones de melanogaster de drosophile, et peu pratique pour l'expérimentation à haut débit. Les cultures denses sont également hautement enchevêtrées localement, avec quelques excroissances (<10%) interconnectant les deux cultures. Dans cet article, les protocoles microfluidiques et structuration simples qui sont décrits relever ces défis: (i) un seul neurone microfluidique méthode rangeant, et (ii) un procédé de masquage de l'eau pour la modélisation de plasma revêtements de biomatériaux à REGIster neurones et favoriser l'excroissance entre les compartiments. Co-cultures de neurones minimalistes ont été préparés avec de haut niveau (> 85%) connectivité autre et d'peuvent être utilisés pour des expériences à haut débit de la neurobiologie avec une précision d'une cellule unique.

Introduction

Tissu neuronal est très complexe; un mélange cellulaire hétérogène spatialement ordonné dans des couches et des compartiments définis et avec une connectivité plastique par des contacts cellulaires et en particulier par l'intermédiaire des axones et dendrites excroissances. De nouvelles techniques sont nécessaires pour conférer une plus grande liberté d'expérimentation pour gagner une compréhension plus profonde et mécanismes démêler centrales à la maladie, le développement et la fonction saine. La chambre Campenot 1,2 et, plus récemment, des modes de réalisation microfabriqué 3,4 peuvent être utilisés pour la préparation ex vivo des co-cultures de neurones en réseau ayant la capacité de perturber sélectivement les différentes populations somatiques et également leurs excroissances de neurites. Ces dispositifs microfluidiques ont par exemple été utilisés pour étudier la dégénérescence axonale et la régénération chimique suivante 5,6 ou laser axotomie 6-8, tauopathie 9, la diffusion virale 10,11, et la localisation des ARNm dans les axones 4.

ent ">

Pour étendre la portée des neurobiologistes, les développements technologiques sont nécessaires pour préparer les co-cultures de neurones minimalistes. Cela permet désenchevêtrement du réseau neuronal pour l'étude du système avec une seule cellule et une précision sub-cellulaire. L'obligation pour les nombres de cellules minimaux ouvre la possibilité d'analyser les différents types de cellules rares, y compris les cellules de la substantia nigra dopaminergiques pertinents pour la maladie de Parkinson, les ganglions de la spirale de l'oreille, des neurones périphériques, et les cellules souches. Au-delà, l'économie cellulaire est pertinente à l'initiative 3R. L'utilisation de ces plates-formes microfluidiques, des écrans de toxicité à grande échelle ou d'autres haut débit, riche en données série expérimentale nécessitant des neurones des animaux peut maintenant être considérée.

Dans ce document, les protocoles pour la fabrication et l'utilisation d'un dispositif microfluidique sont décrits. Formation de réseau microfluidique en combinaison avec un biomateri in situProcédé de formation de motifs al peut être utilisé pour l'enregistrement des co-cultures de neurones fortement interconnectés en utilisant les nombres de cellules minimal. Formation de réseaux microfluidique est basé sur une approche de flux différentiel 12-15, où les pièges microstructurées sont placés dans un circuit fluidique (illustré avec des images MEB de la figure 1). Le chemin 0 → 1 présente la plus faible résistance fluidique (R 2> R 1) pour le transport de neurones à une rangée linéaire d'ouvertures microstructurées - les ports d'entrée vers les canaux de la croissance des neurites. Occupation du piège par une seule cellule empêche localement le flux de détourner les lignes de courant pour piéger les cellules suivantes dans les pièges voisins. Occupation totale des pièges contenus dans le tableau commute le rapport fluidique (R 1> R 2) pour dévier les lignes de courant dans le trajet sinueux (0 → 2) pour produire un mode de fonctionnement en dérivation pour l'élimination des excès de neurones.

figure-introduction-1
Figure 1. Microfluidique circuit. A) Le circuit de résistance différentielle fluidique pour seule formation de réseaux de neurones, avec accompagnement des chambres de culture reliés entre eux par des canaux de la croissance des neurites. B, C images) au MEB de la bicouche neurone compartimentée matrice de co-culture avec des ménisques micropiliers goupiller. Avec cette conception, structures neurone piégeage en forme de trident ont été utilisés pour promouvoir fasciculation des excroissances de neurites. Figure et légende reproduit avec la permission de la Royal Society of Chemistry (RSC) 12. Cliquez ici pour agrandir l'image.

La préparation des réseaux neuronaux microélectrodes sur des substrats planaires peut facilement être atteint (pour exampl es de notre groupe, voir Frimat et al. 16 et Heike et al. 17). Cependant, l'encapsulation des motifs de matériau bioactif dans des dispositifs PDMS et à l'exigence d'alignement échelle micrométrique de ceux-ci aux canaux microfluidiques pose un défi technique majeur. Dans la section 3.1 un protocole pour l'en-puce, ou in situ, la préparation de modèles de biomatériaux est présenté. Ces modèles permettent l'enregistrement des neurones pendant de longues échelles de temps de la culture et de promouvoir des excroissances entre les compartiments. Microstructures ménisque-épinglage sont utilisées pour aligner une dite masque de l'eau avec le neurone sites et des canaux de l'excroissance de neurites rangeant. Le masque protège les revêtements de l'eau des molécules d'adhésion pendant le traitement au plasma, tandis que les surfaces exposées sont désintégrées pour définir le motif de biomatériau. En outre, les protocoles sont prévus pour la culture de cellules et pour l'isolation fluidique nécessaire pour le traitement sélectif des différents compartiments de co-culture.

ve_content "> Les protocoles sont conçus pour tirer parti des principes conviviales de lithographie douce pour la réplication de poly (diméthyl) (PDMS) des dispositifs microfluidiques 18. De même, biomatériau in situ structuration en est simple, l'exploitation évaporation de surface et les phénomènes de tension, et seulement nécessitant une source de plasma portatif peu coûteux. Circuit microfluidique efficacement les traitements spécifiques des programmes de chargement de la cellule et des soutes qui rend ces opérations simplement une question de la distribution des matériaux dans l'orifice inférieur correspondant et l'aspiration par le haut. De cette manière, il est destiné à donner les neurobiologistes la liberté de préparer et d'utiliser des dispositifs microfluidiques dans leurs propres laboratoires.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les protocoles sont conçus pour les neuroscientifiques, et sont résumées dans la figure 2. Comme tel, il est recommandé que la microfabrication des SU-8 maîtres utilisés pour la réplication PDMS est sous-traitée à des installations commerciales ou institutionnelles. Les deux modèles de masques de couche sont disponibles gratuitement que les informations complémentaires (ZIP) de la Société royale du site Chimie 12. Fait important, le SU-8 première couche doit être fabriqué sur une profondeur de 2,5 à 3,0 um, et le second à une profondeur de 25 à 30 um. Ce sont des dimensions clés nécessaires pour formation de réseaux de neurones efficace. La limite de taille de 3 microns est également nécessaire d'éviter les neurones étant transportées ou de migrer entre les deux compartiments 12.

1. Microfluidique réplication de périphériques dans PDMS

  1. Mélanger le prépolymère PDMS à fond avec de l'agent de durcissement (184) dans un rapport de 10:01 et dégazer le mélange dans un dessiccateur sous vide pendant 20 min en général. Vous pouvez aussi mettre le mélangeture dans un tube Falcon de 50 ml et utiliser faible g une centrifugation pour le dégazage.
  2. Placer la couche microstructurée 2-SU-8 sur une plaquette plaque chauffante à 80 ° C et aligner des trames de polymère à chaque dispositif sur la tranche. Verser le PDMS dans les cadres jusqu'à une profondeur de ≥ 5 mm et permettre> 1 h afin d'assurer le durcissement thermique complet.
  3. Une fois durci, retirer la plaquette de la plaque de cuisson et laisser refroidir sur une surface plane.
  4. Porter des lunettes de protection et de travail d'un coin (loin des SU-8 microstructures) avec un scalpel rigide pour forcer doucement le cadre et PDMS de la plaquette.
  5. Retirer le moule PDMS du cadre et utiliser une paire de ciseaux pour couper le dispositif de PDMS excès. Ce que l'on appelle souvent clignotant est produit quand un mince film de PDMS s'étend entre le bâti de polymère et la surface de la plaquette.
  6. PDMS restants peuvent être appliqués sur toute la plaquette et on les durcit pour protéger la pastille durant le stockage. Enlever avant moulage d'un dispositif ultérieur, et en faisant enlever tout particuler les contaminants de la surface.

2. Assemblée de l'appareil et l'interconnexion

  1. Préparer les ports d'interface 6 en utilisant un 3 mm de diamètre biopsie punch. Travailler sur une surface sombre, dans de bonnes conditions d'éclairage et les caractéristiques microstructurées tournées vers le haut pour faciliter l'alignement des ports avec les canaux microfluidiques.
  2. Inspectez l'appareil pour les particules. Enlevez ces aide de ruban adhésif réversible.
  3. Le circuit microfluidique est encapsulé à l'aide d'une couche de PDMS mince monté sur une lamelle de verre: Elles sont préparées par coulée d'un petit volume (~ 0,5 ml) du mélange d'agent de PDMS-durcissant (10:01, 601) sur la base d'un flexible, qualité bactériologique boîte de Pétri. Appuyez doucement sur une lamelle sur la couche de PDMS, placer sur la plaque chauffante et le traitement thermique pendant quelques minutes. Rapidement après refroidissement, utiliser un scalpel pour découper et prix de la bicouche lamelle-PDMS de la boîte de Pétri. Couper avec des ciseaux si nécessaire.
  4. liaison plasma de l'appareil PDMSet la couche de support pour produire une bonne étanchéité: Conditions idéales instrument spécifique. Par exemple, un four à plasma fonctionnant à 70 W et 40 kHz, dans une atmosphère d'oxygène de 0,2 mbar pendant 40 secondes produit une excellente liaison PDMS-PDMS. Une fois le plasma traité, appuyez sur les deux pièces ensemble et laisser reposer pendant une minute pour coller correctement.
  5. Utiliser un tube en silicone (1,6 mm d'identité; 3,2 mm OD) pour s'interfacer avec des pompes et des seringues.

3. Biomatériaux Modélisation et opérations microfluidiques

Les protocoles de biomatériau in situ structuration, de la culture des neurones et des traitements fluidiques sont illustrés dans la figure 2.

figure-protocol-1
Figure 2. Des protocoles microfluidiques Illustrated. A) PL et PLL-g-PEG motif; ajout de la couche d'adhésion cellulaire (par exemple,PL, vert), avec production d'évaporation de l'eau du masque aligné B) de traitement par plasma atmosphérique de l'air de la PL exposé.; deux broches d'antenne sont utilisés, avec l'antenne d'introduction de plasma illustré avec une étoile rose. C) PBS (bleu) lavage par aspiration est utilisé pour éviter de contaminer la région de plasma traité par PL. D) La livraison de PLL-g-PEG (rouge ) par aspiration à enrober les régions de plasma traité E) cellule de chargement.; formation de réseaux microfluidique simultanée des neurones à deux compartiments d'accompagnement par aspiration, F) médias (perfusion rose) à l'aide d'un flux à entrainement hydrostatique La G) traitements fluidiques isolées.; traitement périphérique d'un agent de test (noir) livré à partir du fond de flanc d'entrée par aspiration et H) de traitement central délivré de l'entrée centrale inférieure par aspiration. Figure et légende reproduites avec la permission de la Royal Society of Chemistry(RSC) 12. Cliquez ici pour agrandir l'image.

Plasma immédiatement après le collage des canaux microfluidiques PDMS sont très hydrophile (angle de contact ≤ 5 °). De telles surfaces sont adaptés à l'adhérence et à la culture de lignées cellulaires telles que les cellules différenciées analogues à des neurones humains SH-SY5Y. Pour la culture ex vivo des neurones primaires et la culture de lignées de cellules précurseurs neuronales telles que la lignée Lund de cellules mésencéphaliques humain (LUHMES) un revêtement de polyamine, soit la polylysine (PL) ou la polyornithine (PO), est nécessaire comme point d'ancrage électrostatique. En plus des protéines d'adhésion comme la laminine ou la fibronectine sont souvent requis que le revêtement de l'intégrine interfaçage. Toutefois, les revêtements PL et PO se lient facilement les neurones, ce qui entrave la distribution microfluidique aux sites de réseau et également imposer des contraintes de cisaillement indésirables. Pour résoudre ce problème biomatériau à la pucestructuration est nécessaire de localiser les matériaux d'adhérence au niveau des sites de piégeage et les microcanaux de excroissance. Cela favorise également le développement des liaisons inter-compartiments et réduit l'enchevêtrement local. Le protocole comprend également l'ajout de matériaux PEG dans les zones voisines pour assurer les protéines et les neurones sont limitées aux endroits désirés pendant une longue culture. Le protocole suivant est décrit dans la figure 3:

figure-protocol-2
Figure 3. L'eau de masquage pour la modélisation biomatériau par pochoir plasma. A) Illustration du processus de masquage de l'eau avec les PDMS micropiliers épingler le ménisque d'eau en place pour pochoir plasma. Courbure du ménisque dans le plan vertical a été négligée. B) de l'eau masque visualisés avec un colorant rouge et positionné par ménisque pmanche. C) Le motif revêtement PL-FITC imagée après plasma pochoir. D) L'addition de protéines de rejet et anti-cellule PLL-g-PEG-TRITC à un PL-FITC revêtement de plasma à motifs. Cela a été utilisé pour l'enregistrement des cellules SH-SY5Y et également pour un motif d'une couche supplémentaire de la fibronectine des cellules LUHMES. Figure et légende reproduit avec la permission de la Royal Society of Chemistry (RSC) 12. Cliquez ici pour agrandir l'image.

  1. masquage de l'eau pour in situ biomatériaux Modélisation par pochoir plasma
    1. Peu de temps après le collage de plasma pipette d'un volume de 0,5 ul de PL ou PO (100 ug / ml dans du PBS 1x) dans l'orifice central inférieur. En quelques secondes, l'ensemble du circuit microfluidique est rempli par capillarité. Laissez agir quelques minutes pour enrober complètement les PDMS surfaces hydrophiles avec le polyamines.
    2. Éliminer les molécules de polyamines non liés par lavage entraîné aspiration-avec 1x PBS (voir figure 2C) pendant 1 min.
    3. Retirez tous PBS à partir des ports et chauffer l'appareil par un éclairage avec un microscope. Cela augmente l'évaporation à partir des ports pour la formation rapide du masque de l'eau. Le masque de l'eau (illustré sur la figure 3A et documentés dans la figure 3B) est établi à l'intérieur de ~ 5 min.
    4. Inspecter le dispositif par microscopie à assurer masquage d'eau est terminée. S'il vous plaît noter structures de réservoir en amont du site de réseau sont incluses dans la conception de masque pour prolonger la stabilité du masque de l'eau (~ 15 min).
    5. Insérer les broches en acier inoxydable dans les ports (figure 2B). Ceux-ci sont utilisés pour coupler le plasma généré par une décharge corona pression atmosphérique à main ou d'un générateur Tesla (par exemple, fonctionnant à 2 MHz, le signal de 30 kV) 19,20 dans les canaux microfluidiques vacants. Pointer le bout de til plasmatique source proche de la pointe d'une épingle et plasma traiter la microcanaux pour ≤ 1 sec. Utilisez conditions de faible éclairage pour observer la structuration de plasma.
    6. Retirer le masque de l'eau avec une étape de lavage. Utilisez aspiration parallèle des 3 ports supérieurs. Utiliser quatre longueurs égales de tubulure en silicone reliés par un adaptateur 4 voies à une pompe d'aspiration pour réaliser une aspiration parallèle. Lancer aspiration et de distribution de PBS dans les 3 ports bas pour attirer PBS dans le circuit microfluidique. De cette manière, un contraste de matériau PDMS-polyamine est produit (voir la figure 3C). Évacuer PBS du circuit microfluidique et laisser reposer pendant plusieurs heures pour le restaurer, état hydrophobe natif. Ceci rend les PDMS entièrement non permissive de l'adhésion cellulaire.
    7. Si, nécessaires matériaux d'adhésion supplémentaires, telles que la laminine ou la fibronectine les étapes suivantes sont nécessaires et doivent être effectuées immédiatement après avoir enlevé le masque de l'eau: la pipette un de volume de 10 ul de la greffe co-polymère de poly-L- Lysine-poly (éthylène glycol) (PLL-g-PEG, 100 pg / ml, dans du PBS) dans les deux canaux de transmission indirecte de fond, suivi par aspiration à partir des canaux supérieurs flanquantes pendant 2 min.
    8. Sans interruption de l'écoulement, enlever l'excès de PLL-g-PEG par échange avec un tampon PBS. Cette sélectivement enrobe les régions non revêtues de polyamine avec le fragment PEG agissant pour empêcher l'adsorption de protéines et l'adhésion cellulaire 17,21.
    9. les protéines d'adhésion comme la laminine ou la fibronectine peuvent ensuite être co-localisées avec le revêtement de poly-amine: Introduire à la pipette volumes de 10 ul de ces protéines de la MEC (typiquement 10 pg / ml) dans tous les trois orifices de fond. Aspirer des trois premiers ports jusqu'à ce que le dispositif est rempli de la solution de protéine et incuber pendant 1 heure pour produire un revêtement de bonne qualité.
    10. Éliminer les protéines en excès par aspiration PBS à partir des 3 ports de fond.
  2. Microfluidique unique neurone rangeant
    1. Prime appareils avec appropriémangé médias. Ajouter des volumes de 20 pi à 3 orifices de fond et par aspiration parallèle à partir des trois ports supérieurs remplir rapidement le circuit microfluidique avec les médias. Utiliser un raccord de tubulure à 4 voies pour coupler les trois orifices supérieurs par l'intermédiaire de tube en silicone de longueur égale à une pompe d'aspiration.
    2. Ajouter 20 ul d'une suspension de cellules désagrégées (1 x 10 6 cellules / ml) à chacun des ports d'entrée (0 flanquantes, dans la figure 1).
    3. Équipé d'une pompe d'aspiration avec un régulateur de débit ou utiliser une seringue pour l'aspiration douce des 3 ports supérieurs. Neurone complet de formation de réseau nécessite généralement 1 min.
    4. Récolter les neurones excédentaires restantes dans les quatre ports d'accompagnement avec une pipette pour rangeant dans des dispositifs microfluidiques ultérieures.
    5. Retirez le tube. Remplissez tous les ports avec les médias et placer l'appareil dans l'incubateur. En quelques heures, les cellules deviennent totalement adhérente sur le modèle biomatériau.
  3. Neuron Culture, sélective traitement fluidique, et Immunostaining
    1. Échanger les médias par perfusion périodique utilisant l'avance hydrostatique (2 mm de différence de hauteur de la colonne est lent approprié).
    2. Alternativement, submerger le dispositif microfluidique dans les médias, d'échanger les médias périodiquement (2-3 jours) avec des cultures de cellules standard.
    3. Fluidiques traitements sélectifs de chaque neurone compartiment de culture ou de l'excroissance des neurites compartiment central sont obtenus comme suit: Distribuer 20 ul de la substance d'essai dans l'orifice de fond du canal d'intérêt, et aspirer de l'orifice au dessus. Pour de longs traitements réduisent le débit à l'aide d'un régulateur de débit et de reconstituer la substance d'essai au besoin.
    4. Protocoles IMMUNOCOLORATION varient pour chaque cible moléculaire et réactifs associés. Afin de lutter contre le risque potentiel de dommages induits par cisaillement aux neurones un débit lent a été utilisé. Il en résulte une augmentation des temps d'application pour perfuser pleinement le système, un allongement des délais de protocole normales. Hyperfusion drostatic utilisant les ports avec différentes hauteurs de la colonne (par exemple, par 2 mm) a été utilisé pour fournir des réactifs. Plus réactif et plus rapide suppression à l'aide d'une pompe peuvent être utilisés pour réduire les délais d'expérimentation. Connectez une pompe d'aspiration pour les trois ports supérieurs à attirer réactifs des 3 ports de fond.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

exploits de masquage de l'eau de surface tension. La tolérance à la pression à l'interface air-liquide échelles inversement avec le rayon de courbure [ figure-results-1 , Produisant des interfaces très stables à des dimensions microfluidiques. Les micropiliers ancrer efficacement le masque de l'eau en place. formation d'un masque de l'eau est conduite par évaporation à partir des ports microfluidiques, avec l'augmentation du taux...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La technique de formation de réseau microfluidique est le premier de son genre qui permet une manipulation simple neurone de précision pour établir cultures minimalistes. Couplé avec la méthode in situ de structuration biomatériau, une approche puissante pour aligner les modèles de cellules avec des structures microfluidiques, ces cultures minimalistes ont des niveaux de connectivité haut de intercompartment à une réduction de l'enchevêtrement local. Ces caractéristiques peuvent être utilisées pour...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Ulrich Marggraf (ISAS) pour SU-8 de fabrication et Maria Becker (ISAS) pour l'imagerie SEM. La recherche a été soutenue financièrement par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG WE3737/3-1), un Bundesministerium für Bildung und Forschung subvention (BMBF 0101-31P6541) et par le Ministerium für Innovation, Wissenschaft und Forschung des Landes Nordrhein-Westfalen. Heike Hardelauf grâce l'École internationale d'études supérieures Leibniz «biologie des systèmes Lab-on-a-Chip» pour un soutien financier.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
PDMS Sylgard 184Dow Corning
PDMS Elastosil RT 601Wacker
Coverslips VWR630-1590130-160 mm d’épaisseur
3 mm poinçons de biopsieKai MedicalManipuler avec soin - extrêmement tranchant
Tube TygonFisher ScientificS-50-HL1,65 mm ID ; 3,35 mm OD
1 ml seringue ( Inkjekt et Omnifix)Braun6064204
Connecteur de tube 4 voiesVWR ou Fisher Scientific
Régulateur de débitHarvard Appareil722645
broches de 0,5 mmDépartements
PLL-g-PEGSuSoSPLL(20)-g[3.5]-PEG(5)La stabilité en stockage peut être un problème
poly-D-lysineSigma-AldrichP6407
Polylysine-FITCSigma-AldrichP3069
PolyornithineSigma-AldrichP4957
FibronectineSigma-AldrichF2006
LamininSigma-AldrichL2020
PBSSigma-AldrichP4417
Microscope à fluorescence inversée
Exemple de pompe d’aspirationKNF Neuberger, LaboportN811KVP
Appareil à décharge corona portatifLeybold-Heraeus, USAVP23Peut ne pas être conforme aux normes de sécurité de votre pays
Four à plasma femtoDiener Electronic
Dessiccateur sous vide ou centrifugeuse
de couture

Références

  1. Campenot, R. B. Local control of neurite development by nerve growth factor. Proc Natl Acad Sci USA. 74 (10), 4516-4519 (1997).
  2. Campenot, R. B. Development of sympathetic neurons in compartmentalized cultures. I. Local control of neurite growth by nerve growth factor. Dev Biol. 93 (1), 1-12 (1982).
  3. Taylor, A. M., et al. Microfluidic multicompartment device for neuroscience research. Langmuir. 19, 1551-1556 (2003).
  4. Taylor, A. M., et al. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nat Methods. 2 (8), 559-565 (2005).
  5. Kilinc, D., et al. Wallerian-like degeneration of central neurons after synchronized and geometrically registered mass axotomy in a three-compartmental microfluidic chip. Neurotox. Res. 19, 149-161 (2011).
  6. Li, L., et al. Spatiotemporally controlled and multifactor involved assay of neuronal regeneration after chemical injury in an integrated microfluidics. Anal. Chem. 84 (15), 6444-6453 (2012).
  7. Kim, Y. T., Karthikeyan, K., Chirvi, S., Dave, D. P. Neuro-optical microfluidic platform to study injury and regeneration of single axons. Lab Chip. 9, 2576-2581 (2009).
  8. Hellman, A. N., et al. Examination of axonal injury and regeneration in micropatterned neuronal culture using pulsed laser microbeam dissection. Lab Chip. 10 (16), 2083-2092 (2010).
  9. Kunze, A., et al. Co-pathological connected primary neurons in a microfluidic device for Alzheimer studies. Biotechnol. Bioeng. 108 (9), 2241-2245 (2011).
  10. Liu, W. W., Goodhouse, J., Jeon, N. L., Enquist, L. W. A microfluidic chamber for analysis of neuron-to-cell spread and axonal transport of an alpha-herpesvirus. PLoS One. 3 (6), (2008).
  11. Markus, A., et al. Varicella-Zoster virus (VZV) infection of neurons derived from human embryonic stem cells: Direct demonstration of axonal infection, transport of VZV, and productive neuronal infection. J. Virol. 85 (13), 6220-6233 (2011).
  12. Dinh, N. D., et al. Microfluidic construction of minimalistic neuronal co-cultures. Lab Chip. 13 (7), 1402-1412 (2013).
  13. Tan, W. H., Takeuchi, S. A trap-and-release integrated microfluidic system for dynamic microarray applications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (4), 1146-1151 (2007).
  14. Frimat, J. -P., et al. A microfluidic array with cellular valving for single cell co-culture. Lab Chip. 11 (2), 231-237 (2011).
  15. Di Carlo, D., Aghdam, N., Lee, L. P. Single-cell enzyme concentrations, kinetics, and inhibition analysis using high-density hydrodynamic cell isolation arrays. Anal. Chem. 78 (14), 4925-4930 (2006).
  16. Frimat, J. P., et al. The network formation assay: A spatially standardized neurite outgrowth analytical display for neurotoxicity screening. Lab Chip. 10, 701-709 (2010).
  17. Hardelauf, H., et al. High fidelity neuronal networks formed by plasma masking with a bilayer membrane: analysis of neurodegenerative and neuroprotective processes. Lab Chip. 11 (16), 2763-2771 (2011).
  18. Whitesides, G. M., et al. Soft lithography in biology and biochemistry. Annu. Rev. Biomed. Eng. 3, 335-373 (2001).
  19. Haubert, K., Drier, T., Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab Chip. 6, 1548-1549 (2006).
  20. Frimat, J. P., et al. Plasma stencilling methods for cell patterning. Anal. Bioanal. Chem. 395 (3), 601-609 (2009).
  21. Huang, N. P., et al. Poly(L-lysine)-g-poly(ethylene glycol) layers on metal oxide surfaces: surface-analytical characterization and resistance to serum and fibrinogen adsorption. Langmuir. 17, 489-498 (2001).
  22. Li, N., Folch, A. Integration of topographical and biochemical cues by axons during growth on microfabricated 3-D substrates. Exp. Cell Res. 311 (2), 307-316 (2005).
  23. Huang, L. R., Cox, E. C., Austin, R. H., Sturm, J. C. Continuous particle separation through deterministic lateral displacement. Science. 304 (5673), 987-990 (2004).
  24. Yang, Z., et al. A review of nanoparticle functionality and toxicity on the central nervous system. J. R. Soc. Interface. 7, (2010).
  25. Brenneman, K. A., et al. Direct olfactory transport of inhaled manganese ((MnCl2)-Mn-54) to the rat brain: Toxicokinetic investigations in a unilateral nasal occlusion model. Toxicol. Appl. Pharm. 169 (3), 238-248 (2000).
  26. Magalães, A. C., et al. Uptake and neuritic transport of scrapie prion protein coincident with infection of neuronal cells. J. Neurosci. 25 (21), 5207-5216 (2005).
  27. Diogenes, M. J., et al. Extracellular alpha-synuclein oligomers modulate synaptic transmission and impair LTP via NMDA-receptor activation. J Neurosci. 32 (34), 11750-11762 (2012).
  28. Egger, B., et al. In vitro imaging of primary neural cell culture from Drosophila. Nat. Protoc. 8 (5), 958-965 (2013).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Mise en réseau de cellules uniquesdispositif microfluidiquecollage plasmamotif de polylysinemasquage à l'eaucroissance neuritiquemoulage PDMSremplissage capillairetraitement sélectif
Préparation de neurones co-cultures avec l'unité portable de précision
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.