Article de méthode

Le nerf sciatique menottes modèle de douleur neuropathique chez les souris

52.1K vues

⸱

DOI :

10.3791/51608

⸱

16 juillet 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut des Neurosciences Cellulaires et Intégratives UPR3212, Centre National de la Recherche Scientifique, 2Université de Strasbourg, 3Hôpitaux Universitaires de Strasbourg

Dans cet article

Résumé

La douleur neuropathique est une conséquence d'une lésion ou d'une maladie affectant le système somatosensoriel. Le «modèle de manchette» de la douleur neuropathique chez les souris se compose de l'implantation d'un brassard de polyéthylène autour de la branche principale du nerf sciatique. L'allodynie mécanique est testée en utilisant des filaments de von Frey.

Résumé

La douleur neuropathique est la conséquence d'une lésion ou une maladie affectant le système somatosensoriel. Ce résultats de syndrome de changements inadaptés dans les neurones sensoriels blessés et le long de la totalité de la voie nociceptive au sein du système nerveux central. Il est habituellement chronique et difficile à traiter. Afin d'étudier la douleur neuropathique et de ses traitements, différents modèles ont été développés chez les rongeurs. Ces modèles découlent de étiologies connues, reproduisant ainsi les blessures nerveux périphériques, lésions centrales et-métaboliques, des neuropathies infectieuses ou liés à la chimiothérapie. Les modèles murins de lésion nerveuse périphérique ciblent souvent le nerf sciatique qui est facile d'accès et permet les tests nociceptifs sur la patte arrière. Ces modèles reposent sur une compression et / ou d'une section. Ici, la procédure de chirurgie détaillé pour le «modèle de manchette" de la douleur neuropathique chez la souris est décrite. Dans ce modèle, un brassard de PE-20 tuyaux en polyéthylène de longueur standardisée (2 mm) est unilatéralement implanted autour de la branche principale du nerf sciatique. Il induit une allodynie mécanique de longue durée, c'est à dire. Une réponse nociceptive à un stimulus normalement non nociceptive qui peut être évaluée en utilisant des filaments de von Frey. Outre les procédures de chirurgie et d'essais détaillés, l'intérêt de ce modèle pour l'étude des mécanismes de la douleur neuropathique, pour l'étude de la douleur neuropathique des aspects sensoriels et anxio-dépressifs, et pour l'étude des traitements de la douleur neuropathique sont également discutés.

Introduction

La douleur neuropathique est habituellement chronique et se présente comme une conséquence d'une lésion ou une maladie affectant le système somatosensoriel. Inadaptés changements dans les neurones sensoriels blessés et le long de la totalité de la voie nociceptive au sein du système nerveux central participent à ce syndrome complexe. Différents modèles ont été développés chez les rongeurs pour étudier la douleur neuropathique et de ses traitements 1-3.

Basé sur étiologies connues, les modèles de but de la douleur neuropathique à imitant la polyneuropathie observée dans le diabète, les blessures aux nerfs périphériques, les blessures centrales, la névralgie du trijumeau, les neuropathies consécutifs à la chimiothérapie, la névralgie post-herpétique, etc Différents modèles de une lésion nerveuse périphérique chez les rongeurs se concentrer sur le nerf sciatique. Ces modèles dépendent d'une compression et / ou une section de ce nerf. En effet, le nerf sciatique offre par rapport chirurgie facile et permet de tests basés sur les réflexes de retrait de la patte. Le models de compression du nerf chronique comprennent, par exemple: la blessure par constriction chronique (ICC) 4,5, le nerf sciatique menottes 6-9, la ligature partielle nerf sciatique (PSL) 10, la ligature de nerf spinal (SNL) 11, ou la commune péronier ligature du nerf 12. Modèles dénommé "lésion du nerf épargné" (SNI) sont aussi largement utilisés. Ils se composent d'une ligature serrée et axotomie de deux des trois branches terminales du nerf sciatique, tandis que la troisième branche reste intacte 13-15. Les différents modèles de douleur neuropathique, qui ciblent le nerf sciatique, se traduisent par une allodynie mécanique chronique (une réponse à un stimulus nociceptif normalement non nociceptive) sur la patte arrière blessée.

Ici, la procédure de chirurgie détaillé pour le «modèle de manchette" de la douleur neuropathique chez la souris est décrite. Elle consiste en l'implantation d'un brassard de polyéthylène autour de la branche principale du nerf sciatique 6-9. Thl'utilisation de l'e de filaments de von Frey est également décrite. Ces filaments permettent d'évaluer l'allodynie mécanique qui est un symptôme nociceptive de longue durée présente dans ce modèle.

Protocole

Des protocoles ont été approuvés par le "comité d'éthique en Matière d'expérimentation animale de Strasbourg" (CREMEAS).

1. Base de mesure de patte de retrait seuils

  1. Laissez les souris à s'habituer à des animaleries pendant au moins 10 jours à 2 semaines avant le lancement des procédures de test.
  2. Habituer les souris à la von Frey test set-up et de la procédure Frey von qui sont décrits à la section 4.
  3. Avant la chirurgie, évaluer les mécaniques les seuils de retrait de la patte avec des filaments de von Frey tels que décrits dans la section 4.3. Remarque: Répétez la procédure jusqu'à ce que des jours différents au moins trois valeurs consécutives stables sont obtenus pour les seuils de retrait de la patte.
  4. Attribuer la souris pour les différents groupes expérimentaux afin que ces groupes ne diffèrent pas d'abord pour les seuils de retrait de la patte.

2. Procédure de chirurgie à manchette Implantatisur

  1. Peser l'animal. Note: le poids corporel de souris devrait être supérieure à 20 g pour la procédure d'insertion de la coiffe décrite ci-après.
  2. Anesthésier les animaux par une injection intrapéritonéale de 4 ml / kg d'un mélange de kétamine (17 mg / ml) et de xylazine (2,5 mg / ml) dans du NaCl à 0,9%, ce qui fournit d'environ 45 min de l'anesthésie.
  3. Vérifier l'absence de réflexes de patte en pinçant une patte arrière avec des pincettes et vérifier l'absence de réflexes oculaires pour s'assurer que l'animal est complètement anesthésié.
  4. Raser la jambe droite du genou à la hanche en utilisant un rasoir électrique.
  5. Appliquer le gel de protection liquide pour les yeux pour les yeux avec un coton-tige.
  6. Placez l'animal sur son côté gauche et placez la patte postérieure droite sur un petit oreiller et de maintenir le membre postérieur droit de l'oreiller avec du ruban adhésif.
  7. Désinfecter le domaine de la chirurgie à la chlorhexidine et 70% d'éthanol en utilisant un tampon de gaze ou un tampon de coton-tige.
  8. Trouver le fémur à l'aide de l'index et de faire unincision d'environ 0,5 cm, parallèlement au fémur et environ 1,5 mm en avant du fémur.
  9. Séparez les muscles proches du fémur avec deux bâtons autoclaves. Notes: Ne jamais couper le muscle. Normalement, les couches musculaires se séparent facilement sans saignement et le nerf sciatique est alors visible. En cas de saignement, utiliser un tampon de coton-tige stérile pour absorber le sang.
  10. Insérez deux bâtons autoclave dessous du nerf sciatique à exposer sa branche principale, et hydrater le nerf avec une solution physiologique stérile (NaCl 0,9%).
  11. Maintenez la section 2 mm stérile préparée à l'avance de la scission de PE-20 tuyaux en polyéthylène (manchette), 0,38 mm de diamètre / 1,09 mm OD, avec l'aide d'un bâton d'acier pointu et un collier de bouledogue.
    1. Insérez la clé en acier pointu dans le brassard, qui peu ouvrir.
    2. Utilisation de l'ouverture latérale manchon, insérer le bouledogue à une extrémité de la manchette et parallèle à la manchette. Tourner le bouledogue (180 °) afin qu'il tiendra le brassard par lecôté qui est opposé à l'ouverture latérale. Fermez le bouledogue et retirer la clé en acier pointu. Remarque: La rotation est fait pour permettre la tenue sur le poignet dans une position optimale pour l'insertion, la pince bulldog contribue également à maintenir le brassard partiellement ouverte. Le modèle et de la taille de la pince de bouledogue sont essentiels pour cette étape de la procédure.
  12. Demandez à une deuxième expérimentateur tenir les deux morceaux de bois sous le nerf et séparer les bâtons de faciliter l'accès à une section du nerf sciatique qui est d'environ 4 mm de long doucement.
  13. Insérez le disque 2 mm brassard autour de la branche principale du nerf sciatique, en commençant par l'insertion de la partie de la coiffe qui est distale au bouledogue autour de la partie du nerf qui est à proximité de la hanche.
  14. Fermez le brassard doucement en exerçant une pression sur ses deux faces distales avec des pinces, sans serrer ou changer la forme du tube. Tourner le manchon afin de s'assurer qu'il est correctement fermé.
  15. Suturer la couche de la peau rasée esprith noeuds chirurgicaux.
  16. Placer la souris sur son côté gauche dans une cage de maison propre. Gardez sous la lampe de chaleur jusqu'à ce que la souris est éveillé.
  17. Ajoutez de l'eau et à placer certains de bouffe directement dans la cage de la maison.

3. Procédure de chirurgie pour les contrôles Sham

  1. Appliquer la même procédure de chirurgie comme décrit ci-dessus de l'étape 2.1 à l'étape 2.9, puis suivez les étapes de 2.15 à 2.17. Pour les commandes fictives, omettre les étapes 2.10 à 2.14 qui ne concernent que l'insertion de la coiffe.

4. Essais Frey von

  1. Placez la souris dans des boxes individuels clairs (7 cm x 9 cm x 7 cm) avec des trous, sur une plaque perforée élevée de lisse en acier inoxydable (1 mx 50 cm, 5 perforations mm cercle avec 2,5 mm entre les frontières de perforation). Note: Jusqu'à 12 souris peuvent être concomitante testés sur ce set-up. Animaux opérés peuvent être testés le jour après la chirurgie. Cependant, 3 jours de récupération est recommandé de diminuer la hypersensibilité post-opératoire observé danscontrôles factices.
  2. Laisser les animaux s'habituent à 15 min avant le test.
  3. Appliquer des filaments de von Frey à la surface plantaire de chaque patte arrière d'une série de forces ascendantes. Notes: Les filaments de von Frey sont poils en plastique de diamètres calibrés. Ils sont 5 cm de long et sont fixés sur des applicateurs portables. La vitesse d'application de filament, le degré de flexion et de la durée de l'application peut influer sur les valeurs de seuil que l'on obtient avec ce test 3. Avec la procédure actuelle chez les souris, les filaments qui sont le plus souvent utilisés sont le 0,16, 0,4, 0,6, 1, 1,4, 2, 4, 6, 8, et 10 g.
    1. Appliquer le filament choisi à la surface plantaire de la patte gauche jusqu'à ce que le filament se plie simplement. Répétez la procédure en trois à cinq fois consécutives, puis faire la même chose à la patte droite. Une fois que le filament a été testé sur deux pattes, tester l'animal suivant. Remarques: Éviter patte bords latéraux qui peuvent être plus sensibles. La réponse attendue est une patteretrait, broncher soudaine ou patte lécher. Examiner la réponse comme positif si au moins trois réponses attendues sont observées sur cinq essais. Une patte donnée est toujours testé à trois reprises, mais la quatrième et cinquième essais sont effectués que si 1 ou 2 réponse (s) a (ont) observée au cours des trois premiers essais. Chez les souris C57BL/6J, commencer les tests de pré-chirurgie avec 1,4 g filament. Après la chirurgie, commencer les essais avec 0,4 g filament. Si une réponse positive est observée avec le filament d'abord testé, tester un filament de la force faible (au lieu de plus) à l'étape 4.3.2.
    2. Appliquer le même filament à l'autre d'animaux selon la procédure 4.3.1. Une fois que tous les animaux sont testés, commencer à nouveau sur le premier animal avec l'autre filament de plus de force. Répétez la procédure jusqu'à ce que toutes les souris donnent une réponse positive. Notes: test chaque animal jusqu'à deux filaments consécutifs donnent une réponse positive. Considérons la valeur de gramme de filament inférieure qui a donné une réponse positive que le savoir de la patteseuil hdrawal pour cet animal.

Résultats

Les données sont exprimées en moyenne ± SEM. Les analyses statistiques ont été effectuées en utilisant une analyse multi-factorielle de la variance (ANOVA) ou des tests t non appariés conformément à la conception expérimentale. Pour ces analyses, les groupes de chirurgie de feinte et de manchette ainsi que la solution saline vs traitements médicamenteux ont été considérés comme des facteurs entre les groupes. Le cas échéant, des analyses répétées de mesure ont été utilisés pour les données de cours de temps. Les comparaisons post-hoc ont été effectuées en utilisant le test de Duncan. La signification statistique a été examiné à p <0,05.

Lorsque vous utilisez les procédures décrites ci-dessus, les résultats de l'implantation de manchette en une allodynie ipsilatéral comme illustré à la figure 1. Une fois que la souris est habitué à la procédure de test, les valeurs des seuils de retrait de la patte dans le test de von Frey restent stables dans le temps et sont pas affecté par la procédure chirurgicale en elle-même, comme illustré sur les animaux Sham. Il devrait cependant êtrea noté que l'allodynie post-opératoire transitoire peut généralement être observé chez les souris Sham. Lorsque cette allodynie est présent, la réponse de retrait de la patte revient à la ligne de base après quelques jours post-chirurgie. Chez les souris de manchette, la allodynie ipsilatéral est déjà présent sur ​​le premiers jours post-chirurgie et est maintenue pendant plus de 2 mois (voir 9, et la figure 1; F8, 344 = 29,5, p <0,001). L'allodynie induite brassard reste ipsilatéral chez les souris C57BL/6J quand elle est mesurée par le test de von Frey, comme décrit ci-dessus, mais dans d'autres conditions de la présence d'une allodynie de la patte controlatérale peut également être observé 8. Les valeurs absolues de base sont généralement entre 4 et 6 g chez la souris C57BL/6J, mais le protocole d'essai peuvent affecter ces valeurs.

Les antidépresseurs tricycliques sont parmi les traitements cliniques de première ligne pour les douleurs neuropathiques. Dans ce modèle, l'antidépresseur tricyclique nortriptyline de drogues (5 mg / kg, intrapéritonéale, deux fois par jour) relieves l'allodynie neuropathique après environ 2 semaines de traitement, comme l'illustre la figure 2 (F7, 91 = 15,3, p <0,001; post-hoc: (CuffNor = Sham)> CuffSal à p <0,001 jours 29 à 34). À cette dose, aucune action analgésique aiguë de l'antidépresseur est observée 16,17. Pour imiter le soulagement de la douleur durable qui est présente chez les patients prenant ces médicaments, les souris peuvent être testés avant l'administration du médicament le matin plutôt qu'après. Cette procédure d'évaluation d'un effet de longue durée amorcée par jours de traitement permet. Dans ce cas, il faut 1 à 2 semaines de traitement à observer un soulagement durable de la allodynie neuropathique. Lorsque le traitement est interrompu, une rechute est habituellement observée dans les 3 à 4 jours 18. A côté de certains antidépresseurs, gabapentinoïdes sont les autres traitements de premier choix pour les douleurs neuropathiques. La gabapentine a une action analgésique aigu et transitoire dans ce modèle 16, mais il affiche également une lon retardée et g durée d'action antiallodynique pour tester l'animal chaque jour avant l'administration du médicament (figure 3, p <0,001). Cette action est plus rapide que avec des médicaments antidépresseurs.

figure-results-1
Figure 1. Mécanique seuils de retrait de la patte dans le modèle de manchette de la douleur neuropathique chez les souris. Souris C57BL/6J mâles adultes ont été habitués à la procédure von Frey jusqu'à une ligne de base stable a été obtenu (la ligne de base est représenté au point 0 sur le graphique). Ces deux pattes ont été testés. Les souris de manchette affichent allodynie mécanique ipsilatéral comme montré par les seuils de retrait de la patte abaissés (n = 10 par groupe).

tp_upload/51608/51608fig2.jpg "/>
Figure 2. Action retardée antiallodynique d'un antidépresseur tricyclique. Après deux semaines après la chirurgie, les souris ont reçu un traitement par voie intrapéritonéale deux fois par jour (matin et soir) avec soit 0,9% de NaCl ou 5 mg / kg de chlorhydrate de nortriptyline (n = 5 ou 6 par groupe ). Le test de von Frey a été effectuée avant le traitement du matin. Avec cette procédure, on observe une action antiallodynique retardé de nortriptyline, qui nécessite environ 12 jours de traitement.

figure-results-2
Figure 3. L'action antiallodynique d'un gabapentinoid. Après trois semaines après la chirurgie, les souris ont reçu un traitement par voie intrapéritonéale deux fois par jour (matin et soir) avec soit 0,9% de NaCl ou 10 mg / kg gabapentine (n = 5 par groupe). Le critère de von Frey a été effectuée avant le traitement du matinment. Avec cette procédure, on observe une action antiallodynique retard et durable de la gabapentine. Les données sont présentées avant de commencer les traitements et à la 6e journée de soins.

Discussion

Le modèle "manchette" a été initialement développé chez le rat pour obtenir un de constriction chronique standardisée et reproductible avec l'implantation de plusieurs manchettes autour du nerf sciatique 6. Il a ensuite été modifié pour implanter un seul brassard 7,8, même si certains groupes de recherche utilisent encore l'insertion de multiples revers 19-22. Il a ensuite été adapté aux souris 9,23, qui a ouvert la possibilité d'utiliser des animaux transgéniques. Le manchon est généralement de 2 mm de long, mais d'autres longueurs avoir également été utilisé dans des rats 22. Le tube de polyethylene dépend de l'espèce: PE-20 chez la souris 9, et PE-60 ou PE 24,25 7,8,26,27-90 chez le rat.

L'allodynie mécanique est mesurée avec des poils de von Frey. Dans ce test, les valeurs absolues pour les seuils de retrait de la patte peuvent dépendre de la surface sur laquelle se trouve l'animal 28 ou sur la durée du filament flexion 3, mais ces facteurs ne pasaffecter la détection de l'allodynie neuropathique.

Le modèle "manchette" est d'un intérêt pour l'étude des mécanismes de la douleur neuropathique. Il a été utilisé pour étudier les changements morphologiques dans les fibres myélinisées et amyéliniques 6,29, et des changements fonctionnels dans les neurones sensoriels, afférents primaires et les neurones spinaux 19,21,22,30-35. Il a permis la démonstration que l'activation gliale et un passage central dans neuronale gradient d'anions, de participer à des changements dans l'activité et dans les réponses de la moelle épinière et les neurones nociceptifs dans allodynie neuropathique 24,36-38. L'influence des récepteurs du glutamate 7,39-41, de récepteurs opioïdes 16,42-45 et de récepteurs nicotiniques 46 a aussi été étudié dans ce modèle.

Un autre intérêt du modèle a sa réponse aux traitements actuels de la douleur neuropathique, c'est à dire., Gabapentinoïdes et les antidépresseurs. Semblables à des observations cliniques: gabapentinoïdes affichent à la fois unn effet analgésique de courte durée aiguë à forte dose et une action retardée soutenue soulager qui est observé après quelques jours de traitement, les antidépresseurs tricycliques et la sérotonine et de la noradrénaline inhibiteurs n'ont pas d'effet analgésique aiguë à dose pertinente, mais ils affichent un retard subi soulager action qui nécessite 1 à 2 semaines de traitement, et la recapture de la sérotonine sélective inhibiteur fluoxétine est inefficace 16. Le modèle convient donc d'étudier le mécanisme moléculaire sous-jacent de ces traitements 16-18,44,45,47, qui peut révéler de nouvelles cibles thérapeutiques pour tester chez les patients 48-51.

Enfin, le modèle permet également à l'étude sur les conséquences de la douleur neuropathique anxio-dépressifs. Cliniquement, ces conséquences affectent environ un tiers des patients souffrant de douleurs neuropathiques, mais sont moins étudiées préclinique que les aspects sensoriels de la douleur. Dans ce modèle, une évolution en fonction du temps de l'anxiété et de la dépression en formephénotypes sive comme est présent 52 et le mécanisme connexe peuvent donc être pris en compte.

Les poignets et des procédures normalisées dans ce modèle de souris de la douleur neuropathique traduisent par une faible variabilité interindividuelle de la allodynie mécanique. La possibilité d'utiliser des animaux génétiquement modifiés, l'allodynie 17,18,44-47,52 de longue durée, la réponse aux traitements utilisés en clinique et le développement en fonction du temps des symptômes anxio-dépressifs font de ce modèle approprié pour l'étude des différents aspects et conséquences de la douleur neuropathique et de ses traitements, qui ont déjà apporté de précieuses informations à ce domaine de recherche.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Centre National de la Recherche Scientifique (contrat UPR3212), l'Université de Strasbourg et par un NARSAD Young Investigator Grant de la Fondation recherche sur le cerveau et le comportement (à IY). Les frais de publication sont pris en charge par le réseau Neurex (Programme Interreg IV Rhin supérieur).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube en polyéthylène PE-20Harvard ApparatusPY2-59-8323Fendu avant l’intervention
KétamineCentravetIMA004
Xylazine HClSigmaX1251Fraîchement préparé avant l’intervention
Ocry-gelCentravet
PinceFST11003-1252,5 mm Pince Bulldog
FSTp130 18038-45
Plaque perforéeCTTM
von Frey filamentsBiosebNC-12775
droite

Références

  1. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochim. Biophys. Acta. 1802, 924-933 (2010).
  2. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundam. Clin. Pharmacol. 25, 1-28 (2011).
  3. Barrot, M. Tests and models of nociception and pain in rodents. Neuroscience. 211, 39-50 (2012).
  4. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  5. Austin, P. J., Wu, A., Moalem-Taylor, G. Chronic constriction of the sciatic nerve and pain hypersensitivity testing in rats. J. Vis. Exp. (61), (2012).
  6. Mosconi, T., Kruger, L. Fixed-diameter polyethylene cuffs applied to the rat sciatic nerve induce a painful neuropathy: ultrastructural morphometric analysis of axonal alterations. Pain. 64, 37-57 (1996).
  7. Fisher, K., Fundytus, M. E., Cahill, C. M., Coderre, T. J. Intrathecal administration of the mGluR compound, (S)-4CPG, attenuates hyperalgesia and allodynia associated with sciatic nerve constriction injury in rats. Pain. 77, (1998).
  8. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Nerve constriction in the rat: model of neuropathic, surgical and central. 83, 37-46 (1999).
  9. Benbouzid, M., et al. Sciatic nerve cuffing in mice: a model of sustained neuropathic pain. Eur. J. Pain. 12, 591-599 (2008).
  10. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43, 205-218 (1990).
  11. Kim, S. H., Chung, J. M. An experimental model for peripheral neuropathy produced by segmental spinal nerve ligation in the rat. Pain. 50, 355-363 (1992).
  12. Vadakkan, K. I., Jia, Y. H., Zhuo, M. A behavioral model of neuropathic pain induced by ligation of the common peroneal nerve in mice. J. Pain. 6, 747-756 (2005).
  13. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87, 149-158 (2000).
  14. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic. 4, 465-470 (2003).
  15. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. J. Vis. Exp. (54), (2011).
  16. Benbouzid, M., et al. Chronic, but not acute, tricyclic antidepressant treatment alleviates neuropathic allodynia after sciatic nerve cuffing in mice. Eur. J. Pain. 12, 1008-1017 (2008).
  17. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are essential for desipramine, venlafaxine or reboxetine action in neuropathic pain. Neurobiol. Dis. 33, 386-394 (2009).
  18. Yalcin, I., et al. Β2-adrenoceptors are critical for antidepressant treatment of neuropathic pain. Ann. Neurol. 65, 218-225 (2009).
  19. Balasubramanyan, S., Stemkowski, P. L., Stebbing, M. J., Smith, P. A. Sciatic chronic constriction injury produces cell-type-specific changes in the electrophysiological properties of rat substantia gelatinosa neurons. J. Neurophysiol. 96, 579-590 (2006).
  20. Ikeda, T., et al. Effects of intrathecal administration of newer antidepressants on mechanical allodynia in rat models of neuropathic pain. Neurosci. Res. 63, 42-46 (2009).
  21. Thakor, D. K., et al. Increased peripheral nerve excitability and local NaV1.8 mRNA up-regulation in painful neuropathy. Mol. Pain. 5, 14(2009).
  22. Zhu, Y. F., Wu, Q., Henry, J. L. Changes in functional properties of A-type but not C-type sensory neurons in vivo in a rat model of peripheral neuropathy. J. Pain Res. 5, 175-192 (2012).
  23. Cheng, H. Y., et al. DREAM is a critical transcriptional repressor for pain modulation. Cell. 108, 31-43 (2002).
  24. Zhang, J., De Koninck, Y. Spatial and temporal relationship between monocyte chemoattractant protein-1 expression and spinal glial activation following peripheral nerve injury. J. Neurochem. 97, 772-783 (2006).
  25. Beggs, S., Liu, X. J., Kwan, C., Salter, M. W. Peripheral nerve injury and TRPV1-expressing primary afferent C-fibers cause opening of the blood-brain. Mol. Pain. 6, 74(2010).
  26. Vachon, P., Massé, R., Gibbs, B. F. Substance P and neurotensin are up-regulated in the lumbar spinal cord of animals with neuropathic. 68, 86-92 (2004).
  27. Aouad, M., Petit-Demoulière, N., Goumon, Y., Poisbeau, P. Etifoxine stimulates allopregnanolone synthesis in the spinal cord to produce analgesia in experimental mononeuropathy. Eur. J. Pain. 18, 258-268 (2014).
  28. Pitcher, G. M., Ritchie, J., Henry, J. L. Paw withdrawal threshold in the von Frey hair test is influenced by the surface on which the rat stands. J. Neuroci. Methods. 87, 185-193 (1999).
  29. Beaudry, F., Girard, C., Vachon, P. Early dexamethasone treatment after implantation of a sciatic-nerve cuff decreases the concentration of substance P in the lumbar spinal cord of rats with neuropathic. Can. J. Vet. Res. 71, 90-97 (2007).
  30. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Cellular mechanisms of hyperalgesia and spontaneous pain in a spinalized rat model of peripheral neuropathy: changes in myelinated afferent inputs implicated. Eur. J. Neurosci. 12, 2006-2020 (2000).
  31. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Nociceptive response to innocuous mechanical stimulation is mediated via myelinated afferents and NK-1 receptor activation in a rat model of neuropathic pain. Exp. Neurol. 186, 173-197 (2004).
  32. Pitcher, G. M., Henry, J. L. Governing role of primary afferent drive in increased excitation of spinal nociceptive neurons in a model of sciatic neuropathy. Exp. Neurol. 214, 219-228 (2008).
  33. Lu, V. S., et al. Brain-derived neurotrophic factor drives the changes in excitatory synaptic transmission in the rat superficial dorsal horn that follow sciatic nerve injury. J. Physiol. 587, 1013-1032 (2009).
  34. Ruangsri, S., Lin, A., Mulpuri, Y., Lee, K., Spigelman, I., Nishimura, I. Relationship of axonal voltage-gated sodium channel 1.8 (NaV1.8) mRNA accumulation to sciatic nerve injury-induced painful neuropathy in rats. J. Biol. Chem. 286, 39836-39847 (2011).
  35. Zhu, Y. F., Henry, J. L. Excitability of AΒ sensory neurons is altered in an animal model of peripheral neuropathy. BMC Neurosci. 13, 15(2012).
  36. Coull, J. A., et al. Trans-synaptic shift in anion gradient in spinal lamina I neurons as a mechanism of neuropathic pain. Nature. 424, 938-942 (2003).
  37. Coull, J. A., et al. BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain. Nature. 438, 1017-1021 (2005).
  38. Keller, A. F., Beggs, S., Salter, M. W., De Koninck, Y. Transformation of the output of spinal lamina I neurons after nerve injury and microglia stimulation underlying neuropathic. 3, 27(2007).
  39. Fundytus, M. E., Fisher, K., Dray, A., Henry, J. L., Coderre, T. J. In vivo antinociceptive activity of anti-rat mGluR1 and mGluR5 antibodies in rats. Neuroreport. 9, 731-735 (1998).
  40. Fundytus, M. E., et al. Knockdown of spinal metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR(1)) alleviates pain and restores opioid efficacy after nerve injury in rats. Br. J. Pharmacol. 132 (1), 354-367 (2001).
  41. Coderre, T. J., Kumar, N., Lefebvre, C. D., Yu, J. S. Evidence that gabapentin reduces neuropathic pain by inhibiting the spinal release of glutamate. J. Neurochem. 94, 1131-1139 (2005).
  42. Kabli, N., Cahill, C. M. Anti-allodynic effects of peripheral delta opioid receptors in neuropathic pain. Pain. 127, 84-93 (2007).
  43. Holdridge, S. V., Cahill, C. M. Spinal administration of a delta opioid receptor agonist attenuates hyperalgesia and allodynia in a rat model of neuropathic pain. Eur. J. Pain. 11, 685-693 (2007).
  44. Benbouzid, M., et al. Δ-opioid receptors are critical for tricyclic antidepressant treatment of neuropathic allodynia. Biol. Psychiatry. 63, 633-636 (2008).
  45. Bohren, Y., et al. µ-opioid receptors are not necessary for nortriptyline treatment of neuropathic allodynia. Eur. J. Pain. 14, 700-704 (2010).
  46. Yalcin, I., et al. Nociceptive thresholds are controlled through spinal Β2-subunit-containing nicotinic acetylcholine receptors. Pain. 152, 2131-2137 (2011).
  47. Bohren, Y., et al. Antidepressants suppress neuropathic pain by a peripheral Β2-adrenoceptor mediated anti-TNFα mechanism. Neurobiol. Dis. 60, 39-50 (2013).
  48. Choucair-Jaafar, N., Yalcin, I., Rodeau, J. L., Waltisperger, E., Freund-Mercier, M. J., Barrot, M. Β2-adrenoceptor agonists alleviate neuropathic allodynia in mice after chronic treatment. Br. J. Pharmacol. 158, 1683-1694 (2009).
  49. Yalcin, I., et al. Chronic treatment with agonists of Β2-adrenergic receptors in neuropathic pain. Exp. Neurol. 221, 115-121 (2010).
  50. Cok, O. Y., Eker, H. E., Yalcin, I., Barrot, M., Aribogan, A. Is there a place for Β-mimetics in clinical management of neuropathic pain? Salbutamol therapy in six cases. Anesthesiology. 112, 1276-1279 (2010).
  51. Choucair-Jaafar, N., et al. Cardiovascular effects of chronic treatment with a Β2-adrenoceptor agonist relieving neuropathic pain in mice. Neuropharmacology. 61, 51-60 (2011).
  52. Yalcin, I., et al. A time-dependent history of mood disorders in a murine model of neuropathic pain. Biol. Psychiatry. 70, 946-953 (2011).

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Modèle de douleur neuropathiqueallodynie mécaniquetest de Von Freycompression du nerf périphériqueprocédure chirurgicale chez la sourisimplantation d'une gaine en polyéthylèneseuil de retrait de la pattetraitement à la nortriptylinesensibilité aux gabapentinoïdes
Le nerf sciatique menottes modèle de douleur neuropathique chez les souris
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.