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Article de méthode

Th17 Inflammation modèle de la candidose oropharyngée chez des souris immunodéficientes

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DOI :

10.3791/52538

⸱

18 février 2015

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, School of Dental Medicine, Case Western Reserve University

Dans cet article

Résumé

Bien qu’il existe des modèles d’infection à Candida pour étudier la résistance immunitaire de l’hôte, il n’existe aucun modèle pour étudier l’immunopathologie induite par les lymphocytes T dans le contexte de l’infection à Candida. Nous décrivons ici une méthode pour établir l’immunopathologie Th17 associée à l’infection orale à Candida chez les souris immunodéficientes.

Résumé

La candidose oropharyngée (OPC) est causée non seulement par l’absence de résistance immunitaire de l’hôte, mais aussi par l’absence de régulation appropriée de l’immunopathologie induite par l’infection. Bien que les cellules Th17 soient impliquées dans la défense antifongique, leur rôle dans l’immunopathologie n’est pas clair. Cette étude présente une méthode pour établir l’immunopathologie orale Th17 associée à l’infection orale à Candidal chez les souris immunodéficientes. La méthode est basée sur la reconstitution de souris lymphopéniques avec des cellules Th17 cultivées in vitro, suivie d’une infection buccale par Candida albicans (C. albicans). Les résultats montrent que les cellules Th17 non restreintes entraînent une inflammation et une pathologie, et sont associées à plusieurs lectures mesurables, notamment la perte de poids, la production de cytokines pro-inflammatoires, l’histopathologie de la langue et la mortalité, montrant que ce modèle peut être précieux dans l’étude de l’immunopathologie OPC. Le transfert adoptif de cellules régulatrices (Tregs) contrôle et réduit la réponse inflammatoire, ce qui montre que ce modèle peut être utilisé pour tester de nouvelles stratégies pour contrer l’inflammation buccale. Ce modèle peut également être applicable à l’étude de l’immunopathologie orale Th17 en général dans le contexte d’autres maladies bucco-dentaires.

Introduction

Les infections buccales et l’inflammation ont été liées au cancer et aux maladies cardiovasculaires, et ont un impact dramatique sur la santé humaine globale2,3. Les infections opportunistes et l’inflammation causées par C. albicans sont associées à des immunodéficiences primaires (AIP)4,5, à des troubles inflammatoires tels que la parodontite 6,7, le syndrome de Sjögren et la maladie des glandes salivaires8,9, ainsi qu’à un carcinome épidermoïde buccal 10-12. C. albicans est un champignon commensale dimorphe qui colonise la bouche de 60 % des humains en bonne santé de manière asymptomatique, mais c’est l’agent pathogène fongique le plus courant provoquant des infections lorsque la défense de l’hôte est affaiblie13-15. Il provoque des infections et des inflammations récurrentes et chroniques chez les patients atteints du sida et de la MIP, ainsi que chez d’autres personnes immunodéprimées. En tant que commensaux, sa charge de colonisation est associée à la modification de la diversité de l’ensemble du microbiome buccal16. En tant qu’agent pathogène, il provoque plusieurs formes de candidose oropharyngée telle que la chéilite pseudomembraneuse aiguë, l’atrophie aiguë, l’atrophie chronique, l’hypertrophie/hyperplasie chronique et la chéilite angulaire.

La protection contre C. albicans est déterminée non seulement par la résistance immunitaire de l’hôte, mais aussi par la capacité à contrôler de manière appropriée l’immunopathologie induite par Candida. Bien que les commensaux tels que C. albicans contribuent à la modulation et à l’exacerbation d’autres affections inflammatoires buccales, les mécanismes par lesquels la dysbiose se produit lors d’infections opportunistes ne sont pas clairs. Outre le rôle connu des cellules Th17 adaptatives dans la réponse mémoire à C. albicans17, leur rôle dans l’initiation et la perpétuation de la pathologie inflammatoire au cours d’infections chroniques reste incertain. De plus, les maladies inflammatoires buccales telles que le syndrome de Sjögren et la parodontite sont associées à une pathologie médiée par Th17. Il est intéressant de noter que ces maladies sont également fortement associées à des OPC fréquents. Cependant, les interactions entre les cellules Th17, l’immunopathologie buccale de l’OPC et d’autres maladies inflammatoires orales ne sont pas étudiées.

Bien qu’il existe des modèles murins d’infection primaire et secondaire de la candidose buccale, il n’existe pas de modèle murin pour étudier l’inflammation Th17 associée à l’infection à Candida, en particulier dans le contexte de l’immunodéficience. Cette étude présente une méthode pour établir l’inflammation orale Th17 associée à l’infection orale à Candida chez la souris. L’infection à Candida chez la souris se caractérise par des lésions fongiques, une inflammation de la langue, une diminution de l’apport alimentaire, une perte de poids et finalement un état moribond. La pathologie buccale ressemble aux lésions chroniques d’infection à Candidal, ainsi qu’à la dysplasie épithéliale dans des modèles murins de cancer de la bouche12,18.

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Protocole

REMARQUE: Les expériences utilisant des souris ont été effectués conformément au comité de protection des animaux institutionnelle (IACUC) des lignes directrices.

1. La reconstitution de l'Rag-1 - / - souris avec des cellules I n vitro de culture Th17 (Trois jours avant l'infection)

  1. Pour l'établissement des cellules Th17, culture CD4 + CD44low CD62Lhigh CD25 des lymphocytes T naïfs (3 x 104) en U à fond plaques à 96 puits seuls ou co-culture eux avec 3 x 104 cellules CD4 + CD25 + Foxp3 + Treg en présence d'soluble α-CD3 (1 pg / ml), α-CD28 (2 pg / ml) d'anticorps et de cellules présentatrices d'antigène, dans des conditions Th17 (polarisées à l'aide d'IL-6 (25 ng / ml), TGF β (2 ng / ml) , α-IFN-γ (2 ug / ml) et α -IL-4 (2 ng / ml)) pendant trois à quatre jours.
    REMARQUE: les cellules T naïves et regs ont été triés à l'aide cellulaire activé par fluorescence (FACS) und procédures d'isolement cellulaire magnétique et cultivées comme décrit précédemment 19-22.
  2. Le jour 4, après remise en suspension des cellules Th17 utilisant la pipette, les recueillir à partir de cultures, et les centrifuger dans des conditions stériles.
    1. Prenez une petite aliquote de ces cellules à examiner leur viabilité et pour le phénotypage. Remettre en suspension dans les 500 pi de milieu RPMI, ajouter l'iodure de propidium (200 ng / ml) et d'évaluer leur viabilité immédiatement par cytométrie en flux. Effectuer phénotypage en cytométrie de flux évaluation de la production d'IL-17A après restimulation (voir rubrique 6.3).
  3. Centrifugeuse de lavage et l'essentiel des cellules dans du PBS stérile à 480 g pendant 6 min à 4 ° C dans toutes les étapes sauf indication contraire.
  4. Utilisez ces cellules pour le transfert adoptif dans la vieille 6-8 semaines CD45.2 Rag1 - / - souris immunodéficientes.
    1. Remettre en suspension les cellules à une densité cellulaire 1 x 10 7 cellules / ml en utilisant froide PBS stérile.
    2. Injecter 100 ul de cellules par intraperitoneal injection, en utilisant 25 g d'aiguilles de seringues de 1 ml de tuberculine, de telle sorte que une souris reçoit 1 x 10 6 cellules. Certaines souris recevront PBS, les cellules Th17 ou uniquement, et d'autres souris recevront Th17 cellules qui étaient co-cultivées avec des cellules Treg.
      REMARQUE: Effectuez toutes les étapes de manière aseptique.

2. Croissance C. albicans l'infection (un jour avant l'infection)

  1. Avant l'inoculation, disperser cinq colonies de la CAF2-1 C. albicans souche de laboratoire dans 100 pi de suspension PBS stérile, et ajouter la suspension au bouillon stérile.
  2. Inoculer cinq colonies de la C. albicans dans 50 ml de la base azotée de levure (YNB sans acides aminés) / peptone / bouillon dextrose et incuber dans un incubateur agitateur à 30 ° C pendant 15 à 18 heures à 130 rpm.
  3. Surveiller le bouillon de trouble, car ce est une indication de la croissance du champignon.

3. CandidaRécolte et de la procédure de comptage (Le Jour des maladies infectieuses)

  1. Recueillir 10 ml de bouillon Candida dans 15 ml tubes. Pour des volumes plus importants, de recueillir Candida dans 50 ml tubes.
  2. Centrifuger les blastospores à 1900 xg pendant 5 min à température ambiante dans toutes les étapes sauf indication contraire. Pellet les blastospores par centrifugation, suivie par l'élimination du surnageant.
  3. Se il ya plus d'un tube, mutualiser les blastospores de Candida à partir de tubes multiples, ajoutant PBS stérile pour les boulettes et les remettre en suspension dans 10 ml de PBS pour le comptage.
  4. Prenez 20 pi de blastospores dans 1,5 ml microtubes, ajouter 20 pi de la paraformaldéhyde 2X et incuber à température ambiante pendant 15 à 20 min. Comptez les blastospores fixes utilisant l'hémocytomètre sous le microscope.
    REMARQUE: Paraformaldéhyde est cancérogène. Ouvrez la solution non diluée seulement dans la hotte.
  5. En attendant, répéter le lavage des blastospores au moins deux fois par centrifugation tourlet dans du PBS, et la granulation blastospores. Gardez les pastilles dans 15 ml tubes à température ambiante, dans la hotte ABSL1, prêt pour l'infection.
  6. Laissez un peu de PBS stérile à température ambiante pendant remise en suspension des blastospores de l'infection.
  7. Après comptage, ajouter du PBS stérile à la pastille de blastospores à ajuster les nombres de cellules de levure à deux blastospores de levure x10 8 cellules / ml. Ce est la suspension de blastospores qui sera utilisé pour infecter les souris.
    REMARQUE: Effectuez toutes les étapes de manière aseptique.

4. Souris Infection (3-5 jours après transfert de cellules)

NOTE: La procédure de l'infection de base est effectuée comme décrit précédemment 19,23-25.

  1. Peser le Rag-1 - / - souris qui ont reçu PBS ou les cellules trois jours plus tôt.
  2. Calculer la dose à l'aide d'agents anesthésiques leur poids corporel. Anesthésier les souris par administration de kétamine / xylazine mélange (16,1 mg / ml et 1,6 mg / ml), en utilisant 25 g d'aiguilles sur les seringues de tuberculine de 1 ml, par intraperitoneal injection.
    1. Administrer 50 pl par 10 g de poids corporel. (Ce est-0,8 mg de kétamine et 0,08 mg de xylazine / 10 g de poids corporel ou 80 mg de kétamine et de xylazine 8 mg par kg de poids corporel respectivement). Observer la réponse orteil pincée toutes les 15 min après l'anesthésie.
      NOTE: Ce dosage va induire 60-90 min de l'anesthésie, ce qui est suffisant pour la procédure d'infection.
    2. Appliquer le lubrifiant pommade ophtalmique dans les yeux des souris pour éviter les cornées de se dessécher. Comme le lubrifiant oculaire peut se dessécher, répétez la lubrification ophtalmique toutes les 45 min.
  3. Injecter 1 ml de solution saline (NaCl 0,9%) sous-cutanée sur le dos à côté de la patte avant, pour aider à la réhydratation de la souris pendant l'anesthésie.
  4. Obtenir un nouveau, cage propre. Suivre la procédure infection une souris à la fois, en plaçant chaque souris dans la nouvelle cage une fois infecté. Effectuez la / infection simulacre PBS abord, et ensuite procéder aux gro d'infection à Candidaups.
  5. Ramassez la souris anesthésiée et ouvrez la bouche pour révéler la base de la langue.
    1. Placer une balle de coton diamètre de 3 mm saturé avec 50 pl de PBS ou blastospore suspension, sublinguale dans la cavité buccale pendant 90 min. Retournez la souris tous les fronts 15 min et à l'arrière pour éviter une congestion pulmonaire, veiller à ce que les boules de coton ne se déplacent pas.
  6. Mettre en place une minuterie pour chaque souris 90 min pour se assurer de Sham ou Candida inoculation dans la cavité buccale.
  7. Gardez-les dans une cage sous la lampe de chaleur (4 mètres), et chaque souris sur coussinets de gel de chaleur.
  8. Assurez-vous que la langue est retirée à l'intérieur et à l'écart des dents, pour éviter dents lacérants la langue.
  9. A la fin de 90 min, retirer la boule de coton à partir de l'embouchure de la souris. Surveillez toute souris qui peut remettre de l'anesthésie plus tôt que 75 minutes. Dans un tel cas, anesthésier à nouveau avec de la kétamine (40 mg / kg) seul.

5. Poster PROCEDURe surveillance (pendant les 90 min anesthésie)

  1. Utilisez coussinets de gel de chaleur au cours de la 90 min anesthésie.
    1. Pour maintenir la température du corps et pour prévenir la suffocation, ne permettent pas de récupérer souris sur la literie de la souris épi de maïs régulier.
  2. Après la récupération de l'anesthésie, administrer un 1 ml supplémentaires de NaCl 0,9% stérile voie sous-cutanée à deux endroits sur le dos.
  3. Gardez jusqu'à cinq PBS (sham) de souris inoculées par cage. Maison seulement 1-2 souris infectées par cage.
  4. Remplissez la carte de procédure avec les initiales tous les jours après la procédure de noter les changements dans le poids du corps, les habitudes et la santé globale de toilettage.

6. Évaluation de l'inflammation

6.1) La perte de poids

  1. Peser la souris tous les jours pendant l'infection, à partir du jour avant l'intervention de l'infection.
    NOTE: En règle générale, les souris immunodéficientes injectées avec des cellules Th17 et sans regs T succombent à 20-30% De perte de poids due à l'accroissement de la charge fongique 19 et exacerbé l'inflammation.

6.2) histologie notation de la langue

  1. Sacrifier les souris par asphyxie au CO2, suivie par dislocation cervicale.
  2. Ouvrir les mâchoires et disséquer la langue avec des ciseaux et des pinces. Utilisez le forceps émoussé pour tenir la langue, et l'aide des ciseaux tendre la main à l'arrière de la bouche à inciser la fin arrière de la langue.
  3. Pour hématoxyline immunocytochimique et de l'éosine (H & E) coloration des tissus de la langue, rincer les tissus de la langue avec PBS glacé. Ajouter 5 ml de formol à 10% pendant 2-3 langues et les fixer O / N en tubes de 15 ml.
    1. Le lendemain, éliminer le formol et plongez les tissus dans 5 ml d'éthanol à 70% pour éviter l'hyper-fixation. Envoyez-les en service commercial de poursuivre inclusion dans la paraffine, la coupe et la coloration des coupes en paraffine.
      NOTE: le service d'histologie commerciale est utilisée pour effectuer ces étapes.
  4. Une fois les diapositives sont de retour à partir du service d'histologie commerciale, la qualité de l'inflammation en observant les sections de tissu sous un microscope optique.
    1. Score de 0 à 5, 0 étant pas d'inflammation, inflammation et 5 étant le plus sévère. Note l'inflammation en utilisant le tableau 1.

6.3) La production de cytokine par les cellules Th17

REMARQUE: Une production excessive de TNF-α est l'une des lectures pour immunopathologie excessive. Lorsque les souris sont transférées de manière adoptive avec des cellules Th17 seulement, il provoque l'immunopathologie qui est associée à une production excessive de TNF-α dans les cellules Th17.

  1. Recueillir une suspension cellulaire unique à partir de la rate, les ganglions cervicaux, axillaires ganglions lymphatiques, et de la langue, en utilisant des méthodes décrites précédemment 19,26.
  2. Restimuler les cellules avec du phorbol myristate acétate (PMA) (50 ng / ml) et de l'ionomycine (500 ng / ml) pendant 4 heures avec Brefeldine A (10 ug / ml) a été ajouté dans la last 2 h. Laver les cellules avec du PBS et fixer à l'aide d'un kit de fixation / de perméabilisation commerciale selon les instructions du fabricant.
  3. Effectuer intra coloration de cytokine cellulaire en utilisant l'anticorps anti-TNF-α conjugués à un fluorochrome, anti-IL-17A et d'anticorps ROR-yt 19 comme décrit précédemment.
  4. En bref, remettre en suspension les cellules dans le tampon de perméabilisation 1X avec le cocktail d'anticorps anti-TNF-α, l'anti-IL-17A et ROR-yt anticorps, chaque anticorps à 2-3 ug / ml de concentration finale.
  5. Incuber les cellules pendant 1 heure à température ambiante.
  6. Après l'incubation, laver les cellules avec le tampon de perméabilisation 1X.
  7. Remettre en suspension le culot cellulaire dans 500 pi de PBS avec 0,5% de sérum albumine bovine pour l'analyse de cytométrie en flux.

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Résultats

Dans ce modèle, les deux souris infectées par Candida et les souris non infectées dans Rag-1 - / - fond immunodéficientes ont été adoptive transféré avec des cellules Th17 3-5 jours avant l'infection. Un total de 10 à 12 souris ont été utilisés pour les expériences, avec deux souris dans chaque groupe Sham infecté et 4-5 dans chacun des groupes infectés Candida. Cellules naïves ont été obtenues à partir de souris congéniques CD45.1 ou Thy1.1, de sorte que les cellules Th17 injectés ont é...

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Discussion

Ce modèle est basé sur l'induction par voie orale C. albicans infection inflammation Th17 dépendante. En raison de l'absence de T regs, l'inflammation cellulaire Th17 induite est effrénée et conduit à l'immunopathologie mal résolu. In vitro dérivés des cellules CD4 naïfs polarisés que les cellules Th17 ont été utilisés pour le transfert adoptif. 40-50% de la culture CD4 + cellules montrent détectable expression de l'IL-17A autour de 3 jours (cellules Th17), et donc ont ét...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Nous remercions le Dr Helene Bernstein de nous avoir donné accès à son cytomètre en flux. Nous remercions également l’installation de cytométrie en flux CFAR pour les services de cytométrie en flux. Ce projet a été en partie soutenu par le financement de l’utilisation de base du CTSC et la subvention de la société STERIS / University Hospitals-Division des maladies infectieuses à PP.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
CAF-2Université de Pittsburgh (Sarah Gaffen)-Culture Candida
U-bottom 96 plaques de puits  ;Fisher055588Utilisé pour la culture cellulaire
a-CD3  ;eBiosciences16-0031-85Polarisation des cellules aux conditions Th17
a-CD28  ;eBiosciences16-0281-85Polarisation des cellules aux conditions Th17
m-IL-6Bio BasicRC232Polarisation des cellules aux conditions Th17
h-TGF-b  ;R& D240-BPolarisation des cellules aux conditions Th17
a-IFN-g  ;eBiosciences16-7311-85Polarisation des cellules aux conditions Th17
a-IL-4  ;eBiosciences16-7041-85Polarisation des cellules aux conditions Th17
alpha ;-IL17A ef660eBiosciences50-7177-82Utilisé pour la culture cellulaire - 1:50
&alpha ;-TNFa-PE-Cy7eBiosciences25-7423-41Utilisé pour la culture cellulaire - 1:100
&alpha ;-RORgt PE  ;eBiosciences12-6981-82Utilisé pour la culture cellulaire - 1:50
YNB sans acides aminés)/Peptone/Dextrose milieu de bouillon  ;Bio BasicS507. TAILLEMediium pour la croissance du candida
Incubateur Shaker  ;New Brunswick ScientificInnova 4300Croissance d’incubation pour candida
Tubes de 15 mlBio BasicBT888-SYUtilisé pour la culture cellulaire et la croissance du candida
Tubes de 50 mlBio BasicCT 788-YSUtilisé pour la culture cellulaire et la croissance du candida
Centrifugeuse de tableVWR International LLC82017-654Pour la granulation du candida -900 g
Allegra CentrifugeBeckman Coulter392302Culture cellulaire - 480 g
1,5 ml Tubes eppendorfBio BasicBT620-NSPréparation de la concentration finale de candida
2x paraformaldéhydeMicroscopie électronique Sciences15710Fixation du candida pour le comptage
HémocytomètreVWR International LLC15170-172Comptage des cellules
PBS - Phosphate Buffered SalineBio BasicPD8117Préparation des tampons
kétamine/xylazine  ;Case Western Reserve University - Centre de ressources animales-Obtenu à partir du protocole approuvé par l’ARC pour l’anesthésie
Pommade lubrifiante ophtalmique.Allergan-Pommadepour les yeux pour les animaux pour prévenir la sécheresse
Saline (0,9 % NaCl)G Biosciences786-561Administrée aux animaux pour prévenir la déshydratation
Boule de coton de 3 mm de diamètre  ;VWR International LLCBP7603Boules de 3 mm pour l’infection à candida
Coussinets de gel chauffantCase Western Reserve University - Centre de ressources animales-pour le maintien de la température corporelle et la récupération rapide
Coloration à l’hématoxyline et à l’éosineHistoserv - MD-Histologie tissulaire
10 % de formol  ;Microscopie électronique SciencesJC1111/MCHistologie tissulaire
70 % éthanol  ;VWR International LLC97064-490Objectif de stérilisation
PMA - Phorbol 12-myristate 13-acétateSigma-AldrichP1585-1MGRestimulation des cellules
IonomycinLife Technologies124222 1mgRestimulation des cellules
Kit de perméabilisation de fixationeBiosciences E16913-106Cellules de fixation pour cytométrie en flux
Seringues à tuberculineBD Biosciences309659Souris injection
25 G x 3/8 aiguillesBD Biosciences309626souris
injection Rag1 -/- sourisJackson laboratoriesN° stock : 002216Souris receveuses
CD45.1 souris congéniques JacksonlaboratoriesN° stock :002014  ;Cellules Th17 du donneur
Souris CB17-SCID JacksonlaboratoriesN° de stock : 001303Souris receveuses
Souris Balb/c JacksonlaboratoriesN° de stock : 000651Cellules Th17 du donneur
&

Références

  1. Allam, J. P., et al. IL-23-producing CD68(+) macrophage-like cells predominate within an IL-17-polarized infiltrate in chronic periodontitis lesions. Journal of Clinical Periodontology. 38 (10), 879-886 (2011).
  2. Loesche, W. J. Periodontal disease: link to cardiovascular disease. Compendium Of Continuing Education In Dentistry. 21 (6), 463-466 (2000).
  3. Sfyroeras, G. S., Roussas, N., Saleptsis, V. G., Argyriou, C., Giannoukas, A. D. Association between periodontal disease and stroke. Journal Of Vascular Surgery. 55 (4), 1178-1184 (2012).
  4. Huppler, A. R., Bishu, S., Gaffen, S. L. Mucocutaneous candidiasis: the IL-17 pathway and implications for targeted immunotherapy. Arthritis Research & Therapy. 14 (4), 217(2012).
  5. Sitheeque, M. A., Samaranayake, L. P. Chronic hyperplastic candidosis/candidiasis (candidal leukoplakia). Critical Reviews In. Oral Biology And Medicine : An Official Publication Of The American Association Of Oral Biologists. 14 (4), 253-267 (2003).
  6. Canabarro, A., et al. Association of subgingival colonization of Candida albicans and other yeasts with severity of chronic periodontitis. Journal Of Periodontal Research. 48 (4), 428-432 (2013).
  7. Urzua, B., et al. Yeast diversity in the oral microbiota of subjects with periodontitis: Candida albicans and Candida dubliniensis colonize the periodontal pockets. Medical Mycology. 46 (8), 783-793 (2008).
  8. Ergun, S., et al. Oral status and Candida colonization in patients with Sjogren's Syndrome. Medicina Oral, Patologia Oral Y Cirugia Bucal. 15 (2), e310-e315 (2010).
  9. Hernandez, Y. L., Daniels, T. E. Oral candidiasis in Sjogren's syndrome: prevalence, clinical correlations, and treatment. Oral Surgery, Oral Medicine, And Oral Pathology. 68 (3), 324-329 (1989).
  10. Gall, F., et al. Candida spp. in oral cancer and oral precancerous lesions. The New Microbiologica. 36 (3), 283-288 (2013).
  11. Grady, J. F., Reade, P. C. Candida albicans as a promoter of oral mucosal neoplasia. Carcinogenesis. 13 (5), 783-786 (1992).
  12. Dwivedi, P. P., Mallya, S., Dongari-Bagtzoglou, A. A novel immunocompetent murine model for Candida albicans-promoted oral epithelial dysplasia. Medical Mycology. 47 (2), 157-167 (2009).
  13. Cheng, S. C., Joosten, L. A., Kullberg, B. J., Netea, M. G. Interplay between Candida albicans and the mammalian innate host defense. Infection and Immunity. 80 (4), 1304-1313 (2012).
  14. Marodi, L., Johnston, R. B. Invasive Candida species disease in infants and children: occurrence, risk factors, management, and innate host defense mechanisms. Current Opinion In Pediatrics. 19 (6), 693-697 (2007).
  15. Kumamoto, C. A. Inflammation and gastrointestinal Candida colonization. Current Opinion In. Microbiology. 14 (4), 386-391 (2011).
  16. Kraneveld, E. A., et al. The relation between oral Candida load and bacterial microbiome profiles in Dutch older adults. PloS One. 7 (8), e42770(2012).
  17. Hernandez-Santos, N., et al. Th17 cells confer long-term adaptive immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Mucosal Immunology. 6 (5), 900-910 (2013).
  18. Hasina, R., et al. ABT-510 is an effective chemopreventive agent in the mouse 4-nitroquinoline 1-oxide model of oral carcinogenesis. Cancer Prevention Research. 2 (4), 385-393 (2009).
  19. Pandiyan, P., et al. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells promote Th17 cells in vitro and enhance host resistance in mouse Candida albicans Th17 cell infection model. Immunity. 34 (3), 422-434 (2011).
  20. Pandiyan, P., et al. The role of IL-15 in activating STAT5 and fine-tuning IL-17A production in CD4 T lymphocytes. J Immunol. 189 (9), 4237-4246 (2012).
  21. Pandiyan, P., Lenardo, M. J. The control of CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cell survival. Biology Direct. 3 (6), (2008).
  22. Pandiyan, P., Zheng, L., Ishihara, S., Reed, J., Lenardo, M. J. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells induce cytokine deprivation-mediated apoptosis of effector CD4(+) T cells. Nat Immunol. 8 (12), 1353-1362 (2007).
  23. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L., et al. Animal models for candidiasis. Current Protocols In Immunology. Coligan, J. E., et al. 105, 11-19 (2014).
  24. Conti, H. R., et al. Th17 cells and IL-17 receptor signaling are essential for mucosal host defense against oral candidiasis. J Exp Med. 206 (2), 299-311 (2009).
  25. Kamai, Y., et al. New model of oropharyngeal candidiasis in mice. Antimicrobial Agents And Chemotherapy. 45 (11), 3195-3197 (2001).
  26. Pandiyan, P., Bhaskaran, N., Zhang, Y., Weinberg, A. Isolation of T cells from mouse oral tissues. Biological Procedures Online. 16 (1), 4(2014).
  27. Gladiator, A., Wangler, N., Trautwein-Weidner, K., LeibundGut-Landmann, S. Cutting edge: IL-17-secreting innate lymphoid cells are essential for host defense against fungal infection. J Immunol. 190 (2), 521-525 (2013).
  28. Leppkes, M., Roulis, M., Neurath, M. F., Kollias, G., Becker, C. Pleiotropic functions of TNF-alpha in the regulation of the intestinal epithelial response to inflammation. International Immunology. 26 (9), 509-515 (2014).
  29. Bishu, S., et al. The adaptor CARD9 is required for adaptive but not innate immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Infection and Immunity. 82 (3), 1173-1180 (2014).
  30. Quintin, J., et al. Differential role of NK cells against Candida albicans infection in immunocompetent or immunocompromised mice. Eur J Immunol. 44 (8), 2405-2414 (2014).
  31. Ramirez-Garcia, A., et al. Candida albicans and cancer: Can this yeast induce cancer development or progression. Critical Reviews In Microbiology. , 1-13 (2014).

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Transfert adoptif de lymphocytes Tinfection par Candida albicansanalyse par cytom trie en fluxanalyse immunohistochimiquetransfert de lymphocytes Tregmesure de la perte de poidshistopathologie de la langue
Th17 Inflammation modèle de la candidose oropharyngée chez des souris immunodéficientes
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