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Imagerie non invasive et analyse des ischémie cérébrale chez les rats de vie en utilisant la tomographie par émission de positons avec

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DOI :

10.3791/51495

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28 décembre 2014

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1W. M. Keck Center for Transgene Research, University of Notre Dame, 2Department of Chemistry and Biochemistry, University of Notre Dame, 3Notre Dame Integrated Imaging Facility, University of Notre Dame, 4Department of Biological Sciences, University of Notre Dame, 5Harper Cancer Research Institute, University of Notre Dame

Dans cet article

Résumé

Les lésions cérébrales résultant d’une ischémie cérébrale peuvent être imagées de manière non invasive et étudiées chez le rat à l’aide d’une tomographie par émission de positrons préclinique couplée à la sonde radioactive injectable, le 18F-fluorodésoxyglucose. De plus, l’utilisation d’outils logiciels modernes qui incluent des modèles de volume d’intérêt (VOI) pour le cerveau augmente considérablement les informations quantitatives recueillies dans le cadre de ces études.

Résumé

L'AVC est la troisième cause de décès chez les Américains de 65 ans ou plus 1. La qualité de vie des patients qui souffrent d'un AVC ne parvient pas à revenir à la normale dans une grande majorité des patients 2, ce qui est principalement dû au manque actuel de traitement clinique d'un AVC aigu. Cela nécessite de comprendre les effets physiologiques de l'ischémie cérébrale sur les tissus du cerveau au fil du temps et ce est un domaine de recherche important actif. À cette fin, des progrès ont été réalisés expérimentale utilisant des rats comme un modèle préclinique d'accident vasculaire cérébral, en particulier, en utilisant des méthodes non-invasives telles que 18 F-fluorodésoxyglucose (FDG) couplée à la tomographie par émission de positons (TEP) imagerie 3,10,17. Ici, nous présentons une stratégie pour induire une ischémie cérébrale chez des rats par occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCAO) que l'ischémie cérébrale imite focale chez l'homme, et de l'imagerie ses effets sur 24 heures en utilisant le FDG-PET couplée avec X-ray tomodensitométrie (TDM) avec un Albira PInstrument ET-CT. A VOI atlas modèle a été ensuite fusionnés aux données de rat cérébraux pour permettre une analyse impartiale du cerveau et de ses sous-régions 4. En outre, un procédé de visualisation en 3D de l'évolution dans le temps FDG-PET-CT est présentée. En résumé, nous présentons un protocole détaillé pour initier, quantifier et visualiser un épisode d'AVC ischémique induite dans une vie rat Sprague-Dawley en trois dimensions à l'aide de la TEP-FDG.

Introduction

L'AVC est une des principales causes de décès dans les pays développés, et est directement responsable de la mort de 1 sur 19 Américains 1. Il a été estimé qu'environ 795 000 Américains l'expérience d'AVC chaque année, dont 87% d'entre eux sont de nature ischémique 5. Lors d'un événement ischémique, apport continu d'oxygène et de glucose dans les neurones corticaux est sévèrement altérée induire un environnement hypoxique, ce qui conduit à une diminution de la fonction cellulaire dans les régions affectées du cerveau. En fonction de la gravité de l'accident vasculaire cérébral, le débit sanguin cérébral et l'absorption du glucose varie spatialement et temporellement.

Les dommages dus à l'AVC peut être identifié grâce à des méthodes non invasives, comme 18 F-fluorodésoxyglucose (FDG) tomographie par émission de positrons 6. FDG est un analogue de glucose où le groupe hydroxyle en position 2 'a été remplacée par la tomographie par émission de 18 F isotope. 18 F est advantageous en raison de sa longue demi-vie de 110 minutes, lui permettant d'être utilisé pour détecter la consommation de glucose dans le cerveau. FDG PET produit une carte à haute résolution quantitative de la consommation de désoxyglucose dans le cerveau que 7 18 F tend à se accumuler dans les régions de forte consommation de glucose, ce qui indique que ces tissus sont très métaboliquement active 8. Le noyau 18 F subit désintégration bêta, libérant un positron, qui annihile rapidement avec un électron à proximité, la production de rayons gamma, qui sont détectées par l'instrument. Scans FDG PET peuvent être répétées dans le même individu avec au moins 10 F 18 demi-vies, soit environ 18 heures, entre des recherches, fournissant ainsi un moyen d'étudier les changements dans l'activité cérébrale au fil du temps chez le même individu.

Modèles animaux précliniques, tels que les rats, sont souvent utilisés pour évaluer les effets des accidents vasculaires cérébraux et l'efficacité des traitements de l'AVC. Depuis FDG est non invasif, il peut être utilisé pour mesurerles séquelles d'un AVC au cours du temps sans perturber la physiologie de l'animal. Selon le lieu de l'événement de course, les différentes régions du cerveau peuvent être affectées. Cependant, avec de petits animaux tels que le rat, la définition et la quantification de l'activité manuellement dans des régions spécifiques du cerveau de rat peut être difficile. Afin de comparer l'activité métabolique du glucose dans des régions spécifiques du cerveau de rat au fil du temps, les volumes d'intérêt (VOI) à quantifier doivent être constamment délimitées. Un atlas précises du cerveau de rat a été élaboré pour atténuer ce problème neuf, et a été converti en format numérique pour une utilisation dans la quantification des données FDG-PET précliniques. Nous présentons ici une méthode de classification des dommages aux tissus de course dans une façon méthodique cohérente. Procédé détails de la procédure chirurgicale pour déclencher l'ischémie cérébrale chez un modèle animal, la quantification de sous-régions spécifiques du cerveau affectées par accident vasculaire cérébral, et de produire une visualisation en trois dimensions de l'étendue et l'emplacement de la coursedes lésions tissulaires en utilisant des techniques et des outils appropriés. En utilisant la méthodologie décrite dans cette étude, les chercheurs peuvent toujours déclencher une ischémie cérébrale chez les rats, effectuer l'imagerie TEP, et quantifier les changements dans FDG utilisant régions cérébrales définies dans les modèles précliniques de l'AVC au fil du temps.

Protocole

Contact avec les animaux et toutes les expériences avec eux étaient strictement effectuées selon des protocoles qui ont été approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle de l'Université de Notre Dame (Protocole numéro 14-086).

1. Les animaux

  1. Les animaux et les maladies initiation: rats mâles Sprague Dawley utilisation pesant entre 220 et 270 g pour toutes les études d'AVC.
  2. Anesthésier les rats avec 2,5% isofluorane (2 L / min à 100% de O 2) en utilisant un cône de nez.
  3. Placez l'animal en décubitus dorsal sur un coussin chauffant. Bande vers le bas les pattes avant.
  4. Rasez ventralsurface du cou. Prep la zone rasée avec EtOH à 70% puis avec une solution d'iode providone 10%.
  5. Instruments stériles sont utilisés pour cette procédure; gants sont remplacés après la préparation de l'animal. Techniques de pointe stériles sont employées.
  6. Avec des ciseaux, faire une incision de 2 à 2,5 cm parallèle à la trachée, 0,5 cm à droite de la trachée. Utilisation dissectio émousséen localiser l'artère carotide.
  7. Utilisez écarteurs pour aider à visualiser le navire. Placez un micro pince sur l'artère carotide commune (CCA).
  8. Localisez le premier point de branchement qui sera l'artère carotide externe (CEA) et l'artère carotide interne (ACI). Cauterize petites branches attachées à la CEA, tels que l'artère occipitale.
  9. Ligaturer le CEA près de la jonction de l'artère thyroïdienne avec une suture de soie 4-0. Les sutures doivent avoir une longueur supplémentaire pour permettre hémostatiques pour maintenir la suture.
  10. Cautériser le CEA-dessus de la suture (crânienne). Pour serrer la suture avec les hémostatiques, tirez le CEA en bas et il sera parallèle à la CCA.
  11. Localisez le ICA et utiliser un autre micro pince pour obturer cette artère.
  12. Faire un petit trou dans le CEA aide de petits ciseaux à ressort. Insérez l'obturateur dans le CEA et attacher un fil de suture autour de l'obturateur pour empêcher l'écoulement de sang.
  13. Retirez la micro pince sur l'ACI et de faire progresser l'obturateur jusqu'à sentir une résistance.
    NOTE Assurez-vous les progrès d'occlusion dans l'ICA et non l'artère pterygopalatin. L'occlusion doit avancer en douceur et la pointe blanche ne doit pas être vu, si l'obturateur est correctement placé.
  14. Retirez la micro pince de la CCA. Couper toute occlusion excès ou suture.
  15. Placez 9 mm Clips Auto pour fermer l'incision de la peau.
  16. Retirer l'animal de l'anesthésie et laisser l'animal se réveiller. Après 2 h:
    1. Anesthésier rat avec de l'isoflurane.
    2. Retirez les clips de la plaie.
    3. Localiser la fin de l'obturateur et le retirer de l'artère cérébrale moyenne en tirant doucement sur jusqu'à ce que la pointe blanche de l'obturateur entre en contact avec les sutures. Ne tirez pas sur tout le moyen de sortir, cela va provoquer des saignements.
    4. Remplacer les clips de la plaie à l'incision.
    5. Retirer l'animal de l'anesthésie et laisser l'animal se réveiller.

2. Image Acquisition

Effectuer trois PET et CT sboîtes pour chaque rat. Prenez pré balayage 1-2 jours avant de provoquer un AVC, de fournir une base pour 18 F-FDG. Scannez chaque rat 1,5 h après un AVC, avant la reperfusion est effectuée (image avec obturateur encore chez l'animal). Scannez chaque rat 26 heures après l'AVC (poste de reperfusion 24 h) pour quantifier les dommages de tissu cérébral à cause de blessures de course.
NOTE: Le point de temps de 24 heures mentionné dans le reste du manuscrit se réfère au temps de post-reperfusion lorsque les rats ont été scannés.

  1. Anesthésier rats sous 2,5% de gaz isofluorane dans la chambre de l'anesthésie.
  2. Injecter environ 500 uCi de 18 F-désoxyglucose (FDG) (200 pi de volume total) dans veine de la queue de rat.
  3. Attendre 1 h.
  4. Placez rat anesthésié sur le lit de rat standard, sous le nez de cône isofluorane anesthésie. Mesurez la distance en mm entre le nez du rat et le bord du lit de rat pour décalage horizontal.

3. Image Acquisition

  1. Ouvrir Albira Suite software.
  2. Sélectionnez acquéreur.
  3. Nom nouvelle étude.
  4. Sous PET ou SPECT cliquez sur Ajouter> Sélectionner le protocole de PET. Cliquez sur Ajouter.
  5. Sous CT cliquez sur Ajouter> Sélectionner le protocole de CT. Cliquez sur Ajouter.
  6. Cliquez numéro sous la position horizontale initiale en vertu de PET. Définir le nombre de la distance mesurée en mm entre le nez du rat et l'avant du lit de rat. Répétez l'opération pour CT.
  7. Réglez Sous réserve de Rat et entrer le poids en grammes.
  8. Réglez composé de FDG.
  9. Régler l'heure d'injection et injection Date et Dose.
  10. Cliquez sur le bouton début de l'étude.
    NOTE: À la fin de PET scan CT, les données seront automatiquement sauvegardées.
  11. Ouvrez Albira Reconstructor.
  12. Change attente durer 10 ou All.
  13. Sélectionnez le nom du fichier de numérisation.
  14. Cliquez sur Ajouter.
  15. Cliquez sur Démarrer la reconstruction. REMARQUE: Le fichier sera enregistré au format microTEP.

4. Analyse d'image

  1. Effectuer l'analyse d'image en utilisant le logiciel d'analyse PMOD en collaboration avec le W. Schiffer Atlas du cerveau.
    1. Ouvrir PMOD> Fusion.
    2. Accédez à l'onglet Coregistration prétraitement en haut de l'écran.
    3. Ouvrez le menu déroulant de charge de référence au centre de l'écran et sélectionnez nifti. Accédez à C: //PMOD3.2/resources/templates/usertemplates. Sélectionnez Rat (W.Schiffer) -FDG.nii et cliquez sur Ouvrir.
    4. Ouvrez le menu déroulant de charge entrée à la droite de l'écran et sélectionnez microTEP. Accédez au souhaitéefichier microTEP. Sélectionnez-le et cliquez sur Ouvrir.
    5. Accédez à l'onglet de Coregistration Manuel en haut de l'écran.
    6. Sélectionnez le quatrième onglet dans le groupe intermédiaire d'onglets sur la droite (Reslicing).
      REMARQUE: Deux boutons apparaissent sur les scans de microTEP.
    7. Utilisez le rectangle blanc ouvert à tourner les scans de microTEP et le rectangle blanc rempli de déplacer les scans de microTEP. Alignez les deux scans. Pour ce faire, trouver des repères tels que les glandes de Harder, et supérieure et des caractéristiques cérébrales arrière qui peuvent être utilisés pour correspondre à l'analyse de microTEP avec le modèle du cerveau. Ensuite, régler le balayage de microTEP jusqu'à ce qu'elle corresponde avec l'atlas du cerveau (W. Schiffer).
      REMARQUE: Par exemple, les glandes de Harder semble brillant sur les deux scans de microTEP et l'atlas du cerveau (W. Schiffer), et peut être utilisé comme référence pour l'alignement.
    8. Si nécessaire, faites tourner le microTEP scan 180 ° dans la vue coronale et augmenter le scan de façon significative dans ee vue sagittale, ainsi que d'autres changements d'orientation mineures.
    9. Accédez à l'onglet plein écran Fusion (VOI) en haut de l'écran.
    10. Sélectionnez Source A en haut à droite de l'écran.
    11. Accédez à template> Atlas au bas de la page.
    12. Sélectionnez Rat (W. Schiffer) dans le menu déroulant.
      NOTE: (Facultatif) Retour à l'onglet Coregistration manuel où l'atlas devrait apparaître superposées sur l'atlas du cerveau (W. Schiffer). L'atlas peuvent être utilisés pour aider à aligner l'analyse de microTEP et l'atlas du cerveau (W. Schiffer). Après l'alignement, revenir à l'onglet plein écran Fusion (VOI). Un modèle apparaît sur le cerveau, en indiquant quelles sections du cerveau seront mesurées pour les Statistiques VIO.
    13. Sélectionnez Source B en haut à droite de l'écran.
    14. Sélectionnez le bouton VOI statistique de l'righ topt de l'écran.
      REMARQUE: Une feuille de calcul se affiche.
    15. Sélectionnez Enregistrer.
      REMARQUE: Un écrire comme [VOI Statistiques] fenêtre apparaîtra.
    16. Sélectionnez Enregistrer dans un fichier système.
      REMARQUE: Un PMOD (SAVE): choisissez fenêtre composants apparaît.
    17. Dans le champ Nom de fichier, tapez le nom de fichier désiré.
    18. Sélectionnez Enregistrer.
  2. Effectuer l'analyse des données à l'aide de Microsoft Office Excel 2010.
    1. Ouvrez Excel.
    2. Sélectionnez Fichier> Ouvrir.
    3. Modifier le type de All Excel Fichiers de fichier à tous les fichiers.
    4. Accédez aux fichiers VIOSTAT enregistrés. Sélectionnez le fichier souhaité.
      NOTE: Un assistant d'importation se affiche.
    5. Cliquez sur Terminer. Si vous utilisez un Mac, double cliquez sur le fichier VOISTAT et il ouvrira directement dans un fichier Excel.
    6. Sélectionnez la colonne contenant la VoiName de champ (Région). Copiez les informations et le coller dans un nouveau fichier Excel.
    7. Sélectionnez la colonne contenant les champs en moyenne et [1/1]. Copiez le information et de le coller dans le nouveau fichier Excel.
    8. Répétez ce processus pour tous les fichiers VOISTAT.
    9. Commencer un nouvel onglet pour chaque ensemble de données.
    10. Retour au premier onglet. Sélectionnez une nouvelle cellule. Calculer le rapport entre le côté droit d'une partie du cerveau vers le côté gauche d'une section de cerveau en divisant la valeur du côté droit du cerveau par le côté gauche du cerveau. La section de cerveau appartenant au côté droit du cerveau est listé avant la section appartenant au côté gauche du cerveau. Répétez cette opération pour toutes les sections du cerveau.
    11. Sélectionnez une nouvelle cellule. Utilisez la fonction MOYENNE pour calculer la moyenne de chacun des ratios calculés précédemment pour toutes les souris.
    12. Sélectionnez une nouvelle cellule. Calculer la SEM de chaque section du cerveau en utilisant la fonction ECARTYPE et en divisant it par la racine carrée du nombre de souris.
    13. Répétez cette opération pour chaque ensemble de données.

5. image Visualisation

  1. Convertir des images dans le format analyser un fichier en utilisant un logiciel d'analyse PMOD.
    1. Ouvrir PMOD> Voir.
    2. Accédez à l'onglet Affichage en haut de l'écran.
    3. Ouvrez le menu déroulant de charge à la droite de l'écran et sélectionnez microTEP. Accédez à la microTEP ou le fichier voulu CT. Sélectionnez-le et appuyez sur Ouvrir.
    4. Ouvrez le menu Enregistrer déroulante à la droite de l'écran et sélectionnez Analyser. Naviguer jusqu'à la destination souhaitée. Tapez le nom désiré dans le champ Nom de fichier. Sélectionnez Enregistrer.
  2. Créer des séquences d'image en utilisant un logiciel d'imagerie de VolView.
    1. Ouvrir VolView.
    2. Sélectionnez Ouvrir un fichier à gauche de l'écran.
    3. Accédez à la version du fichier d'analyser des données CT pour l'analyse souhaitée. Sélectionnez-le et appuyez sur Ouvrir.
      NOTE: Un Assistant Ouvrir un fichier apparaît.
    4. Utilisez les paramètres par défaut en appuyant sur ​​Suivant dans une nouvelle fenêtre.
    5. Sélectionnez l'onglet Plugins à la gauche de l'écran.
    6. Ouvrez le menu Plugin déroulante et sélectionnez Utilitaire> Fusionner les volumes.
    7. Décochez Composants Rescale.
    8. Sélectionnez Attribuer deuxième entrée.
    9. Accédez à la version de l'analyse du fichier de données microTEP pour la même analyse. Sélectionnez-le et appuyez sur Ouvrir.
      NOTE: Un Assistant Ouvrir un fichier apparaît.
    10. Utilisez les paramètres par défaut en cliquant sur ​​Suivant dans chaque écran.
      REMARQUE: L'analyse de microTEP apparaît superposée sur le scanner.
    11. Sélectionnez le réglage Couleur / Opacités onglet à gauche de l'écran.
    12. Ouvrez le menu déroulant de composants en bas à droite de l'écran. Sélectionnez une.
      NOTE: Cela permettra d'assurer que le scanner est la seule image affectée par les directions suivantes.
    13. Dans la section Scalar cartographie couleur, sélectionner le point milieu. Retirez-le en le faisant glisser hors de la de la zone du curseur.
    14. Sélectionnez le point gauche.
      NOTE: Une fenêtre Color Picker apparaîtra.
    15. Changez la couleur du point noir.
    16. Sélectionnez le bon point.
      NOTE: Une fenêtre Color Picker apparaîtra.
    17. Changez la couleur du point blanc.
    18. Dans la section Scalar Opacité cartographie, ajouter un point en cliquant ne importe où dans la boîte.
    19. Réglez la section jusqu'à ce que l'image CT ne affiche que le squelette du rat.
    20. Cochez Activer Shading.
    21. Sélectionnez le RABB onglet à gauche de l'écran.
    22. Changer le nombre de cadres à 72.
    23. Changer X rotation 360.
    24. Sélectionnez Créer.
    25. Naviguer jusqu'à la destination souhaitée. Créer un nouveau dossier pour stocker les images par un clic droit sur ​​un espace vide et en sélectionnant Nouveau> Dossier.
    26. Tapez le nom désiré dans le champ Nom de fichier. Sélectionnez Enregistrer.
      NOTE: Une fenêtre Frame Taille apparaîtra.
    27. Sélectionnez OK.
    28. Volview va générer les images. Quand il est terminé, une fenêtre se affiche indiquant "Votre film a été créé avec succès!" Sélectionnez OK.
    29. Retournez à l'onglet Paramètres couleur / opacité.
    30. Sous Poids (s) composant, réglez le curseur pour le composant 1 de sorte qu'il a le Value de 0.
      NOTE: Seul le balayage de microTEP apparaîtra.
    31. Répéter les étapes 5.2.21-28 pour créer une deuxième séquence d'images.
    32. Retournez à l'onglet Paramètres couleur / opacité.
    33. Sous Poids (s) de composants, ajustez le curseur pour la composante 2, il a donc la valeur de 0.
      NOTE: Seul le scanner apparaît.
    34. Répétez les étapes 5.2.21-28 pour créer une séquence d'images tiers.
  3. Générer des films rotation (en vidéo) en utilisant le logiciel ImageJ.
    1. Ouvrir ImageJ.
    2. Sélectionnez Fichier> Importer> Image séquentielle.
    3. Naviguez vers le fichier contenant les images qui considèrent que les données CT pour l'analyse pré. Sélectionnez la première image et appuyez sur Select.
      NOTE: Une fenêtre Options de séquence apparaît.
    4. Sélectionnez OK.
    5. Sélectionnez Fichier &# 62; Importer> Image séquentielle.
    6. Naviguez vers le fichier contenant les images qui considèrent que les données microTEP pour l'analyse pré. Sélectionnez la première image et appuyez sur Select.
      NOTE: Une fenêtre Options de séquence apparaît.
    7. Sélectionnez OK.
    8. Sélectionnez Fichier> Importer> Image séquentielle.
    9. Naviguez vers le fichier contenant les images qui considèrent à la fois les données CT et microTEP pour l'analyse préalable. Sélectionnez la première image et appuyez sur Select.
      NOTE: Une fenêtre Options de séquence apparaît.
    10. Sélectionnez OK.
    11. Sélectionnez Image> Piles> Outils> Combiné.
      NOTE: Une fenêtre apparaîtra Combiner.
    12. Sélectionnez le menu déroulant stack1. Sélectionnez la pile qui contient les données CT.
    13. Sélectionnez le menu déroulant Stack2. Sélectionnez la pile qui contient le MicroPET données. Sélectionnez OK.
      NOTE: Une nouvelle pile avec les deux scans apparaîtra.
    14. Sélectionnez Image> Piles> Outils> Combiné.
      NOTE: Une fenêtre apparaîtra Combiner.
    15. Sélectionnez le menu déroulant stack1. Sélectionnez la pile qui contient les piles combinées.
    16. Sélectionnez le menu déroulant Stack2. Sélectionnez la pile qui contient à la fois les données CT et les données de microTEP. Sélectionnez OK.
      NOTE: Une nouvelle pile avec les trois balayages apparaîtra.
    17. Gardez les piles combinés ouverte. Répétez les étapes 5.3.2-16 pour le scan de poste de 1,5 h et les 24 heures après numérisation des piles d'images.
    18. Sélectionnez Image> Piles> Outils> Combiné.
      NOTE: Une fenêtre apparaîtra Combiner.
    19. Sélectionnez le menu déroulant stack1. Sélectionnez la pile qui contient toutes les données d'analyse pré.
    20. Sélectionnez le Stack2 dans le menu déroulant. Sélectionnez la pile qui contient toutes les données de balayage après 1,5 h.
    21. Vérifiez Combinez verticalement.
    22. Sélectionnez OK.
      NOTE: Une nouvelle pile à la fois l'analyse pré et post scan 1,5 h apparaîtra.
    23. Sélectionnez Image> Piles> Outils> Combiné.
      NOTE: Une fenêtre apparaîtra Combiner.
    24. Sélectionnez le menu déroulant stack1. Sélectionnez la pile qui contient les piles combinées.
    25. Sélectionnez le menu déroulant Stack2. Sélectionnez la pile qui contient toutes les 24 heures après les données de balayage.
    26. Vérifiez Combinez verticalement.
    27. Sélectionnez OK.
      NOTE: Une nouvelle pile avec les neuf scans apparaîtra.
    28. Sélectionnez Fichier> Enregistrer sous> AVI.
    29. Sélectionnez OK.
    30. Naviguer jusqu'à la destination souhaitée. Tapez le nom désiré dans le nom du fichier Domaine. Sélectionnez Enregistrer.

Résultats

L'ischémie cérébrale a été initié chez des rats Sprague-Dawley en direct par l'intermédiaire d'occlusion de l'artère cérébrale moyenne, à l'imagerie nucléaire ultérieur effectué pour détecter les effets. Des rats vivants ont été imagées 24 heures avant la course induction, ainsi que 1,5 h et 24 h après l'ischémie, chacun avec des injections indépendants d'environ 500 uCi de 18 F-FDG qui se désintègre pleinement dans 18 heures. L'anneau système Albira trois détecteur utilisé pour ces études a une sensibilité de 9%, faisant 500 uCi une dose raisonnable pour les rats. Données d'imagerie PET et représentatifs pour X-ray tomodensitométrie sont présentés pour un rat à l'avant 24 heures et les points de temps post-reperfusion 24 h à la figure 1, rangées supérieure et inférieure, respectivement. Le transversales (panneaux A et E), sagittale (panneaux B et F) et coronale (panneaux C et G) tranches pour chaque balayage sont présentés avec les données FDG-PET de couleur dans un & #8220; échelle d'intensité rainbow ", et superposé au CT en niveaux de gris. Notez que CT a été utilisé pour anatomique co-enregistrement des données de PET dans le crâne d'animal, et aucun changement de radiodensité dans le tissu cérébral ont été relevées lors de ces expériences. À 24 h il y avait une baisse spectaculaire de l'absorption du glucose dans l'hémisphère ipsilatéral, suggérant des dommages aux tissus répandue en raison de l'accident vasculaire cérébral ischémique induite. Un rendu 3D de la superposition de données est présenté sur la figure 1D et H. Lorsqu'elle tourne sur l'écran, ces données fournissent une visualisation rendus accrue de la baisse induite course en FDG.

Afin de quantifier les altérations de l'absorption du glucose cérébral dû à l'ACV d'une manière spatio-temporelle, un cerveau atlas VOI a été appliqué à une pré-course de référence, 1,5 h, et 24 h (post-reperfusion) pour chaque balayage. Ceci a été accompli en utilisant le progiciel PMOD en liaison avec le W. Schiffer modèle de cerveau de rat et atlas. Premièrement, PMOD été utilisé pour transformer chacun des ensembles de données de PET de cerveau de rat à l'espace approprié et la géométrie via la co-registration manuelle à l'aide du mouvement et des outils tourner sous l'onglet Reslicing. Notez que l'outil d'échelle est également disponible pour ajuster la taille globale du cerveau, si nécessaire. Bien que l'utilisation de l'atlas Schiffer est supérieure à dessin manuellement VOI dans l'espace de cerveau, il peut y avoir erreur expérimentale induite par inexacts fusion du cerveau. Ainsi, dans certains cas, il peut être nécessaire une augmentation du nombre d'animaux pour atteindre une signification statistique. Ensuite, l'atlas du cerveau W. Schiffer VOI a été automatiquement appliquées pour mesurer l'accumulation FDG, en unités d'absorption standards, dans les sous-régions définies du cerveau de rat (Figure 2). L'atlas cérébral VOI peuvent également être utilisés de façon itérative avec le modèle de cerveau norme d'optimiser la fusion manuelle des données expérimentales. Comme l'événement de Stoke a été isolé à l'hémisphère droit du cerveau de chaque animal, les dommages to chaque région a été quantifiée par le calcul d'un rapport de l'activité de l'absorption du glucose entre les régions contralatérales (figure 2). L'utilisation de ces rapports fournit une normalisation pratique entre le droit et l'hémisphère gauche, et supprime la variabilité qui peuvent être rencontrées lorsque l'on compare les valeurs d'intensité de signal PET dans différents scans. À 1,5 heures post-AVC, 18 F-FDG absorptions ont pas été affectés dans la zone ischémique. Par conséquent, aucune modification quantitative ont été observées dans l'absorption du glucose entre les hémisphères controlatéral et ipsilatéral (figure 3, bleu et barres vertes). Cela pourrait être dû à l'hyper-absorption du glucose par la région péri-ischémique ou augmentation du métabolisme du glucose à ce point de temps pour compenser la perte de cellulaire ATP 10,11. Cependant, diminution significative de la captation du glucose dans des régions spécifiques de l'hémisphère ipsilatéral a été observée sur plusieurs animaux (n = 5) à 24 h post-reperfusion (figure 3, barres rouges). Other régions du cerveau affichent peu ou pas de dégâts dans l'hémisphère ipsilatéral.

Plus précisément, les régions de l'hémisphère ipsilatéral qui a constamment fait preuve absorptions FDG étaient diminuées: amygdale, putamen caudé, l'auditif, entorhinal, lobe insulaire, paracortex et régions somato-sensorielles du cortex. Lésions corticales causés en raison de l'AVC sont associés à la perte des connexions neuronales et cartes fonctionnelles altérées. Anomalies structurelles dans l'amygdale attribuables à l'AVC plomb à la psychopathologie et cognitif dysfonction 12. Il ne est pas surprenant que la région caudé-putamen a été affectée pour FDG que le débit sanguin cérébral dans la partie latérale de cette région est fournie par l'artère cérébrale moyenne occlus 13. La pathologie dans cette région du cerveau de rongeurs conduit à l'apprentissage avec facultés discrimination, traitement cognitif, et les fonctions non-moteur 14. Incapacité à prendre FDG a également été observée dans le cortex entorhinal un ded cortex auditif dans le lobe temporal médial de l'hémisphère ischémique. En 2001, Davis et al. A rapporté que des dommages au cortex entorhinal rats conduit à l'intégration sensorielle avec facultés affaiblies et l'apprentissage spatial persistante deificits 15. Dysfonction auditive est connu pour se produire dans l'AVC chez l'homme, bien que rarement 16. Cependant, l'absorption du FDG par le colliculus inférieur qui est l'une des principales voies auditives n'a pas été affectée par un AVC dans notre modèle. Il a été démontré que les rats de course MCAO-induits augmentent adrénaline, la noradrénaline, et l'activité du nerf sympathique à cause de l'infarctus dans le cortex insulaire, l'une des régions dans notre modèle qui a montré une mauvaise FDG 17. Cela pourrait entraîner des changements dans la fonction autonome affectant le système cardiaque. Mauvaise utilisation FDG a également été observée dans la zone du cortex somatosensoriel frontopariétal. L'infarctus ischémique dans ce domaine a été rapporté de provoquer des anomalies structurelles et la perte de connexions thalamiques18. Limitée FDG a également été observée dans le cortex visuel, qui pourrait conduire à une altération oculaire domination plasticité, comme indiqué dans les nouveau-nés de rats soumis à une ischémie hypoxique 19. Cependant, une diminution de l'absorption de FDG n'a pas été observée dans le colliculus supérieur une zone qui est impliqué dans 20 visuel de guidage de moteur. FDG dans la région de l'hippocampe était également perturbée, une zone qui est important dans la mémoire spatiale et la navigation. On a constamment observé que les sous-régions du cerveau moyen, tels que le colliculus supérieur et inférieur, l'aire tegmentale ventrale (VTA), ainsi que le bulbe olfactif du cerveau antérieur, et le thalamus profonde ont pas été affectées par l'occlusion de l'artère carotide du milieu (figure 3).

Pris ensemble, ces résultats démontrent que la TEP au FDG avec CT fournit une stratégie viable de formation d'image, reproductible et non invasive permettant de surveiller l'ischémie cérébrale chez le rat dans un mode longitudinal.

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Figure 1:. PET-CT données des rats avant et après ischémie cérébrale Chaque ligne affiche la transversale respective (A, E), sagittale (B, F), coronale (C, G), et rendu 3D (D, H) PET -CT données d'un rat 24 heures avant (rangée du haut) et 24 heures après la reperfusion (ou 26 h après l'induction de l'ischémie cérébrale; bas). Les flèches blanches indiquent l'emplacement d'une diminution de l'absorption FDG en raison de dommages de course. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 2: les données PET alignés avec l'atlas du cerveau W. Schiffer rat en utilisant PMOD Les données FDG-PET.un rat 24 heures après la reperfusion (ou post-ischémie cérébrale 26 h; rangée du haut) est fusionné avec les VOI atlas modèle du cerveau pour l'analyse (rangée du bas). Couleurs indiquent la VOI séparée de l'atlas de modèle de cerveau. Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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. Figure 3: Représentant de l'analyse quantitative de l'absorption du glucose dans le cerveau de rat par l'article Ratios de droit à l'hémisphère gauche signaux FDG dans les parts Absorption standard de chaque région de la W. Schiffer Rat Brain Atlas rapporté pour les scans prises avant l'événement de l'AVC ischémique (pré; bleu), 1,5 h (vert) et 24 h (rouge) post-reperfusion (ou 26 h post-reperfusion). Les barres d'erreur représentent l'erreur standard pour les événements d'accident vasculaire cérébral n = 5 de rat, à chaque point de temps. ** P ≤ 0,01, * p≤ 0,05 (test t apparié). Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 4:. Illustration de chirurgie MCAO La ligne rouge est l'obturateur qui est inséré dans l'artère carotide externe. L'ovale bleu représente la zone du cerveau.

Discussion

Ici, nous présentons une stratégie détaillée pour la course induction, imagerie TEP, et standardisé sous-région de mesure des lésions tissulaires chez des rats Sprague-Dawley cerveau. Imagerie des petits modèles animaux, en particulier dans le domaine de la course est bénéfique, car le traitement de l'AVC pour être efficace dépend d'un temps extrêmement court thérapeutique. Ici, nous présentons un modèle blessures-reperfusion, dans laquelle la course a été induite par une occlusion de l'artère cérébrale moyenne, et l'imagerie effectué en utilisant FDG PET, aux côtés d'un CT à rayons X pour référence anatomique. Enrégimentés mesures de FDG dans les sous-régions du cerveau a été rendue possible par une cartographie précise de l'atlas de modèle VOI sur le cerveau de rat dans le logiciel d'analyse d'image PMOD. Valeurs Ratiométrique FDG ont été recueillies en divisant sous-régions du cerveau correspondant dans hémisphères opposés, ce qui permet une mesure directe de dommages tout en normalisant les variations de signal global FDG entre les différents animaux et le temps points. Ces mesures sont conformes à l'effet attendu de la course sur le cerveau de rat, démontrant de manière cohérente, une perte importante de tissu cérébral absorption du glucose dans certaines régions de l'hémisphère ipsilatéral. Cette méthodologie a le potentiel d'augmenter notre capacité à comparer des ensembles de données FDG PET d'animaux subissant de nombreux types de traumatisme cérébral, y compris accident vasculaire cérébral ischémique. En standardisant les volumes à être quantifiée dans hémisphères du cerveau et sur plusieurs animaux, cette méthode génère des mesures cohérentes de la diminution de l'absorption de glucose dans le tissu. Notez que d'autres traceurs TEP au cerveau absorption, comme C-11 pour les récepteurs D2 raclopride, peut être utilisé avec ce protocole ainsi 21. Enfin, nous décrivons une méthode pour visualiser un AVC ischémique dans un cerveau de rat dans son squelette avec une grande précision anatomique en trois dimensions. Depuis déficience physiologique et fonctionnelle induite AVC pourrait être transitoire ou permanent, cette méthode non-invasive de l'imageriepermet aux chercheurs d'évaluer les lésions cérébrales chez le même animal sur une période de temps. Il fournit un moyen de marquer neurologique les rats, ainsi évaluer déficits neurologiques à court et à long terme dans le même animal. La fonction de modèle du logiciel PMOD permet aux chercheurs dotés d'une certaine quantité de précision pour cartographier la zone des blessures et peut-être en corrélation avec des séquelles neurologiques et du comportement.

Pour la quantification précise des dégâts de la course par le cerveau sous-région, l'étape clé est l'alignement des données de PET avec l'atlas du cerveau de rat dans PMOD. Les incohérences dans l'alignement peuvent conduire à une quantification inexacte des sous-régions cérébrales affectées par l'ischémie. Comme décrit dans l'étape de protocole 4.1.7, il est possible d'utiliser les glandes de Harder comme points de repère pour aligner l'atlas du cerveau avec les données expérimentales de PET. Effets de volume partiel (PVE) sont une préoccupation lors de ce type d'analyse, et limitera la résolution globale de la structure du cerveau quepeut être imagé. Signal débordement peut se produire entre des volumes adjacents, ou le VOI lui-même peut être trop faible par rapport à la résolution de l'instrument, ce qui réduit la précision de la méthode quantitative 22. Le système Albira PET utilisé dans ces études est équipé de trois anneaux de détecteur et fournit une résolution de 1,1 mm, ce qui a évolué à partir d'un système anneau qui atteint 1,5 mm 23 correspondant. Buvat et ses collègues notent que PVE affectera mesures de tumeurs avec un diamètre inférieur à 2-3x la résolution du système à pleine demi-largeur max (LMH), ce qui correspondrait à un volume de 5,6 à 18,9 mm sphérique de 3 pour la 3- anneau Albira. Casteels et al. A récemment déclaré que les volumes de plus de 8 mm 3 auront des effets de volume partiel minimales pour les scanners PET pré-cliniques modernes avec une résolution de l'ordre de 1.1 à 1.3 mm 24. L'atlas Schiffer a été soigneusement construit avec ces paramètres à l'esprit, et utilise 58 VOI, dont 13 chute en dessous du seuil de 8 mm 3. Ceux-ci comprennent le VOI pour hémisphères droit et gauche du cortex préfrontal médian (6,3 mm 3, R / L), le Par un cortex (7,6 mm 3, R / L), le colliculus supérieur (7,1 mm 3, R / L) , l'aire tegmentale ventrale (5,5 mm 3, R / L), colliculus inférieur (5,7 mm 3, R / L), de l'hypophyse (5,9 mm 3), et le flux sanguin du disjoncteur (5,1 mm 3). En outre, les mesures du cortex frontal (1,4 mm 3 R / L) seront les plus sensibles à la PVE en raison de sa petite taille.

Des études chez des animaux plus grands tels que les rats, qui ont une augmentation correspondante de la taille de l'anatomie, auront un plus grand nombre de sous-régions du cerveau qui peuvent être quantifiées de façon fiable par rapport à des souris. Néanmoins, ces méthodes sont applicables à l'imagerie du cerveau chez les souris, qui ont leur propre atlas disponible dans PMOD de cerveau qui est composé de 18 sous-régions qui sontdimensionné de façon à minimiser PVE. En outre, en utilisant PET pour identifier les régions du cerveau encore plus petites que celles qui sont décrites dans cette étude peut nécessiter l'utilisation d'une méthodologie alternative. Le procédé décrit ici permet de quantifier disciplinés et efficace des lésions des tissus du cerveau au cours du temps, segmentés par sous-région du cerveau, chez les rats vivants. Les blessures dues à l'ischémie est démontré ici comme exemple, mais la méthodologie présentée pour la quantification des modifications de l'activité du cerveau peut être appliqué à toute autre condition affectant le cerveau de rat.

En conclusion, les données FDG-PET-CT de petits animaux peuvent être acquises de manière non-invasive et économique, et peuvent être facilement utilisés pour l'imagerie du petit animal dans un mode quantitatif. En utilisant l'outil de gabarit Schiffer PMOD du programme, les zones ischémiques du cerveau peuvent être délimitées et les données mesurées en PET. Ce est un outil puissant pour la future étude de la réorganisation du cerveau, la réparation et la neurogenèse après une ischémie cérébrale qui favorisera development de neuro-thérapies de patients victimes d'AVC handicapés. Cette visualisation sera également particulièrement utiles pour évaluer les autres cas de traumatisme cérébral, où le dommage tissulaire peut être aligné de modalités d'imagerie distincts.

Déclarations de divulgation

WML est consultant pour Bruker Molecular Imaging

Remerciements

Cette étude a été financée par une subvention de Bruker Molecular Imaging (à WML) et du NIH (subvention HL019982 à FJC).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Albira PET SPECT CTBrukerÉquipement d’imagerie moléculaire 3D
Sprague Dawley RatsCharles River Laboratories400Sujets animaux
18-F-D-GlucoseSpectronPET
compound micro clampFST18055-03pince artérielle
occluseur #4037Doccol Corp.403712PK10induction chirurgicale de l’AVC

Références

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