Imagerie semi-automatique de la fluorescence spécifique de tissu dans embryons de poissons zèbres

Résumé

Décrit ici est un protocole d'imagerie semi-automatisé de la fluorescence spécifique de tissu d'embryons de poisson zèbre.

Résumé

Embryons de poisson zèbre constituent un outil puissant pour le dépistage à grande échelle de petites molécules. Poisson-zèbre transgénique qui exprime des protéines rapporteurs fluorescents sont fréquemment utilisés pour identifier des produits chimiques qui modulent l'expression des gènes. écrans chimiques qui essai de fluorescence chez le poisson zèbre en direct s'appuient souvent sur des équipements coûteux, spécialisé pour le criblage à haut contenu. Nous décrivons une procédure à l'aide d'un microscope à épifluorescence standard avec une platine motorisée à automatiquement l'image des embryons de poisson zèbre et de détecter la fluorescence spécifique de tissu. Utilisation de poisson-zèbre transgénique pour signaler que l'activité du récepteur des oestrogènes via l'expression de la GFP, nous avons développé une procédure semi-automatique pour cribler des ligands du récepteur de l'œstrogène qui activent le rapporteur d'une manière tissu-spécifique. Dans cette vidéo, nous décrivons les procédures pour rangeant embryons de poisson zèbre à 24-48 heures après la fécondation (HPF) dans une plaque de 96 puits et ajouter de petites molécules qui se lient les récepteurs des œstrogènes. À 72-96 HPF, des images de chaque puits dela totalité de la plaque sont collectées automatiquement et manuellement pour inspecter fluorescence spécifique d'un tissu. Ce protocole démontre la capacité de détecter les oestrogènes qui activent les récepteurs dans les valves cardiaques, mais pas dans le foie.

Introduction

Poisson-zèbre transgénique ont été développés qui permettent la visualisation directe de l'activité dans les voies, telles que les facteurs de croissance des fibroblastes ^1, l'acide rétinoïque et les œstrogènes ^{2 3,} dans embryons vivants signalisation. De tels outils permettent le dépistage de substances qui perturbent les voies de signalisation (dosée comme changement de l'intensité de fluorescence) ou à des composés chimiques qui modulent la signalisation d'une manière spécifique d'un tissu (changement de fluorescence localisation) ^4. Capture d'image automatisé augmente le débit d'écrans chimiques considérablement ^5,6. Écrans fluorescence dosage automatiquement chez le poisson zèbre en direct s'appuient souvent sur des équipements coûteux, spécialisé. Soi-disant criblage à haut contenu offre l'avantage de la haute résolution, l'imagerie quantitative, mais au prix de l'utilisation de lecteurs de plaques spécialisées équipées pour la microscopie confocale ^7,8. Le but de cette méthode est d'automatiquement fluorescence spécifique des tissus essai dans embryons de poissons zèbresdans une plaque à 96 puits en utilisant un microscope à épifluorescence standard. Fluorescence spécifique d'un tissu peut être distingué en utilisant cette technique et peut-être une approche raisonnable pour les laboratoires qui n'ont pas accès aux lecteurs de plaques spécialisées ou de l'équipement de haute teneur dépistage.

Dans ce protocole, nous utilisons l'imagerie automatisée pour détecter récepteur des oestrogènes tissu-spécifique (ER) des agonistes chez le poisson zèbre en direct à 3 jours après la fécondation (DPF). La lignée transgénique Tg (5xERE: GFP) ^c262/c262 contient 5 tandem réponse aux œstrogènes séquences d'ADN d'éléments (ERE) en amont de la protéine fluorescente verte (GFP) ^3. En l'absence de ligand, RÉ sont normalement inactifs. La liaison du ligand déclenche un changement de conformation, ce qui permet de lier les récepteurs ERE ADN et régulent la transcription ^9. 5xERE: poissons GFP peuvent être utilisés pour cribler des bibliothèques chimiques pour modulateurs ER et peuvent être utilisés pour cribler des échantillons d'eau de l'environnement pour les contaminants oestrogéniques.

Protocole

NOTE: Ce protocole a été approuvé par l'Université de l'Alabama à comité de protection et d'utilisation des animaux Birmingham.

1. Élevage de poisson zèbre et collections d'œufs

1. Trois jours avant le début de l'exposition aux produits chimiques, assembler bassins d'élevage avec séparateurs à mâles et femelles séparés. Remplir chaque mi-chemin du réservoir avec de l'eau du système de l'aquaculture. L'utilisation d'un filet, transférer Tg (5xERE: GFP) ^{poissons c262/c262} de bassins d'élevage, en plaçant 2 mâles et 3 femelles dans chaque réservoir séparé par un diviseur. Placez un couvercle sur chaque réservoir et l'étiquette avec la date et les souches à franchir.
2. Le lendemain matin, enlever tous les obstacles et de l'inclinaison des déflecteurs pour créer une zone peu profonde à une extrémité de l'aquarium de reproduction. Laisser le poisson zèbre pour s'accoupler, la collecte des embryons à des intervalles de 10 min pour assurer la mise en scène de développement précis. Œufs propres par rinçage à travers une passoire à thé en utilisant un milieu E3B et rincer délicatement les embryons dans des boîtes de Pétri. Retour de poissons adultes à permanenteles réservoirs.
3. En utilisant un microscope de dissection, trier, compter, et enlever les embryons non fécondés, anormales ou endommagées. La place des embryons dans des boîtes de Pétri en milieu E3B et maison à 28,5 ° C avec une lumière 14h10: cycle d'obscurité. densité de l'embryon peut affecter le développement. Ne placez pas plus de 100 embryons dans une boîte de 100 mm x 35 et pas plus de 50 embryons dans une boîte de 60 mm x 15.
4. En 24 HPF, remplacer le support avec E3B contenant 200 uM 1-phényl 2-thiourée (PTU). PTU empêche la formation de pigment et conserve les embryons de poisson zèbre et de larves transparentes pour une clarté d'image. ATTENTION: concentré PTU boursier est dangereux; porter des gants lors de la solution E3B + PTU.
5. A après la fécondation 1 jour (DPF), supprimer manuellement le chorion de l'embryon à l'aide de pinces fines. Le chorion ne semble pas affecter la pénétration des oestrogènes, mais la suppression améliore la clarté d'image. Il n'est pas nécessaire de retirer chorions des médias. NOTE: Comme alternative à dechorionation manuel, des lots d'embryons peuvent être Chemiquement dechorionated en utilisant 1 mg / ml de pronase traitement, comme décrit précédemment ^11.

2. Traitement chimique des embryons

1. Le jour avant le traitement, la préparation des solutions mères de chaque produit chimique à une concentration 1000 fois dans du DMSO (ou solvant approprié). Par exemple, pour exposer les embryons à 10 uM bisphénol A (BPA), préparer une solution stock mM BPA de 10 à 100% de DMSO. Ceci assure la concentration de DMSO dans chaque traitement uniforme et permet une non-toxique 1:1000 dilution de DMSO pour servir de contrôle du véhicule. Solutions magasin de stock à -20 ° C. Pour ce protocole, les embryons seront exposés à 1 pM et 10 pM BPA, 18,5 nM et 1,85 uM génistéine, 367 nM d'estradiol (contrôle positif) et véhicule (0,1% de DMSO, témoin négatif).
   ATTENTION: Les produits chimiques comme le BPA et l'estradiol sont dangereux et peuvent avoir des effets néfastes sur le fœtus humain. Poignée perturbateurs endocriniens avec soin et toujours utiliser un équipement de protection individuelle approprié.
2. Le jour du traitement, d'dégel préparé des solutions chimiques. Diluer 1:1000 par pipetage 1 ml E3B + PTU dans un tube de 1,5 ml et en ajoutant 1 pl de solution stock chimique. Vortex vigoureusement. Diluer DMSO 1:1000 dans E3B + PTU comme un contrôle de véhicule. Utilisez 1 ml E3B + PTU dans un tube de centrifugation de 1,5 ml comme un témoin non traité.
3. En utilisant un grand pipette de transfert en plastique de l'alésage, de transfert d'embryons à partir des boîtes de Pétri dans chaque puits d'une plaque à 96 puits, 3 embryons par puits, 3 puits par condition. Pour éviter l'évaporation au cours du traitement prolongé, omettre embryons de lignes extérieures et les colonnes de la plaque (lignes A et E, les colonnes 1 et 12). Puits extérieurs peuvent être remplis avec 300 pl de E3B + PTU. Etiqueter le couvercle de la plaque de manière appropriée.
4. Retirez le support de chaque puits avec une fine pointe de transfert en plastique pipette. Travaillez rapidement pour éviter le dessèchement des embryons.
5. Ajouter 200 ul de solution de traitement dans le puits correspondant. Placer le couvercle underneath la plaque en tant que guide pour assurer l'addition de traitements dans les puits appropriés. Vortex chaque tube avant pipetage pour distribuer le produit chimique en solution. Confirmer visuellement chaque embryon est dans la solution de traitement. Si les embryons sont sur le côté du puits, utiliser une pipette de transfert propre à les laver dans le puits avec la solution de traitement.
6. Placer la plaque dans l'incubateur à 28,5 ° C. Les embryons seront analysés pour la fluorescence à 72 HPF.

3. Automated Imaging des embryons en plaques à 96 puits

1. Anesthésier les embryons en ajoutant 10 ul de 4 mg / ml de tricaïne à chaque puits.
   REMARQUE: Anesthetize embryons avant l'imagerie. À 24-96 HPF, le poisson-zèbre exposer mouvement spontané et une réaction de sursaut à la source de lumière changeante pendant la capture d'image. Anesthésier embryons réduit le mouvement lors de l'imagerie.
2. Placer la plaque de 96 puits dans la platine motorisée et calibrer la scène. Utilisation Zeiss Zen Bleu de 2011 logiciels pour la microscopie automatiquementsur et de contrôle, sélectionnez l'option de support de l'échantillon et de sélectionner multipuits 96. Sélectionnez étalonnage. Suivez les instructions pas à pas pour calibrer la scène.
   NOTE: Ne pas décocher le bouton tuiles après cette étape. Si le bouton de tuiles n'est pas cochée, les paramètres d'étalonnage peuvent être perdues et la plaque de 96 puits devront être recalibré.
3. L'utilisation d'un objectif 10x et le fond clair (BF) fixant, identifier un embryon de contrôle positif et définir les paramètres d'exposition appropriée pour BF et canaux de GFP, faire en sorte que le signal de fluorescence est pas saturer la caméra. Focus sur un seul embryon et programmer le microscope pour acquérir 3 total Z-sections, une image 50 um ci-dessus et un 50 um ci-dessous le plan focal actuel.
   NOTE: En raison de différents tissus occupent différents plans focaux, ce qui garantira que pour chacune des images de poisson zèbre sont capturées avec le coeur et le foie au point.
4. Définissez les paramètres du logiciel à acquérir une image en mosaïque utilisant la GFP et BF Channels. Sous l'onglet d'acquisition, sélectionnez la configuration avancée. Certaines régions de tuiles, puis les tuiles. Choisissez l'option cercle bien.
   REMARQUE: Carrelage est utilisé pour créer une image composite de chaque puits. Un champ de vision unique ne saisit qu'une petite partie de chaque bien. La fonction de carrelage peut capturer automatiquement multiples adjacent de chaque puits des champs de vue, la création d'une image composite de l'ensemble du bien. Il est donc possible de capturer automatiquement des images composites 96 par plaque, où chaque image composite contient plusieurs dizaines d'images individuelles à partir d'un seul bien.
5. Sélectionnez transporteur et le facteur de remplissage de 90%. La sélection d'un facteur de remplissage de 90% sera capturer plusieurs images des puits choisis de telle sorte que 90% de la surface de chaque puits est visible dans l'image composite.
   Remarque: Lors de la sélection facteur de remplissage, un diagramme est affiché représentant la zone à imager. Sélectionnez un pourcentage qui comprendra la zone du puitsqui est appropriée pour l'expérience.
6. Sous Options, sélectionnez la quantité de chevauchement souhaité.
   NOTE: Lorsque la couture de tuiles pour une seule image représentant, un chevauchement de 5-10% permet une couture lisse entre les images. Toutefois, si l'assemblage des images n'est pas nécessaire, en utilisant un recouvrement de 0% sera de réduire le temps d'imagerie. Utilisation de 90% facteur de remplissage et 5% de chevauchement, une image composite d'un seul puits est constitué de 59 images individuelles.
7. Lancer imagerie. Le microscope va acquérir automatiquement les images.
8. Inspecter manuellement images composites de chaque puits pour la fluorescence spécifique du tissu (figure 1).
9. NOTE: Il est préférable de commencer avec le contrôle positif à confirmer que l'exposition chimique travaillé avant à l'observation des puits de traitement expérimental.

4. L'image saisie manuelle des embryons en plaque de 96 puits

REMARQUE: Pour confirmer les résultats, utilisez un objectif 20x à longue distance de travail à acQuire des images plus détaillées manuellement (Figure 2).

1. L'utilisation d'un objectif 20x et le fond clair (BF) fixant, identifier un embryon de contrôle positif et définir les paramètres d'exposition pour les canaux BF et GFP de manière appropriée, en veillant à ce que le signal de fluorescence est pas saturer la caméra.
2. Identifier les embryons individuels et de capturer des images manuellement.
   NOTE: Une fois les paramètres d'exposition ont été sélectionnés pour l'embryon de contrôle positif, ne pas modifier les réglages. Ceci permet une comparaison de l'intensité de fluorescence en tant que chaque image est capturée dans des conditions uniformes.

Résultats

La figure 1 montre des images composites à partir de puits individuels d'une plaque à 96 puits. Chaque image composite est composé de 59 images individuelles avec 5% d'image de chevauchement. Notez que le poisson zèbre en direct sont orientés de façon aléatoire au sein de chaque bien, mais nous sommes en mesure de distinguer la fluorescence dans le coeur du foie. Images en fond clair sont utiles comme références pour évaluer l'orientation du poisson zèbre et de visualiser les anomalies morphologiques

Discussion

Ce protocole décrit une méthode simple pour automatiquement fluorescence spécifique des tissus image embryons de poisson zèbre. Le protocole a été développé en utilisant un Zeiss Axio Observer. Z1 avec Zen logiciel Blue 2011, cependant la technique peut être adaptée en utilisant n'importe quel microscope inversé avec une platine motorisée et un logiciel de contrôle de microscope qui peut effectuer carrelage pour créer des images composites. L'équipement d'un microscope inversé avec une platine motorisée peut...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Pipettes de transfert en plastique ; à alésage large	Fisher	13-711-23
Pipettes de transfert en plastique ; pointe fine	Fisher	13-711-26
Plaques à fond plat et rondes à 96 puits	Fisher	21-377-203
Plaques de 100 x 35 mm	Fisher	08-757-100D
Plaques de 35 x 60 mm	Fisher	08-757-100B
Pince fine Dumont #5	Fine Science Tools	11254-20	dimensions de la pointe 0,05 x 0,01 mm, pour l’élimination manuelle des chorions des embryons
Méthanesulfonate de tricaïne	Sigma Aldrich	A5040-25G	voir le livre Zebrafish pour la recette (http://zfin.org/zf_info/zfbook/chapt10.html#wptohtml63)  ;
1-phényl-2-thiourée (PTU)	Sigma Aldrich	P7629-10G	Préparer un stock de 20 mM (100x) et l’utiliser à 200 &mu ; M dans E3B  ;
Zeiss Axio Observer Z1	Carl Zeiss		Le protocole nécessite un microscope à fluorescence inversée avec une platine motorisée
Objectif à longue distance de travail 20x	Carl Zeiss		Nous utilisons un objectif avec une distance de travail de 0,4 NA et 8,4 mm
Appareil photo numérique Axiocam HRm	Logiciel de contrôle de microscope Carl Zeiss
			ZenBlue 2011Le protocole nécessite un logiciel d’automatisation et de contrôle de la microscopie pour permettre la capture d’images en mosaïque à l’aide d’une platine motorisée
Methylene Blue	Sigma Aldrich	MB-1 ; 25 grammes	de solution à 2 % dans de l’eau osmosée pour une utilisation dans E3B (ci-dessous)
E3B			60X E3 SOLUTION : NaCl  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; - 17,2 grammes KCl  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; - 0,76 gramme CaCl2-2H2O  ;   ;   ;   ; - 2,9 grammes MgSO4-7H2O  ; - 4,9 grammes ou MgSO4 - 2,39 grammes Dissoudre dans 1 litre d’eau Milli-Q ; CONSERVER DANS UNE BOUTEILLE STÉRILE DE 1 LITRE. 1X E3B SOLUTION POUR POISSON ZÈBRE : 60X E3  ;   ;   ;   ;   ; 150 ml 2 % de bleu de méthylène  ;   ;   ;   ; 100 &mu ; l  ; Porter à 9 litres avec de l’eau Milli-Q   ;