Préparation de tissu du donneur de cornée pour membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet

Résumé

Kératoplastie endothéliale est une technique chirurgicale en constante évolution que les avancées se traduisent par la transplantation de greffons les plus fines avec chaque succession ^1. Ici, nous présentons une technique de dissection du tissu à commande manuelle pour permettre une séparation sûre et reproductible de l'endothélium et les membranes de Descemet de donateurs boutons cornéosclérale pour la transplantation ^2.

Résumé

Membrane Endothelial Keratoplasty de Descemet (DMEK) est une forme de greffe de cornée dans laquelle seule une couche de cellules unique, l'endothélium cornéen, avec sa membrane basale (la membrane de Descemet) est introduit sur ​​postérieure du stroma du destinataire ^3. Contrairement à dénuder automatique endothéliale Keratoplasty de Descemet (DSAEK), où plus stroma du donneur est introduit, aucune interface anormal stroma-à-stroma est créé. En conséquence, l'anatomie naturelle de la cornée est conservée autant que possible permettant d'améliorer le temps de récupération de l'acuité visuelle et ^4. Endothéliale Keratoplasty (EK) est la procédure de choix pour le traitement de la dysfonction endothéliale. Les avantages de EK comprennent la récupération rapide de la vision, de la préservation de l'intégrité oculaire et le changement de réfraction minime en raison de l'utilisation d'une petite incision périphérique ^1. DSAEK utilise le tissu du donneur préparé avec stroma d'épaisseur partielle et l'endothélium. Le succ rapideess et l'utilisation de cette procédure peut être attribuée à la disponibilité de l'œil-banque de tissus prédécoupés préparé. Les avantages de la préparation yeux banque de tissus de donneurs comprennent l'élimination de la nécessité d'un équipement spécialisé dans la salle d'opération et la disponibilité des back up de tissu du donneur en cas de perforation de tissu lors de la préparation. En outre, la préparation du volume élevé de tissu du donneur par des techniciens œil bancaires peut fournir une meilleure qualité de tissu du donneur. DSAEK peut avoir limité la meilleure acuité visuelle corrigée en raison de la création d'une interface de stroma entre le donateur et bénéficiaire cornée. L'élimination de cette interface avec la transplantation de la membrane et de l'endothélium seul bailleur de fonds de Descemet dans DMEK peut améliorer les résultats visuels et de réduire les complications après EK ^5. Similaire à DSAEK, le succès à long terme et l'acceptation de DMEK dépend de la facilité de la disponibilité de prédécoupée, eye-banque, a préparé le tissu du donneur. Nous présentons ici une approche par étapes pour la préparation de tissu du donneur qui peuvent réduire certaines barriteurs oculaires banques font face dans la fourniture de greffons DMEK.

Introduction

Endothéliale Keratoplasty (EK) a rapidement remplacé kératoplastie (PKP) que la procédure de choix pour le traitement de maladies endothéliales qui représentent plus de 50% de toutes les transplantations effectuées aux États-Unis en 2012 ^6. PKP est limitée par la réhabilitation visuelle prolongée à haute astigmatisme et l'instabilité de réfraction, la perte de l'intégrité du globe et les complications liées à la suture. Procédures d'EK de première génération, y compris en profondeur lamellaire endothéliale Keratoplasty (DLEK) impliqués dissection manuelle de stroma cornéen avec la transplantation de l'épaisseur des tissus du donneur partielle. Ces procédures ont réussi à transplanter des tissus de l'endothélium des bailleurs de fonds, tout en maintenant une surface de la cornée intacte mais étaient techniquement difficile et conduit à limiter la meilleure acuité visuelle corrigée en raison de l'interface lamellaire de la cornée irrégulière ^1. La procédure d'EK de choix actuel est Décapage endothéliale Keratoplasty de Descemet (DSEK) qui offre clar cornéelité avec une récupération plus rapide de la vision, minimise l'erreur de réfraction postopératoire et l'astigmatisme, et diminue le risque de déhiscence de la plaie traumatique tout en maintenant la surface de la cornée ^7. Cette procédure implique l'ablation de la membrane de Descemet et de l'endothélium malade et le remplacement partiel de donneur d'épaisseur du tissu de la cornée comprenant une nouvelle couche de cellules endothéliales. La cornée du donneur est disséqué avec un microkératome pour préparer le tissu transplanté est postérieure ^8. Préparation du tissu du donneur par les oculaires banques a contribué à la croissance rapide et, sans doute, le succès de cette procédure. L'augmentation de 16 fois près de procédures DSEK aux États-Unis entre 2005 et 2012 correspond à près de la moitié du tissu en cours de préparation par les oculaires banques ^6.

Bien DSEK peut améliorer l'acuité visuelle de 20/40 ou mieux, la plupart des patients n'atteignent pas 20/20 vision grâce à l'interface du stroma brume et la lumière accruedisperser de l'ajout de donneur stroma tissu ^7. La technique chirurgicale EK a progressé à membrane endothéliale Keratoplasty de Descemet (DMEK) qui implique la transplantation de la membrane (DM) et l'endothélium de Descemet seul bailleur de fonds. Cette procédure a une plus grande proportion de patients qui atteignent 20/20 vision, la récupération visuelle plus rapide, et un moindre risque de rejet endothélial ^9. Cependant, la préparation de tissu du donneur est plus difficile en raison des dimensions plus fines greffés.

Protocole

1 Configuration de champs stériles

1. Don tenue correcte y compris chapeau et masque. Porter des lunettes de protection lorsque dans la salle de traitement.
2. Préparer la zone de traitement. Lors de l'utilisation d'une chambre de traitement, de maintenir un fonctionnement continu du ventilateur pour créer une pression positive dans la chambre.
3. Rassemblez toutes les fournitures. Vérifiez les dates d'expiration, intégrité de l'emballage, et l'indicateur de stérilisation.
4. Se laver les mains et enfiler des gants non stériles.
5. Ouvrez les kits stériles pour établir un champ stérile. Lors de l'utilisation d'une salle de traitement, placer les kits sur la table et ouvrir de manière aseptique les enveloppements. Ne pas utiliser les extérieurs 1 ½ pouces de l'enveloppe dans le cadre du champ stérile car ce segment est considéré comme non stérile.
6. En utilisant une technique aseptique, ouverte et déposer des éléments stériles sur champ stérile sauf si déjà partie de la meute premade.
7. Déplacez microscope afin qu'il soit au-dessus du champ stérile, allumer la source de lumière de microscope, et ajuster oculaires comme nécessaire.
8. Obtain tissu cornéen à décaper (dans les milieux de la conservation) et place à côté de la zone de traitement stérile prêt. Desserrer le bouchon de chambre d'observation et laissez-le reposer sur le dessus de la visualisation base de la chambre sans filets en prise. Jeter les gants non stériles.
9. Ouvrir une paire de gants stériles et une blouse stérile avec une serviette.
10. Effectuer le lavage chirurgical. Porter une blouse stérile, puis des gants stériles.
11. Boîtes d'instruments ouverts de sorte que toutes les fournitures sont accessibles. Ouvrir l'humidité du drap imperméable à créer la zone de travail.
12. Fixer l'aiguille à une seringue de 5 ml. L'utilisation d'une pince hémostatique, préparer l'aiguille 30 G en plaçant une courbure de 1 mm à partir du biseau, et un autre pli de 1 mm à partir de la base (pour former une forme en "S").
13. Monter la seringue en verre pour la coloration au bleu trypan en plaçant le piston dans la seringue et le doigt de serrage sur le piston. Fixez la canule.
14. Fixer la canule du flacon de solution saline équilibrée (BSS).
15. Séparer le poinçon de trépan à partir du bloc de videet mettre de côté. Centrer le bloc de vide à l'intérieur du champ de vision du microscope.
16. Apportez le bloc de vide au point en ajustant les réglages du microscope.

2 Procédure pour la préparation de tissu du donneur

1. Soulevez le capot de chambre de visualisation utilisant carré de feuille comme un obstacle. Avec l'autre main et l'aide de pinces, saisir délicatement cornée par sclérotique jante pour enlever la cornée. Replacez le couvercle de la chambre de visualisation.
2. Enfoncez complètement la seringue d'aspiration, puis placez côté de l'épithélium de la cornée sur le bloc de vide et de veiller à ce qu'il soit centré. (Figure 1)
3. Bague d'assise légèrement inférieure sur le bloc de vide en utilisant les messages de guidage. Engager vide lentement en libérant le piston de la seringue d'aspiration. Retirer la bague de siège et mettre de côté. (Figure 2).
4. Effectuez une trépanation partielle de marquer par l'intermédiaire de la membrane de Descemet.
5. Réglez microscope zoom et mise au point pour que le tissu est bien visualisée.
6. Inclinez le bloc de vide et d'utiliser une lance d'écouvillon stérile placé au limbe pour éliminer le milieu excès. (Figure 3)
7. Placez suffisamment de tache au limbe pour colorer le bord de la membrane de Descemet marqué. Laisser la tache de rester sur l'endothélium de 60 à 90 sec. (Figure 4)
8. Retirer tache:
   1. Inclinez le bloc de vide à verser la tache de la cornée et sur de la gaze.
   2. Utilisez les lances chirurgicales pour enlever l'excès de colorant de la zone limbique de la cornée, en prenant soin de ne pas toucher l'endothélium. (Figure 5)
9. Utilisez quelques gouttes de BSS pour rincer la cornée de solution de coloration, et des lances d'écouvillons stériles à enlever l'excès de BSS. (Figure 6)
10. Placer 1-2 gouttes de BSS sur la jante de la sclérotique pour empêcher le tissu de séchage. Répéter au besoin tout au long de la procédure.
11. Effectuer dissection partielle de la membrane de Descemet:
    1. En commençant là où le tuyau se connecters au bloc de vide, en utilisant une pince ouverte, placez un bout à l'orée de la marque de pointage et de la membrane de Descemet doucement séparé et l'endothélium loin du stroma. (Figure 7).
    2. La membrane et l'endothélium de Descemet séparée pas plus de 1 mm du bord marqué et continuer à 360 ° autour de dissection. (Figure 8).
    3. Remarque emplacement des micro-déchirures en plaçant un point sur le bloc de vide avec le marqueur de la peau.
       REMARQUE: Si le trépan ne pénètre pas complètement à travers la membrane de Descemet, utilisez le bord biseauté de la prêts aiguille 30 G pour compléter le score par l'intermédiaire de la membrane de Descemet le cas échéant, suivie d'une deuxième application de la coloration au besoin. Si l'adhérence de la membrane de Descemet entrave la dissection partielle, retirer l'endothélium dehors de la zone trephinated au besoin.
12. Utilisez une pince pour enlever les balises endothéliales qui se chevauchent la marque de pointage.
13. Pensez à l'emplacement de précédemment marqués micro larmes et faire tourner le bloc de vide, de sorte que le plus grand est à 06 heures. Cela deviendra la charnière de la trappe.
14. Utilisation de la pince, saisir la membrane de Descemet à 12 heures. Séparer doucement la membrane de Descemet du stroma par pelage vers la charnière. Créer la charnière par l'arrêt de la séparation de 2 mm de la marque de pointage.
    REMARQUE: les bords périphériques de volets commenceront à défiler lors de la séparation. (Figure 9).
15. Déposer délicatement le rabat en place sur le stroma. Utilisez SRS et écouvillon lances à unscroll l'endothélium et le retourner à sa position initiale. (Figure 10A-C)
16. Retirer liquide résiduel de la membrane entre stroma et de Descemet avec des lances d'écouvillons stériles de sorte que le volet reste en position. (Figure 11)
17. Utilisez des lances d'écouvillons stériles pour absorber l'excès d'humidité de la sclérotique près de la charnière. Utilisez le marqueur de la peau de tirer unn pointe de flèche sur le bord de la sclérotique pointant vers le centre de la charnière, enlever tout excès d'encre en utilisant un écouvillon stérile lance. (Figure 12)
18. Relâcher le vide en appuyant sur le piston de la seringue reliée au bloc d'aspiration. Alors que le vide est libéré, utiliser une pince pour retirer la cornée à partir du bloc d'aspiration.
19. Soulevez le capot de chambre de visualisation utilisant carré de feuille comme un obstacle. Placez la cornée dans la chambre d'observation, côté endothéliale, et replacez le couvercle de la chambre de visualisation.
20. Répétez la procédure avec étapes compagnon cornée, le cas échéant. Utiliser de la gaze pour nettoyer le bloc de vide avant de traiter le second tissu.
21. Serrez le couvercle (s) de la chambre de visualisation et enlever les tissus de la zone de traitement.
22. Décomposer le champ stérile en disposant d'éléments selon le plan de gestion des déchets biologiques dangereux. Enlever les gants contaminés et robe. Se laver les mains et enfiler des gants non stériles.
23. Effectuer l'évaluation post-coupe de la lampe à fente et la microscopie spéculaire de la cornée (s)et consigner les résultats.

Résultats

Séparation adéquate des DM et de l'endothélium de stroma est essentiel dans la préparation des tissus prédécoupés pour DMEK. Cinquante cornées de donneurs avec un âge moyen de 65 ± 6 ans (extrêmes: 55-75), mort en temps de traitement de 5,9 ± 2,3 jours (extrêmes 1-10) et de la densité des cellules endothéliales (DPE) de 2616 ± 321 cellules / mm ² ( gamme 2,049-3,247) ont été utilisés pour évaluer la faisabilité et la reproductibilité de la technique de préparation chirurgicale par deux techniciens de la banqu...

Discussion

La couche de cellules endothéliales de la cornée joue un rôle critique dans le maintien de la clarté de la cornée par déshydratation. Maladies des cellules endothéliales peuvent entraîner une déficience visuelle importante. DMEK vise à remplacer les cellules endothéliales malades avec un greffon du donneur constitué de membrane et endothéliale couche de cellules de Descemet. la préparation des tissus du donneur avec un DM intact et nombre de cellules endothéliales adéquate sont essentiels à la survie du tissu greffé. Dé...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
VisionBlue	D.O.R.C., Zuiland, Pays-Bas	NA
Poinçon à vide Barron	Katena, Denville, New Jersey	K20-2112