Article de méthode

Vessie muscle lisse bande de contractilité comme une méthode pour évaluer urinaires inférieures Pharmacologie

DOI :

10.3791/51807

⸱

18 août 2014

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Renal division, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Pharmacology and Chemical Biology, University of Pittsburgh School of Medicine

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce manuscrit présente un simple, mais puissant, méthode in vitro pour l'évaluation de contractilité du muscle lisse en réponse à des agents pharmacologiques ou la stimulation du nerf. Les principales applications sont le dépistage des drogues et de la physiologie des tissus compréhension, la pharmacologie et la pathologie.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous décrivons une méthode in vitro pour mesurer la vessie contractilité du muscle lisse, et son utilisation pour l'étude des propriétés physiologiques et pharmacologiques des muscles lisses ainsi que les changements induits par la pathologie. Cette méthode fournit des informations essentielles pour comprendre le fonctionnement de la vessie tout en surmontant les grandes difficultés méthodologiques rencontrées dans des expériences in vivo, comme les manipulations chirurgicales et pharmacologiques qui affectent la stabilité et la survie de la préparation, l'utilisation de tissus humains, et / ou l'utilisation de produits chimiques coûteux. Il fournit également un moyen d'étudier les propriétés de chaque composant de la vessie (c.-à-muscle lisse, les muqueuses, les nerfs) dans des conditions saines et pathologiques.

La vessie est enlevée d'un animal anesthésié, placé dans une solution de Krebs et couper en lanières. Les bandes sont placées dans une chambre remplie avec une solution tiède de Krebs. Une extrémité est fixée à un tensio isométriquen transducteur pour mesurer la force de contraction, l'autre extrémité est fixée à une barre fixe. Le tissu est stimulée par addition de composés directement dans le bain ou par des électrodes de stimulation de champs électriques qui activent les nerfs, similaire au déclenchement des contractions de la vessie in vivo. Nous démontrons l'utilisation de cette méthode d'évaluation de contractilité des muscles lisses spontanée au cours du développement et après une lésion de la moelle épinière expérimental, la nature de la neurotransmission (émetteurs et récepteurs impliqués), les facteurs impliqués dans la modulation de l'activité du muscle lisse, le rôle des différents composants de la vessie, et les espèces et les différences d'organes en réponse aux agents pharmacologiques. De plus, il pourrait être utilisé pour l'étude des voies intracellulaires impliqués dans la contraction et / ou de relaxation des muscles lisses, les relations structure-activité et l'évaluation de médicaments libération du transmetteur.

La méthode de la lisse de la contractilité du muscle in vitro a été largement utilisée for plus de 50 ans, et a fourni des données qui ont contribué de manière significative à notre compréhension de la fonction de la vessie ainsi que pour le développement pharmaceutique de composés actuellement utilisés en clinique pour la gestion de la vessie.

Introduction

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La lisse de la vessie muscle se détend pour permettre le stockage de l'urine, et les contrats de susciter l'urine élimination. Relaxation est médiée par des propriétés musculaires lisses intrinsèques et par la libération tonique de la noradrénaline (NA) des nerfs sympathiques, qui active les récepteurs bêta-adrénergiques (β de 3 AR chez l'homme) dans le détrusor. Annulation est réalisé par l'inhibition de l'entrée sympathique et l'activation des nerfs parasympathiques qui libèrent l'acétylcholine / ATP de contracter le muscle lisse de la vessie 1. De nombreux états pathologiques, y compris le cerveau et / ou une blessure de la moelle épinière, les maladies neurodégénératives, le diabète, l'obstruction de la sortie de la vessie, ou de la cystite interstitielle peuvent modifier profondément la fonction de la vessie, avec de graves répercussions sur la qualité de vie du patient 2. Ces conditions altèrent la contractilité du muscle lisse en affectant un ou plusieurs composants de la vessie: le muscle lisse, les nerfs afférents ou efférents et / ou lemuqueuse.

Plusieurs in vivo et des méthodes in vitro pour étudier la fonction de la vessie ont été développés. In vivo, cystometry est la principale mesure de la fonction de la vessie. Bien que ce soit une préparation intacte qui permet la collecte d'informations dans des conditions proches physiologiques, il ya un certain nombre de circonstances dans lesquelles l'utilisation de bandes de muscle lisse est préférable. Il s'agit notamment des situations où chirurgical et / ou des manipulations pharmacologiques pourraient affecter la survie et la stabilité de la préparation in vivo, ou lorsque les études nécessitent l'utilisation de tissu humain ou des produits chimiques coûteux. Cette méthode facilite également l'examen des effets de la drogue, de l'âge et de la pathologie de chaque composante de la vessie, c'est à dire le muscle lisse, les muqueuses, les nerfs afférents et efférents.

bandes de la vessie ont été utilisés au cours des années par de nombreux groupes de répondre à un certain nombre de questions scientifiques. Ils ont été utilisés pour evachangements de luer l'activité spontanée myogénique induits par la pathologie. Cette activité est censé contribuer à l'urgence et la fréquence des symptômes de la vessie hyperactive (OAB), et est donc une cible pour les médicaments en cours de développement pour la vessie hyperactive 3-9. bandes de la vessie ont également été utilisés pour étudier les facteurs myogéniques et neuronaux qui modulent le tonus musculaire lisse dans le but de découvrir les canaux ioniques et / ou des récepteurs et / ou des voies intracellulaires qui pourraient être ciblées pour induire soit la relaxation ou la contraction du muscle lisse 3,10- 13. D'autres études se sont concentrées sur la nature de la neurotransmission, notamment des émetteurs et des récepteurs impliqués et les changements induits par la pathologie 14,15. En outre, la méthode a été utilisée pour les comparaisons entre les tissus de différentes espèces de 16 18, entre les organes 19-21, et l'évaluation des médicaments relations structure-activité 22-24. Une extension de cette méthode a été utilisée pour MEASURe l'effet des médicaments sur la libération du transmetteur de nerfs efférents 25. En outre, une variété de tissus (vessie, l'urètre, le tube digestif, GI) récoltées à partir d'animaux ou d'humains (de chirurgies ou de tissus de donneurs d'organes approuvés pour la recherche) et d'une variété de modèles animaux, y compris des blessures de la moelle épinière (SCI), l'obstruction de sortie de vessie (BOO), ou la cystite interstitielle (IC) peuvent être étudiés en utilisant cette technique.

Dans cet article, nous illustrons l'utilisation de cette méthode ainsi que des protocoles expérimentaux nécessaires, à répondre à plusieurs questions scientifiques mentionnées ci-dessus.

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Protocole

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Toutes les procédures décrites ici sont approuvés par le comité IACUC à l'Université de Pittsburgh.

1. Solutions

  1. Préparer une solution de Krebs selon la recette. Composition en mM: NaCl 118, KCl 4,7, CaCl2 1,9, MgSO4 1,2, NaHCO 3 24.9, KH 2 PO 4 1,2, dextrose 11,7.
  2. Aérer Krebs avec 95% de O 2, 5% de CO 2 et le placer dans un bain à 37 ° C de l'eau pour être utilisé tout au long de l'expérience. Placer côté ~ 200 ml de solution de Krebs aérée à la température ambiante pour être utilisés pour la dissection de tissus.
  3. Mesurer le pH (~ 7.4) et l'osmolarité (~ 300 mOsm) aérée de Krebs.

2. expérimental (Schéma Figure 1A)

  1. Remplir aérée (95% O 2, 5% CO 2) chambres avec 10 ml de Krebs.
  2. Démarrer la pompe à circulation d'eau pour chauffer les chambres à 37 ° C; allumer l'équipement nécessaire: amplificateur (s), stimulateur (s) et le logiciel d'enregistrement.
  3. Calibrer les capteurs avec un poids de 1 g.

3. tissus (Figure 1B)

Retirer la vessie d'une femme adulte naïf Sprague Dawley (200-250 g; ~ 10-12 semaines) en suivant ces étapes:

  1. Préparer la zone de dissection et instruments nécessaires: les rasoirs électriques, des pinces à dents, lame de scalpel, ciseaux de dissection, microciseaux, deux pinces à disséquer (auteurs préfèrent Dumont forceps 3 #), les clips de tissus (ou suture de soie), un plat de dissection enduit Sylgard avec Krebs et repères de la dissection du tissu.
  2. Anesthésier l'animal avec l'inhalation d'isoflurane (4% de O 2) dans la chambre d'induction. Utilisez pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie. Surveiller en permanence le niveau de l'anesthésie en observant le taux de respiration, réponse à des stimuli externes, et perte d'un membre arrière retirer réflexe.
  3. Lorsque l'animal est anesthésié rasage du bas de l'abdomen unerea. Exposer les organes pelviens par une incision abdominale médiane. Identifier la vessie et de l'urètre. Retirer la vessie en coupant au niveau du col de la vessie près de l'urètre proximal. Placez le tissu immédiatement dans le plat recouvert Sylgard rempli de solution aérée Krebs.
  4. Si nécessaire, enlever le tissu supplémentaire à cette époque: l'urètre, des morceaux de gastro-intestinal (GI) et / ou de la prostate, etc
  5. Sacrifier l'animal en utilisant des méthodes IACUC approuvés (par exemple surdose d'anesthésique ou CO 2 asphyxie suivie par une méthode secondaire).
  6. Insérer les broches de tissus disséquer à travers les dômes vessie, le cou et les uretères, pour stabiliser le tissu pour plus de dissection. Ne pas étirer le tissu. Enlever la graisse, le tissu conjonctif, de l'urètre proximal, et les uretères s'il est présent.
  7. Ouvrez la vessie de la base au dôme de créer une feuille plate, côté séreuse descente côté / luminale (Figure 1B). Placer les repères de dissection à chaque coin du tissu. Retirer la vessie dome et le tissu du col.
  8. Si le but de l'expérience est de déterminer la contribution de la muqueuse (urothélium et de la lamina propria - voir schéma figure 1C) de la contraction du muscle lisse, comparer les propriétés des bandes du détrusor avec et sans la muqueuse attachée. Pour cela, avant de couper le tissu en bandes, retirez soigneusement la couche muqueuse en utilisant l'iris printemps ciseaux et des pinces fines sous un microscope à dissection. A la fin de l'expérience, fixer les bandes de coloration H & E pour confirmer la suppression complète de la muqueuse. A noter que cette procédure est plus facile dans la vessie de la souris dans la vessie de rat.
  9. Couper le tissu de la longueur de la base au dôme en bandes de ~ 2 x 8 mm (figure 1B). Attachez ou fixez un clip de tissus aux deux extrémités de chaque bande.
    REMARQUE: Une vessie de rat peut généralement être découpé en 4 bandes, mais le nombre de bandes peut augmenter ou diminuer en fonction de la taille des animaux / vessie.
  10. Transférer les bandes à la experchambres imental. Attacher une extrémité de chaque bande à un transducteur de force, qui mesure la contraction des tissus, et l'autre à une tige fixe verre / métal.
    REMARQUE: chambres de tissus varient en taille (0,2 ml à 20 ml ou plus). Chambres typiques de vessies de rongeurs sont 5-20 ml, qui offrent une hauteur suffisante pour les bandes d'être complètement immergés dans une solution. Certaines chambres sont équipées de haut-électrodes de stimulation, d'autres non. Il faut prendre soin de s'assurer que toutes les connexions des électrodes sont en bon état, sinon, une stimulation de champ électrique n'est pas fiable.
  11. Appliquer une quantité définie de la force pour chaque bande par étirement en douceur le tissu jusqu'à ce que la tension de référence atteint 1 g (~ 10 mN). Initialement, le tissu a tendance à se détendre qui est enregistré comme une diminution de la tension de référence. Laver le tissu environ toutes les 15 minutes en utilisant la chaleur aérée Krebs et ajuster la tension de référence à 1 g après chaque lavage. Laisser le tissu à s'équilibrer pendant ~ 1-2 heures ou jusqu'à ce que la tension de référence est stable (c'est à dire pas plus de relâchement des tissus).
  12. Test de viabilité du tissu par l'addition de KCl (80 mM) directement au bain de ~ 5 min, ou jusqu'à ce qu'une réponse de plateau est atteinte. Les réponses à de fortes concentrations de KCl peuvent aussi être répétées au cours de l'expérience ou à la fin de l'expérience et utilisés pour normaliser les réponses à d'autres médicaments ou entre les bandes (voir normalisation vertu de l'article d'analyse de données).
  13. Plusieurs fois de tissu de lavage (3-5x) avec la chaleur de Krebs aérée pour permettre au tissu de revenir à des conditions de pré-traitement.

4 Protocoles de stimulation

  1. Pour étudier les effets de la pathologie sur l'activité myogène spontanée ou tonus des muscles lisses, utiliser des bandes de muscles lisses de différents modèles animaux, comme le PCA, BOO, ou le nouveau-né. Figure 2 illustre l'utilisation de cette méthode pour étudier les changements dans la vessie activité spontanée au cours du développement et après la SCI. En outre, des agents pharmacologiques peuvent être utilisés pour moduler spactivité ontaneous. Figure 3 illustre l'effet des modulateurs des canaux KCNQ, flupirtine et XE991, sur l'activité spontanée et tonus des muscles lisses.
  2. Pour les courbes lisses pharmacologiques stimulation musculaire construct de réponse à la concentration par addition de composés à partir de solutions mères concentrées directement dans le bain à des intervalles de temps définis. Utilisez la drogue et le véhicule en bandes parallèles à tenir compte des effets de véhicules et de temps.
    1. Faire des solutions mères de composés de test souhaités à 1000x la concentration de travail finale. Pour carbachol (CCh), un agoniste des récepteurs muscariniques, de préparer des stocks suivants: 10 -5 M, 3 x 10 -5 M, 10 -4 M, 3 x 10 -4 M, 10 -3 M, 3 x 10 -3 M , 10 -2 M. Les concentrations finales dans le bain est de 10 -8 M à 10 -5 M (figures 4C et D). Pour neuromédine B (NMB), un sous-type de récepteurs de la bombésine une agoniste, préparer des stocks suivants: 10 -8 M, 10 -7M, 10 -6 M, 10 -5 M, 10 -4 M, 10 -3 M et des concentrations finales dans la salle de bain sont 10 -11 M à 10 -6 M. Les deux CCh et NMB devraient augmenter la contractilité des tissus.
    2. Pour un bain de tissu de 10 ml, ajouter 10 ul de chaque solution mère CCh dès que la réponse atteint un plateau (figure 4C, D). En bandes parallèles ajouter des quantités égales de véhicule (eau). De même, ajouter 10 ul de chaque solution neuromédine B du stock chaque ~ 5 min.
      REMARQUE: Observez l'effet excitateur du NMB et CCh sur le tonus musculaire lisse en bandes de différentes espèces dans la figure 4.
    3. Étudier les propriétés de relaxation des muscles lisses dans les tissus pré-traitées avec un agent excitateur, généralement CCh ou KCl.
    4. Pour bloquer une réponse agoniste, prétraiter les tissus pour 10-20 min avec l'antagoniste pour permettre la pénétration de tissu, avant agoniste stimulation.
  3. Pour stim neuronesulation du muscle lisse, aussi appelée stimulation de champ électrique (EFS) suivre les étapes 1 à 3.13 et continuer comme décrit ci-dessous. EFS est destiné à activer sélectivement les nerfs contre le muscle lisse. Paramètres de stimulation doivent être choisis avec soin pour éviter la stimulation des muscles lisses direct.
    1. Établir des paramètres de stimulation: type de stimulus (des impulsions uniques ou des trains), la durée (durée de l'impulsion et de la durée de train), la fréquence et l'intensité, comme décrit dans les étapes ci-dessous et illustré sur les figures 5A, B.
      1. Pour la stimulation unique d'impulsion, définissez la durée d'impulsion, intervalle inter-stimulus et le nombre de stimuli souhaités. Paramètres de durée de stimulation habituels sont des impulsions uniques de 0,05-0,3 msec livré à des intervalles souhaités (figure 5A). Suivez l'étape 4.3.1.4 pour l'intensité du stimulus.
      2. Pour la stimulation de train, régler la durée de train et l'intervalle de train inter. Des valeurs typiques pour les tissus de la vessie sont livrés 10.03 sec au moins 1 mdans l'autre (Figure 5B). Si la fatigue des tissus se produit (c.-à-EFS contractions diminuent pendant la période de contrôle), augmenter l'intervalle de train inter.
      3. Établir la fréquence des stimuli de train (nombre d'impulsions dans un train - La figure 5B). Exécution d'une courbe de réponse en fréquence allant de 0,5 à 50 Hz. Fréquences typiques de la vessie sont 10-20 Hz, ce qui donne des contractions reproductibles et stables médiation par l'ATP et l'acétylcholine. Respecter les réponses dépendant de la fréquence à EFS stimulation en bandes de la vessie de la souris dans la figure 5 montrant comment cette méthode peut être utilisée pour évaluer la contribution des cholinergique et mécanismes purinergiques à la neurotransmission.
      4. Établir l'intensité de la stimulation: systématiquement augmenter l'intensité (tension) du stimulus jusqu'à ce que l'amplitude de la contraction atteint un plateau (si l'on utilise des trains de maintenir constante la fréquence).
      5. Régler l'intensité de la stimulation en fonction de l'but de l'expérience. Si l'objectif est d'augmenter les contractions neuronale évoquée, puis utilisez intensité sous-maximale telle que l'amplitude de la contraction est d'environ 50% de la contraction maximale. Si l'objectif est de diminuer les contractions neuronale évoquée, puis réglez l'intensité de ~ 80% de l'amplitude maximale pour éviter la fatigue des tissus.
    2. Une fois les paramètres de stimulation (durée, fréquence et intensité) sont établies, permettra ~ 20-30 min pour EFS- évoqué contractions se stabiliser avant de dépistage des drogues.
      REMARQUE: Pour vérifier la sélectivité de l'EFS pour la transmission neuronale, transmission nerveuse bloc avec le bloqueur des canaux Na +, la tétrodotoxine (TTX; 0,5-1 M). Effectuer cette étape au début de l'expérience, comme TTX s'enlève relativement facilement. De plus, réaliser cela à la fin de l'expérience (voir l'étape 4.3.5. Ci-dessous).
    3. Préparer des solutions de 1,000x à des concentrations finales de travail pour: alpha, bêta-méthylène ATP (ABMA, un activateur de récepteurs purinergiqueset désensibilisant) 10 -2 M, l'atropine (un antagoniste des récepteurs muscariniques) 10 -3 M (Figure 5C). Observer les autres exemples dans la figure 6. L'agoniste des récepteurs de 5HT4, le cisapride (3 x 10 -6 M, 10 -6 M, 3 x 10 -5 M, 10 -5 M, 3 x 10 -4 M, 10 -4 M, 3 x 10 -3 M, 10 -3 M), augmente la contractilité du tissu et le SB-203186 (3 x 10 -3 M), un antagoniste du récepteur 5HT4, inverse les effets de cisapride.
    4. Pour tester les effets de l'atropine et ABMA sur EFS (figure 5C), effectuer deux courbes de réponse en fréquence de contrôle. Ajouter 10 ul de 10 -2 M dans le bain ABMA pour une concentration finale de 10 uM. Ce tissu se contracte en raison de la stimulation directe des récepteurs purinergiques dans les muscles lisses. Après le retour de réponse à la ligne de base, répéter courbes de réponse en fréquence. Ajouter 10 ul de 10 -3 M atropine pour un concentrat finaleion de 1 uM. Après ~ 10 min (nécessaire pour l'atropine pour bloquer les récepteurs muscariniques), les courbes de réponse en fréquence de répétition. Dans bandes parallèles ajouter 10 ul du véhicule, de l'eau, à chaque étape.
      REMARQUE: Pour d'autres exemples de la figure 6, ajouter 10 ul de chaque solution cisapride des stocks à des intervalles définis de temps (~ toutes les 15 min; voir la discussion), suivis par 10 pi de SB-203186 solution stock directement dans le bain et de surveiller leur effet sur contraction EFS-induite. Dans bandes parallèles ajouter 10 ul du véhicule, le DMSO. Observer les effets du cisapride, un agoniste des récepteurs 5HT4, sur les contractions EFS évoquées dans les tissus de la vessie et l'iléon des droits de la figure 6. Outre, observer l'effet de DMSO, le véhicule pour le cisapride, sur EFS évoqués contractions de la vessie et des tissus humains de l'iléon .
    5. A la fin du protocole EFS vérifier la sélectivité de EFS en bloquant la transmission nerveuse de l'agent de blocage des canaux Na +, la tétrodotoxine (TTX; 0,5-1 et# 181; M). Si les contractions résistants TTX sont toujours présents, il est recommandé d'ajuster la durée et de l'intensité du stimulus dans les expériences suivantes.
  4. Pour déterminer les effets des médicaments sur des sites pré ou post-synaptiques (figure 7A) suivez les étapes 1 à 4.3.2. Établir des réponses reproductibles au carbachol et EFS, puis ajouter médicament X.
  5. A la fin de l'expérience, déclipser ou défaire les bandes, éponger délicatement sur un morceau de papier de soie pour éliminer davantage de liquides et de mesurer le poids de chaque bande en utilisant une balance. Mesurer également la longueur de tissu en utilisant un pied à coulisse à déterminer surface de section transversale. Cette information est utilisée pour la normalisation des données (voir section 5.4).

Analyse 5. données

Analyser les données en utilisant un logiciel adéquat (par exemple, Windaq, LabChart).

  1. Pour l'activité spontanée, sélectionner une fenêtre d'au moins 30 secondes avant et à l'apogée de la réponse induite par les médicaments et moiasure amplitude et la fréquence de l'activité myogène (figure 3).
    1. Utilisez rapide analyse de la transformation de Fourier pour déterminer le spectre de fréquences qui contribuent à la contraction des réponses et s'il existe des différences entre les différentes parties de la vessie (par exemple, le dôme vs cou) ou avec le développement, la pathologie et la drogue 8.
  2. Pour les effets sur le tonus musculaire lisse sélectionner une fenêtre d'au moins 10-30 secondes avant et à l'apogée de la réponse induite par les médicaments et de mesurer l'amplitude de la contraction.
  3. Pour les effets sur les contractions syncope évoqués mesurer l'amplitude, la durée et l'aire sous la courbe des contractions (au moins 3) avant et pendant le pic de la réponse induite par le médicament.
    NOTE: Il est nécessaire de mesurer à la fois l'amplitude et l'aire sous la courbe des contractions EFS-induites parce que les composants purinergiques et cholinergiques ont une cinétique différente. La composante purinergiques est rapide et transitoire (ATP active purinergic canaux ionotropiques tels que P2X1 afflux rapide qui permettent de calcium, puis ils désensibiliser), ce qui contribue davantage à la réponse d'amplitude de crête inférieure et de la surface sous la courbe. La composante cholinergique est plus lente et soutenue (ACh active les récepteurs muscariniques métabotropiques, qui nécessitent plus de temps pour activer les voies intracellulaires qui activent finalement canaux ioniques qui dépolariser le muscle lisse pour induire une contraction). Ainsi, le composant muscarinique est capturée par une meilleure mesure de l'aire sous la courbe.
  4. Normaliser les données pour être en mesure de comparer les résultats entre les bandes et les traitements pharmacologiques. Le paramètre choisi pour la normalisation ne doit pas être influencé par les composés d'essai, l'état pathologique ou de la conception expérimentale étudiée. Parmi ces paramètres, le poids utilisation de la bande, surface de section transversale, les réponses au KCl (Figure 4B),% de la réponse maximale (Figure 7B) ou% de la réponse maximale à un autre agent contractile(Par exemple, CCH) ou des agents de détente (par exemple, la papavérine).

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Activité spontanée Myogenic

L'activité myogène spontanée est une caractéristique importante du muscle lisse qui subit des variations avec le développement postnatal 6-9 et pathologie (par exemple, SCI, BOO) 3-5. Parce que cette activité est estimé à contribuer aux symptômes de la vessie hyperactive (OAB) 2, une évaluation des récepteurs, des voies intracellulaires et des agents pharmacologiques qui modulent il, est d'un grand intérêt...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans cet article, nous avons décrit une in vitro simple lisse méthode de la contractilité du muscle qui peut être utilisé pour répondre à un certain nombre de questions scientifiques importantes liées à la vessie physiologie et la pathologie, ainsi que la complicité de la découverte de nouveaux médicaments pour traiter les dysfonctionnements de la vessie. Nous avons illustré l'utilisation de cette méthode pour évaluer les propriétés de développement, pathologiques et pharmacologiques de contractilité du mus...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a été soutenue par le NIH R37 DK54824 et R01 DK57284 subventions à LB

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Equipment
Système de bain tissulaire avec réservoirRadnoti, LLC159920bains tissulaires isolés
Pompe à recirculation d’eau chaudeKent Scientific Corporation  ;TPZ-749pour maintenir les bains de tissus à 37 ° ; C
informatiques
Système d’acquisitionDataQ InstrumentsDI-710-UHPour visualiser, enregistrer et analyser des données Transbridge
Transducteur AmplificateurWorld Precision InstrumentsSYS-TBM4MAmplificateur de transducteur
Stimulateur d’herbe GrassTechnologiesModèle S88Stimulateur
Système d’anesthésieKent Société scientifique  ;ACV-1205SPour anesthésier l’animal
Boîte d’anesthésieHarvard Apparatus500116Pour anesthésie l’animal
Masques d’anesthésie KentScientific Corporation  ;AC-09508Pour anesthésier l’animal
Matériaux et instruments chirurgicaux
SylgardDow Corning Corp184 SIL ELAST KITPour épingler, disséquer et couper des tissus
Boîte de PétriCorning3160-152Pour disséquer/couper des tissus
Épingles à insectesENTOMORAVIA Austerlitz Épingles à insectesTaille 5Pour épingler des tissus
Bench PadVWR International56617-014Coussinets de paillasse absorbants
Kit chirurgical pour ratsKent Scientific Corporation  ;INSRATKITPour enlever et disséquer
du tissu 2 Dumont #3 ForcepsKent Scientific Corporation  ;INS500064Pour enlever et disséquer des tissus
Pince à tissusKent Scientific Corporation  ;INS500092Pour prélever et disséquer des tissus
ScalpelKent Scientific Corporation  ;INS500236Pour enlever et disséquer les tissus
Lame de scalpelKent Scientific Corporation  ;INS500239Pour enlever et disséquer les tissus
Professional Clipper  ;Braintree Scientific, Inc.CLP-223  ; 45Pour enlever la fourrure
Fil de sutureOutils de sciences fines18020-50Attachez le tissu
Clips de tissuRadnoti, LLC158802Fixez le tissu à la tige/au transducteur Poids
de 1 g  ; Mettler Toledo11119525Pour l’étalonnage du transducteur
Chemicals
Krebs Solution :
Chlorure de sodium
Chlorure de potassium
Phosphate de potassium monobasique
Sulfate de magnésium
Dextrose
Bicarbonate de sodium
Chlorure de calcium
Chlorure		de magnésium  ;
Sigma
Fisher
Fisher
Fisher
Fisher
Sigma
EMD
Baker		  ;
S7653
P217-500
P285-3
M65-500
D16-500
S5761
CX0130-2
2444		Pour préparer la solution de Krebs
IsofluraneHenry Schein029405To anesthésier
l’animal  ; Réservoir d’oxygèneMatheson Tri Gasox251À utiliser avec le système d’anesthésie
Réservoir Carbogen (95 % d’oxygène ; 5 % de dioxyde de carbone)  ;Matheson Tri GasMoxn00hn36DPour aérer les solutions Krebs
Données

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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