Réponses vessie distension évoqués viscéromotrice comme modèle pour douleur à la vessie chez la souris

Résumé

Environ 3 à 8.000.000 de personnes aux Etats-Unis souffrent d'un syndrome interstitiel de cystite douleur / de la vessie (IC / BPS), une maladie débilitante caractérisée en partie par des douleurs pelviennes. Afin d'étudier le système nerveux contributions à la condition, un modèle physiologique de la douleur de la vessie est utilisé chez les souris et les rats.

Résumé

Environ 3 à 8.000.000 de personnes aux Etats-Unis souffrent du syndrome de la cystite / de la douleur de la vessie interstitielle (CI / BPS), une maladie débilitante caractérisée par une augmentation urgence et la fréquence des mictions, ainsi que la nycturie et les douleurs pelviennes général, en particulier lors du remplissage de la vessie ou miction. Malgré des années de recherche, la cause de l'IC / BPS reste insaisissable et stratégies de traitement sont incapables de fournir un soulagement complet aux patients. Afin d'étudier le système nerveux contributions à la condition, de nombreux modèles animaux ont été développés pour simuler la douleur et les symptômes associés à IC / BPS. Un tel modèle murin est urinaire distension de la vessie (DLC). Dans ce modèle, l'air comprimé d'une pression spécifique est fourni à la vessie d'un animal anesthésié légèrement sur une période de temps définie. Tout au long de la procédure, les fils dans les muscles abdominaux obliques supérieures enregistrer l'activité électrique du muscle. Cette activité est connue comme la réponse viscéromotrice (VMR) et isa mesure fiable et reproductible de la nociception. Ici, nous décrivons les étapes nécessaires pour effectuer cette technique chez des souris dont les manipulations chirurgicales, de l'enregistrement physiologique, et l'analyse de données. Avec l'utilisation de ce modèle, la coordination entre les neurones sensoriels primaires, la moelle épinière afférences secondaires et les zones du système nerveux central supérieurs impliqués dans la douleur de la vessie peut être démêlé. Ces connaissances de base de la science peut être cliniquement traduit pour traiter les patients souffrant d'IC ​​/ BPS.

Introduction

La douleur chronique est officiellement définie comme une douleur qui persiste pendant environ trois mois, ou pour plus longtemps que le temps de guérison des tissus normaux ^1. Ce type de douleur est l'une des principales raisons que les gens sont poussés à chercher l'attention médicale ² et peut coûter jusqu'à 635 milliards de dollars par an ^3. Stratégies douleur chronique actuelle d'adaptation sont considérés comme archaïque; après des décennies de progrès de la médecine, les AINS (anti-inflammatoires non stéroïdiens) et les opioïdes sont encore les traitements primaires prescrits par les médecins. Toutefois, ces traitements visent tous les différents types de douleur de la même manière, en fournissant des effets analgésiques sur tout le corps plutôt que de se concentrer spécifiquement sur la cause de cet incident de la douleur exacte. Afin de mieux aider ceux qui souffrent de douleur chronique, l'attention de la recherche devrait être déplacé vers l'étiologie et les traitements spécifiques à la douleur possibles associés à des causes les plus fréquentes de douleur chronique. Le but de ce manuscript est de décrire un modèle utilisé pour mieux comprendre une maladie appelée syndrome de la cystite interstitielle / douloureuse de la vessie (IC / BPS).

IC / BPS est une condition débilitante qui affecte des millions de personnes, principalement des femmes âgées de plus de 40 ^4. Les causes exactes de IC / BPS ne sont pas connus, mais la prévalence a été liée à la génétique ^5, les régimes alimentaires spécifiques, et des niveaux élevés de stress ⁶ . Les symptômes de l'IC / BPS comprennent, mais ne sont pas limités à: l'urgence accrue d'uriner, mictions plus fréquentes, des douleurs, perçage, ou une sensation de brûlure lors du remplissage de la vessie et la miction, nycturie et ^7. Les patients souffrant de ces conditions ont des niveaux de stress plus élevés et sont plus anxieux ^8. Cette augmentation des résultats de stress augmentation de la douleur, ce qui augmente le niveau de stress d'origine. Des études ont montré que les niveaux de dépression et d'anxiété diminuent traitements suivants qui soulagent la douleur urinaire, ainsi briser efficacement ce cycle à rétroaction positive ^{9. L'un des défis de la découverte de nouveaux traitements pour IC / BPS a été le manque de compréhension de la science de base de la douleur de la vessie.}

Afin d'étudier le système nerveux contributions à la condition, de nombreux modèles animaux ont été développés pour simuler la douleur et les symptômes associés à IC / BPS. Traditionnellement, la cystite a été recréé dans les animaux avec l'introduction de divers produits chimiques tels que l'huile de moutarde, l'acétone, le lipopolysaccharide, l'acide chlorhydrique, et le cyclophosphamide dans la vessie. Toutefois, aucun des agents étrangers sont présents dans l'urine stérile des patients IC / BPS, remettant ainsi en question la validité de ces modèles. Un autre modèle murin de la douleur urologie est la distension de la vessie (DLC) ^10. Dans ce modèle, l'air comprimé d'une pression spécifique est fourni à la vessie d'un animal éveillé ou anesthésié légèrement sur une période de temps définie. Tout au long de la procédure, fils dans le dossier muscles abdominaux activité électrique obliquetion du muscle (avec un électromyogramme (EMG)). Cette activité est connue comme la réponse viscéromotrice (VMR) et est fiable, reproductible mesure de nociception ^10. Similaire distension des organes creux (par exemple, la vessie, rectum) chez des volontaires humains en bonne santé produit des sentiments d'inconfort et de l'augmentation significative de la douleur rapporté ^11,12, traits qui sont souvent utilisés pour diagnostiquer IC / BPS. Ainsi, en conjonction avec des procédés électriques, pharmacologiques, et optogénétiques de stimulation ou d'inhibition, UBD est un modèle utile pour la compréhension et valide à la fois les composants du système nerveux périphérique et central de la nociception et la douleur de la vessie.

Ici, nous décrivons la procédure de DLC comme il est actuellement utilisé dans notre laboratoire dans les membres féminins de la souche de souris commune, C57BL/6J. En raison de difficultés dans le processus de cathétérisation mâles, cette procédure est réalisée principalement chez les souris femelles. Ce protocole a été adapté à partir de celui développé par Ness et al ^10. et déjà publié de notre laboratoire ^13. Le protocole suivant décrit quatre composants principaux de ce modèle chez l'animal anesthésié: (1) la vessie cathéter et de la chirurgie de l'électrode d'enregistrement (2) induction de l'anesthésie partielle (3) distension de la vessie et de l'enregistrement VMR, et (4) l'analyse des données de traces premières VMR / EMG . Des différences subtiles dans la procédure DLC-VMR en raison de choix de l'organisme, la profondeur de l'anesthésie et de l'induction, et la température corporelle sont discutés ci-dessous.

Protocole

Le protocole suivant a été approuvée par l'établissement de soins et d'utilisation des animaux à l'Université Duquesne Comité et est conforme aux lignes directrices des Instituts nationaux de la santé.

1. L'implantation chirurgicale de fil électrodes et vessie cathéter utilisant des techniques stériles (temps total 5-10 min)

1. Les éléments suivants doivent être préparés avant la chirurgie de départ:
   1. Surveiller activement et d'ajuster la température du corps à 37,5 ± 0,5 ° C en utilisant le système de contrôle de température avec un coussin chauffant fonctionnant sur batterie et la sonde de température du corps de l'animal (liste des matières) Connecter le système automatique d'une lampe de chaleur de faible puissance pour un contrôle supplémentaire de la température du corps.
   2. Equipement nécessaire pour l'isoflurane comprend l'air comprimé (par exemple 100% de O _2), vaporisateur isoflurane, l'isoflurane, chambre d'induction isoflurane (pour abattre initiale), ogive, et le système d'échappement.
   3. Assemblez ee des instruments appropriés de chirurgie, cathéter IV, et des électrodes (Liste Matériaux)
2. Provoquer état d'anesthésie dans la chambre d'induction à 2-3% d'isoflurane. Retirez la souris de la chambre quand réflexe de redressement est perdu (0-1 min).
3. Placez la souris dans le nez cône avec 2-2,5% d'isoflurane. Pincez orteil pour vérifier l'anesthésie complète. Il devrait y avoir aucune réponse de l'animal. Lancement d'une temporisation.
4. Placez une goutte de pommade ophtalmique sur chaque oeil de la souris.
5. Tournez la souris sur la face dorsale est donc orientée vers le bas.
6. Insérer le cathéter à travers l'urètre et dans la vessie.
7. Trempez cathéter lubrifiant chirurgicale pour lubrifier cathéter.
   1. Tirez doucement sur l'ouverture de l'urètre avec des pinces pointues perpendiculaires au corps de l'animal. En maintenant le cathéter avec la 2 ^ème ensemble de pinces, introduire doucement extrémité de cathéter dans l'urètre à un angle perpendiculaire au corps de l'animal.
   2. Lorsque le cathéter est entré dans l'urètre ~ 2.1 mm, ajuster doucement le cathéter de sorte qu'il est maintenant parallèle au corpsvisant vers la tête. Ce mouvement est nécessaire pour éviter l'os du pubis.
   3. Poussez doucement le cathéter vers le corps de la souris. Le cathéter doit glisser dans la cavité du corps en douceur et sans résistance. Ne pas forcer cathéter. Si cathéter n'entre pas en douceur, revenir à la position du cathéter perpendiculaire et recommencer.
   4. Avec cathéter complètement insérée dans la vessie, appuyez doucement sur l'abdomen de la souris pour expulser le contenu de la vessie. Retirer toute l'urine de cathéter en poussant un petit morceau de serviette en papier dans l'ouverture du cathéter. Lorsque serviette en papier est trempé d'urine, de remplacer. Retirer urine en permanence tout au long du protocole restant, y compris lors des expériences de distension de la vessie (voir Protocole 3 ci-dessous.)
8. Insérez deux fils d'argent dans les muscles abdominaux gauche et un fil d'argent dans la poitrine (comme un motif.)
   1. Utilisez de l'alcool ou de l'iode pour désinfecter la zone latérale à droite du cathéter (côté gauche du corps de l'animal.)
   2. Exposer muscle abdominal gauche.
      1. Maintenez la peau près de muscle abdominal gauche avec une pince. Faire une petite incision de 1-2 cm avec des ciseaux chirurgicaux moyennes.
      2. Insérer la pointe de ciseaux dans l'incision et d'élargir délicatement incision de 2 cm.
      3. Utilisez une pince pour déplacer fascia recouvrant d'exposer supérieure des muscles abdominaux obliques. Veillez à ne pas couper / déchirer l'un des principaux vaisseaux sanguins qui se trouvent dans cette région.
   3. Pliez trois fils d'argent dans la moitié. Utilisez forte aiguille de 21 G de prendre une petite bouchée du muscle. Ensuite, appuyez aiguille dans le muscle. Lors de l'insertion dans le muscle attention à ne pas percer tous les organes internes ou provoquer des dommages inutiles au muscle.
   4. Collez une extrémité libre d'un fil d'argent dans l'ouverture de l'aiguille 21 G. Tirez doucement l'aiguille à travers le muscle de tirer le fil d'argent par la piqûre de muscle. Lorsque l'aiguille est libre de muscle, tirez doucement sur le fil d'argent par le muscle jusqu'à ce que la boucle dans le fil est aligné avec lemorsure de muscle.
   5. Répétez les étapes 1.7.3-1.7.4 deuxième fil de muscle. Ce fil doit être placé ~ 0,5 cm à partir du premier fil de muscle. Il est important que les deux fils ne se touchent pas après l'insertion.
   6. Insérez le troisième fil d'argent (masse) dans le coffre inférieur au cœur.
      1. Utilisez forte aiguille de 21 G de prendre une petite bouchée de la peau (il n'est pas nécessaire de faire une incision ou raser la peau) et pousser l'aiguille à travers la peau.
      2. Insérer le fil d'argent comme décrit ci-dessus et tirez à travers la peau.
9. Placer une petite quantité de 37,5 ° C de l'huile minérale stérile sur les muscles exposés pour les garder humides et tirez la peau sur le muscle autant exposés que possible.
10. Injecter 0,5 ml de solution saline sous-cutanée pour aider à maintenir les niveaux de liquides pendant les étapes ultérieures.
11. Roulez doucement animaux sur côté de sorte que la température du corps peut être facilement mis à jour.

2. Anesthésie partielle procédure par étapes vers le bas (Total Durée ~ 75 min)

Le protocole d'anesthésie qui suit a été approuvé par la institutionnel de protection et d'utilisation des animaux à l'Université Duquesne Comité et est conforme aux lignes directrices des Instituts nationaux de la santé.

1. Immédiatement après la section I (ci-dessus) est complète, l'isoflurane inférieure à 1,5%. Tenir à ce niveau pendant 15 minutes.
2. Lower isoflurane tels que l'animal est anesthésié partiellement.
   1. Basse isoflurane par 0,125% toutes les 15 min jusqu'à ce que des expositions d'animaux une réponse de flexion de pincement de l'orteil, mais ne pas vocaliser ou déplacer autrement.
   2. En général, un niveau de 0,8-1,0% d'isoflurane est optimale, mais les niveaux peuvent varier en raison de différences dans les configurations d'anesthésie. Vocalisation et / ou la marche sont des événements extrêmement rares où l'anesthésie est au bon niveau.

. 3 électromyogramme (EMG) l'enregistrement Pendant distension de la vessie avec pressions Graded (15-75 mmHg) de (durée totale - variable selon expérience)

1. Configurez les éléments suivants pour l'enregistrement EMG et distension de la vessie:
   1. Configuration d'un amplificateur, un convertisseur analogique-numérique, et le logiciel d'enregistrement. Dans cette configuration, le numériseur a une entrée de l'amplificateur et de deux entrées pour le régulateur de pression (pression et entrées des marqueurs de relance, voir ci-dessous la section 3.1.2). Configuration matérielle et logicielle exacte est personnalisable (voir la liste des matériaux pour des instructions spécifiques).
   2. Installation d'un système pour fournir des rafales spécifiques de pression d'air à l'animal. Ce système est désigné comme le "régulateur de pression synchronisée» dans le protocole suivant. Il permet la livraison de pression automatisé, y compris la numérisation de la pression de l'air, le contrôle de la longueur du procès, l'automatisation intervalle entre les essais, le contrôle de nombre de procès et de relance signal numérique apparition (voir Anderson et al. ¹⁴ pour schématique d'un régulateur de pression chronométré).
2. Connecter tous les fils conducteurs de la souris (2 fils abdominaux + 1 fil de terre) à l'amplificateur et lenumériseur et commencer signal d'EMG d'enregistrement dans le logiciel de numérisation. Remarque ce temps "Write" est sélectionné dans le logiciel de numérisation.
3. Retirer la serviette de papier de sonde urinaire. Connectez cathéter à un tube d'air (de régulateur de pression chronométré.)
4. Livrer un seul essai de 20 secondes à une pression de 60 mmHg distension.
   1. Réglez le régulateur de débit à 60 mmHg (contrôle de pression en utilisant un sphygmomanomètre analogique.)
   2. Régler le régulateur de pression temporisé pour fournir un intervalle de pression préalable de 20 sec (ce sera le signal de stimulus 2V enregistrée dans un logiciel de convertisseur analogique-numérique), suivie d'une impulsion de pression de distension de 20 sec.
   3. Lancer le procès (intervalle de pression préalable + procès de distension de pression). Lorsque le procès de pression réelle commence, doubler vérifier la pression en utilisant les 3 tensiomètres connectés au système.
   4. Au cours du procès de distension de pression, un signal EMG forte (> 0,5 V) doit être observée pendant et éventuellement après la distension sec 20. L'animal peut présenter abdominauxmouvement nal, mais l'animal ne doit pas vocaliser ou autrement déplacer. Bien que rare, si des mouvements anormaux ou vocalisations sont observées, augmenter le niveau de l'isoflurane.
5. Si la mmHg distension 1 ^er 60 produit un signal EMG échéant, répétez l'étape 3.4 deux fois avec un intervalle intertrial de 1-2 min.
6. Lors de la réception des signaux forts des trois 60 mmHg essais, effectuer distentions expérimentales.
   1. De nombreuses études utilisent des distensions progressives à partir de basse pression (10-15 mmHg) et de travailler jusqu'à des pressions nocives (75-80 mmHg) en 10-15 incréments de mmHg. Voir résultats représentatifs ci-dessous par exemple des traces à des pressions différentes.
   2. Essais typiques comprennent un intervalle de 20 secondes de pression préalable, un essai de distension de pression de 20 sec, et un intervalle intertrial 1-2 min.
   3. Effectuer trois distentions à chaque pression, puis la moyenne dans les trois essais (pour obtenir une réponse viscéromotrice unique pour chaque pression). Dans un autre procédé, la perform cinq distensions à chaque pression, jeter les essais de haute et basse, puis la moyenne des trois autres réponses.
7. Distensions fois expérimentales sont terminées, arrêter l'enregistrement, enregistrez le fichier de l'expérience, et le sacrifice des animaux selon les méthodes approuvées.

4. Analyse des traces Raw EMG

1. L'analyse des réponses de viscéro (c.-à-enregistrements EMG) sont facilement fait en utilisant le logiciel de bord numériseur ou par un programme tiers (liste des matières) Les instructions suivantes sont des instructions générales qui pourraient être utilisés pour analyser ces données en utilisant plusieurs programmes ou d'utiliser l'analyse manuelle .
2. Pour exporter EMG, la pression, et les données de signaux de stimulation à partir du logiciel de numérisation ne le texte suivant:
   1. Ouvrez le fichier expérimental.
   2. Cliquez sur "Fichier", "Exporter comme".
   3. Modifier le type de fichier "texte de tableur (. Txt)," le nom du fichier et cliquez sur "Enregistrer".
   4. Dans le pofenêtre de p-up, changer le taux d'échantillonnage de sortie de "1000," changer l'heure de début de la collecte des données de moment a commencé et modifier l'heure de fin de "MaxTime ()." Cochez la case marquage "sortie de décalage dans le temps si la première ligne est un 0,0 s, "et cliquez sur" OK ".
   5. Les données vont maintenant être exportés dans un fichier texte qui peut être ouvert dans une variété de programmes. Le fichier doit contenir quatre colonnes (minuterie, VMR (EMG), pression, stimulation).
3. Pour chaque animal expérimental testé, effectuer les opérations mathématiques suivantes.
   1. Corriger le signal EMG pour le jeu par le calcul de la valeur absolue de chaque moment ensemble des données.
   2. Déterminer la réponse EMG moyenne au cours de la section de fond de l'expérience.
   3. Soustraire cette réponse EMG de fond moyenne de tous les points de données supprimées dans l'expérience pour obtenir de fond corrigée ensemble de données.
   4. Déterminer l'aire sous la courbe (AUC) pour chaque pré 20 secintervalle de pression dans le fond de l'ensemble de données corrigées.
   5. Déterminer l'AUC pour chaque essai de distension de pression de 20 secondes en arrière-plan corrigé ensemble de données.
   6. Diviser chaque essai AUC de distension de pression (obtenu à l'étape 4.3.5) par le bas intervalle de pression préalable AUC de toute l'expérience (obtenu à l'étape 4.3.4.). C'est l'ASC normalisée et fond corrigée pour chaque essai complet de la distension de pression.
4. Pour chaque animal expérimental, la moyenne de plusieurs essais normalisés d'une seule pression pour obtenir la VMR normalisée en Volts * s (Vsec).
5. Effectuez les statistiques appropriées sur les données en fonction de la conception expérimentale.

Résultats

Une illustration de la configuration d'ensemble UBD-VMR peut être vu sur la figure 1A. L'augmentation des stades de pression induisent une augmentation de la VMR brut (c.-à-EMG) (figure 1B). L'VMR brute, la pression, et le signal de marqueur de stimulus qui doit être observée pendant l'enregistrement en utilisant un logiciel de convertisseur analogique-numérique peut être vu dans la figure 2. L'canal haut vu dans La figure 2...

Discussion

Chez l'homme, le syndrome de la douleur cystite / de la vessie interstitielle (CI / BPS) représente un problème clinique important parce que les patients ont une douleur débilitante qui est souvent insensible au traitement de la douleur régulière ^15. L'un des principaux défis dans la compréhension et le traitement en fin de compte la douleur chronique de la vessie est de comprendre les processus neuronaux normaux qui sont impliqués dans la réponse à la distension de la vessie nocive. Afin de surmonter...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Couverture chauffante infrarouge et système de surveillance	Kent Scientific	Right-Temp System  ;	Ce système est configuré pour surveiller deux températures distinctes. Cela devrait inclure l’animal et la couverture chauffante. De plus, le système peut ajuster automatiquement la température pour maintenir une température définie. Cependant, cette fonction automatique produit des interférences électriques pendant l’enregistrement EMG et doit être désactivée. Kent peut fournir une batterie pour le coussin chauffant à utiliser pendant la partie enregistrement riEMG de l’expérience.
Vaporisateur d’isoflurane	Draeger	Vapor 19.1	N’importe quel vaporisateur d’isoflurane fonctionnera, mais il est utile d’en avoir un qui a plusieurs encoches entre 0 et 2 % d’isoflurane.
Isoflurane	multiples	n/a
100 % Réservoir d’air d’oxygène	sources multiples	n/a	Pour la ventilation des animaux
Qualité respiratoire de l’air	sources multiples	n/a	Pour la distension de la vessie
24 G 0,56 dans cathéter IV	BD Biosciences  ;	381411	Pour le cathétérisme vésical
Surgilube (stérile)	Savage Laboratories	0281-0205-02	N’importe quel lubrifiant de qualité chirurgicale fonctionnerait bien.
Huile minérale (stérile)	sources multiples	n/a
Saline (stérile)	sources multiples	n/a
AG8W Fil d’argent, 2 m, 0,20 mm (.008 in) D, L, sans isolation  ;	Warner Instruments	W4 64-1318  ;	N’importe quel fil d’argent avec ces spécifications fonctionnera.  ; Le fil n’a pas besoin d’être « chloré ».Pommade
ophtalmique	sources multiples	n/a
Petits ciseaux chirurgicaux	sources multiples	n/a
Pince tranchante	sources multiples	n/a
21 G Aiguille	sources multiples	n/a
P511 avec câble d’entrée à 3 broches	Grass Instruments	P511 ( F-P5IC3/REV1)	Il s’agit de « l’amplificateur » utilisé dans le protocole. Amplificateur avec les réglages suivants : Calibrateur = 1 mV ; Lo freq = 300 Hz ; Amplification = 20 ; Hi freq = 10 kHz ; Filtre de ligne = dans.
Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (ou équivalent)	Cambridge Electronic Design	1401 Plus	Il s’agit du « numériseur » utilisé dans le protocole. D’autres systèmes de numérisation de WINDAQ ou d’autres sociétés fonctionneraient bien ; Besoin d’entrées pour le signal de pression, l’EMG et le signal de stimulus.
Logiciel CED Spike2	Cambridge Electronic Design	Spike 2	Il s’agit du « logiciel numériseur » utilisé dans le protocole. Doit provenir du même fabricant que le numériseur.  ; Le programme doit être configuré avec 3 canaux pour la pression (échelle 0-100 mmHg), le signal EMG (généralement plage -5 à +5 V) et la plage du marqueur de stimulus (0-2 V).
Organigramme du réservoir d’air au cathéter de vessie	n/a n	/a	Séquence des raccordements du réservoir d’air sous pression à la vessie d’animal :  ; Réservoir d’air jusqu’au tube de 1/4 po jusqu’au débitmètre Gilmont jusqu’au connecteur en Y. Branche 1 du connecteur en Y vers le tensiomètre.  ; Dérivation 2 vers une entrée unique sur la vanne gang à 4 voies vers la sortie de la vanne à 4 voies vers le régulateur de pression temporisé vers le tube 3/32 du régulateur de pression temporisé au connecteur 2ème y (branche 1 vers le tensiomètre) avec dérivation 2 vers tube 3/32  ; à un 3ème connecteur Y.  ; La branche 1 du connecteur en Y est reliée à un 3e tensiomètre et la branche 2 au cathéter de la vessie animale.
Débitmètre Gilmont  ;	Gilmont	GF8321-1401	marques de débitmètres fonctionneront.  ; Pour l’air de distension de la vessie, le débitmètre doit être capable de supporter des pressions élevées (comme ce compteur Gilmont).  ; Pour l’air respirable, le débit doit être réglable à 100 ml/min (le débit typique de la souris est de 500 à 1 000 ml/min).  ;
Vanne Gang 4 voies	Elite		Il s’agit d’un équipement spécifique.  ; La vanne Elite est conçue pour les aquariums à basse pression d’air. Dans la configuration de distension de la vessie, cette soupape agit comme une soupape de sécurité en cas de pics de pression. Une pression trop élevée lors de la première mise en marche du réservoir endommagera le transducteur de pression dans le régulateur de pression temporisé et/ou les tensiomètres. De plus, en fournissant une petite quantité de fuite dans le système, cette vanne facilite le réglage de la pression entre 10 et 80 mmHg.   ;
Tube 1/4 po sources	multiples	n/a
Tube 3/32 pouce sources	multiples	n/a
Connecteurs « Y » (1/4 et 3/32 po)	sources multiples	n/a
Tensiomètre	CVS		Tout tensiomètre analogique d’une pharmacie fonctionnera pour cette application.  ;   ;
Il			s’agit d’une machine construite sur mesure (Université de Washington à St. Louis, atelier d’usinage) qui permet une distribution automatisée de la pression, y compris la numérisation de la pression d’air, le contrôle de la durée de l’essai, l’automatisation de l’intervalle entre les essais, le contrôle du numéro d’essai et le signal numérique de début du stimulus. Cependant, les composants de base du système (pression activée et désactivée pendant une période d’essai donnée) pouvaient être contrôlés à l’aide d’un simple interrupteur en ligne marche/arrêt.   ; Un tel contrôle analogique d’un essai nécessiterait des paramètres d’analyse supplémentaires (voir Protocole 4).  ; De plus, il faudrait attribuer manuellement la pression en fonction du tensiomètre analogique lors de l’analyse des données.   ;
IGOR Pro	Wavemetrics	n/a	Pour l’analyse du signal EMG. De nombreux types de logiciels différents peuvent être utilisés pour l’analyse des données dans ces expériences.