Suivi à long terme de l'EEG continu dans les modèles petit rongeur de la maladie humaine à l'aide du système de communication sans fil Epoch

Le plus vieux - et toujours le plus largement utilisé - technique pour l'enregistrement biopotentiels dans le cerveau est l'électroencéphalogramme (EEG). Il est utilisé en clinique pour des anomalies neurologiques, y compris la détection de saisie ^1, la localisation de la saisie foyers ^2, et le diagnostic de commotion ^3,4. Cette technique est aussi largement utilisé pour fournir des informations fondamentales sur les mécanismes du sommeil et de diagnostiquer les troubles du sommeil ^5,6.

Comme dans le diagnostic clinique des épilepsies, de l'EEG est devenu indispensable pour la recherche translationnelle dans des modèles animaux de l'épilepsie à la fois génétique et acquise. Dans les applications de recherche en cours, "câblé" ou des enregistrements "captifs" sont standard, et sont régulièrement effectués chez les rongeurs adultes pendant des semaines à un moment ^7. Cependant, le bruit électrique, des artefacts de mouvement, et le risque que les animaux attachés vont se blesser en tirant sur le câble ont de longues compromised ces expériences. Ainsi, pour améliorer les conditions et les taux de réussite expérimentale, nous avons besoin de développer de nouvelles technologies qui permettraient à l'élimination de l'interface filaire entre l'animal et l'instrumentation. La zone la plus évidente de développement est la conception et la mise en œuvre de systèmes de télémétrie qui permet des enregistrements de haute qualité, tout en maintenant une longue durée de vie utile et de minimiser l'inconfort pour les sujets animaux. Réduction de la taille physique de ces appareils permettra à la recherche translationnelle dans des modèles rongeurs néonatales et juvéniles de troubles neurologiques.

Enregistrements EEG nombre de voies faibles chez les rats sont employés intensivement pour développer de nouvelles thérapies pour supprimer les crises épileptiques capables de traduction pour les humains. Les enregistrements à partir d'un ou plusieurs sites pour une période prolongée ouvrent de nombreuses possibilités d'utilisation des modèles de rongeurs de l'épilepsie dans la recherche translationnelle. Une grande partie de la recherche contemporaine dans ce domaine vise à bloquer l'apparition de seiz chroniqueUres ou le développement de l'épilepsie (c.-à-épileptogénèse), et ces efforts de recherche exigent une vaste si la surveillance en continu de l'EEG pas de doser l'efficacité de la thérapie proposée ^8; un petit système télémétrique, simple, avec un, deux ou quatre canaux opérant entre 0,1-100 Hz par canal sera fortement promouvoir ce type de recherche translationnelle. Crises électrographiques se produisent souvent à des comportements minimales (certainement sans convulsions), ce qui limite l'utilité des tests basés sur les saisies de comportement. La stratégie de combiner l'enregistrement EEG et la surveillance vidéo simultanée permet la possibilité de capturer toute saisie; et, en outre, ces approches analytiques peuvent permettre une évaluation quantitative des pointes intercritiques qui se produisent dans le cerveau épileptique entre les événements ⁹ "ictal" (ou la saisie). En outre, la capacité d'obtenir de haute qualité à faible artefacts continue les enregistrements EEG, pour lequel la technologie sans fil est généralementsupérieure, permettra le développement de l'utilisation d'algorithmes informatiques pour étudier des formes d'onde spécifiques de l'EEG (par exemple, thêta, gamma), ainsi que la détection automatique des saisies, réduisant de manière significative la charge de travail de l'expérimentateur.

Le modèle pré-clinique primaire pour l'étude de l'épilepsie chronique après une lésion cérébrale est le rat ou la souris adulte, soit par une chimio-convulsivant (par exemple, l'acide kaïnique ou la pilocarpine) ou induite électriquement état ​​de mal épileptique (SE), qui est suivie par une épilepsie chronique. Dans ces conditions, les convulsions sévères associés à SE ou les crises subséquentes chez les animaux épileptiques peuvent conduire à des blessures de la déchirure des animaux ou en tirant sur la sangle et desserrer les vis qui maintiennent la fixation de la coiffe. En fin de compte, il est ce problème qui se termine habituellement ces expériences, et pourtant la nécessité d'obtenir de haute résolution enregistrements à long terme EEG pour des expériences visant à développer de nouvelles thérapies pour chroniqueépilepsie est primordiale. En outre, le logement, la surveillance et l'analyse des données provenant d'animaux à long terme implantés est un investissement considérable dans les coûts directs et le temps de recherche; par conséquent, la fin prématurée de l'expérience peut entraîner des coûts importants pour les chercheurs. Comme ces modèles de progrès épilepsie, les crises deviennent généralement plus fréquentes et plus sévères ^10-12, augmentant la probabilité que les animaux sont blessés, de même que leur utilité pour le développement de nouvelles thérapies devient plus grand. Ces animaux peuvent développer régulièrement des dizaines de crises convulsives par jour, survenant souvent dans les grappes ^13.

Probablement l'un des développements les plus importants en sciences biomédicales a été l'utilisation du ciblage génique dans des modèles murins. Cette approche a permis et continuera de permettre, le développement de modèles animaux d'épilepsie génétique qui reproduisent syndromes humains réels ^14-16. Les manipulations génétiques peuvent être entreprises commethérapies de preuve de principe pour supprimer les crises d'épilepsie ou même bloquer le développement de l'épilepsie après lésion cérébrale ^17-20. Ce type de recherche pourrait bénéficier considérablement de la capacité à effectuer à haut débit enregistrement continu de l'EEG. À l'heure actuelle, il est possible d'enregistrer à partir de souris avec soit des systèmes de télémétrie ou attachés; Cependant, les défis de l'obtention de haute qualité, les enregistrements sans artefact sont sensiblement plus difficile que les rats, et souvent cela nécessite diverses formes de sacs à dos que les souris tentent en permanence à enlever. Le stress pourrait accroître la gravité des crises, la fréquence et / ou la durée, et donc en fin de compte modifier le épilepsie des animaux de laboratoire, confondant ainsi l'étude. Un petit, léger, discret système de télémétrie miniature seront faciliter l'enregistrement de long terme EEG à partir de modèles de souris génétiques de maladies humaines.

En plus des problèmes décrits ci-dessus, l'enregistrement EEG dans le modèle de rongeur immatures de la maladie a son propre ensemble unique de défis. Les animaux immatures peuvent peser aussi peu que 6 g (P8 souris) à 17 g (P6 rat). Il est pratiquement impossible de faire en série de plusieurs jours enregistrements EEG captifs en raison de l'augmentation du stress et de l'incapacité de sangle pour permettre l'élevage naturel de le chiot par le barrage. Jusqu'à animaux sont sevrés, ils doivent rester à la charge du barrage. Le barrage est sujette à détruire tout ensemble connecteur externalisé sur le chiot, résilier le chiot, et dans certains cas, mettre fin à l'ensemble de la litière. En outre, le crâne de rongeur immature, il est difficile de monter sur les pieds de l'électrode sur le crâne avec intégrité mécanique. Ces défis, uniques aux rongeurs immatures, exigent une nouvelle solution pour réaliser des enregistrements électroencéphalographiques robuste, à long terme. Ici, nous nous concentrons sur la démonstration de l'implantation et de l'enregistrement de l'EEG utilisant un émetteur sans fil miniature roman et présents trois expériences de preuve de principe que des exemples d'utilisation du système de télémétrie sans fil miniature: 1) l'immaturité modèle de chiot de rat de l'hypoxie-ischémie, 2) des souris adultes traitée avec DFP pour induire état de mal épileptique et des crises spontanées ultérieures, et 3) modèle génétique des malformations vasculaires caverneux qui se traduisent par des convulsions et la mort chez les souris adultes.

Le système de télémétrie sans fil miniature a été conçu pour répondre à quatre exigences principales: (1) l'implantation chirurgicale minimalement invasive; (2) la compatibilité pour le logement de petits rongeurs avec le barrage et la même portée; (3) à faible consommation d'énergie de l'unité, ce qui permet une surveillance continue des mois sans ré-implantation chirurgicale; et (4) la capacité à enregistrer les formes d'ondes de l'EEG de haute qualité avec des artefacts de mouvement minimes. L'émetteur sans fil pèse <0,6, 2,3, et 4 g et est <0,3, 0,8, et 1,4 cm ³ en fonction de la batterie d'une superficie de 5 x 7, 7 x 9, ou 7 x 12 mm qui se monte facilement sur ​​le crâne de l'animal avec du gel de cyanoacrylate. Aucun ancrage de vis à os sont nécessaires pour fixer solidement le dispositif àle crâne, ce qui réduit le nombre de trous qui doivent être percés dans le crâne et le temps de l'intervention chirurgicale. Le dispositif est capable d'amplifier deux canaux d'EEG ou potentiels de champ locaux des structures profondes du cerveau, telles que l'hippocampe, pendant plus de 2 semaines, 2 mois, ou 6 mois dans cette configuration. La petite taille de l'émetteur sans fil réduit le risque d'infection, accroît la mobilité des animaux, et finalement réduit la morbidité et la mortalité qui augmente sinon le temps, d'argent, et le nombre d'animaux nécessaires pour une expérience. Toute l'électronique et la batterie sont en pot dans époxy de qualité médicale qui rend l'appareil étanche et robuste, empêchant le barrage de mâcher sur l'émetteur qui, autrement, pourraient rendre le dispositif inutilisable. Contrairement aux émetteurs radiofréquences, le système de télémétrie utilise un couplage capacitif entre l'émetteur et une antenne de réception qui se trouve en dessous de la cage pour animaux, permettant à l'utilisateur de garder les animaux dans un logement standard pour rongeurs. Plusieurs canaux de recording permettre l'enregistrement de biopotentiels multi-modales, comme l'électrocardiogramme et l'électroencéphalogramme. Les modèles animaux de co-morbidités bénéficieront de la possibilité d'enregistrer biopotentiels pendant un comportement ^21-23. Combinant le comportement de la surveillance EEG permettra aux chercheurs un meilleur outil pour la recherche et les études pré-cliniques.

Suivez les directives institutionnelles pour les soins des animaux pour la stérilisation de l'outil chirurgical, et de modifier le protocole que nécessaire pour se conformer aux directives et obtenir l'approbation par des institutionnels soin et l'utilisation des animaux Comité de votre institution (IACUC).

1. Préparation chirurgicale

1. Nettoyer et préparer l'émetteur de veiller à la chirurgie sécuritaire et stérile. Retirez le transmetteur de son emballage anti-statique et soit pulvérisation ou faire tremper dans 70% d'éthanol. Émetteur rinçage avec une solution saline stérile et lieu entre des éponges de coton stériles trempées dans une solution saline stérile ou de conserver immergés dans une solution saline stérile.
2. Recueillir et stériliser les outils nécessaires pour la chirurgie; autoclave à vapeur pour la stérilisation. Voir le tableau des matériaux et des réactifs pour la liste des instruments chirurgicaux.

2. Implantation chirurgicale

1. Anesthésier animale et maintenir une anesthésie selon le protocole IACUC approuvé. Au début et pendant surGery vérifier le réflexe toe-pincement toutes les 15 min. L'absence de réponse indique le niveau suffisant de l'anesthésie.
   1. Pour les chiots, utiliser une anesthésie par l'isoflurane (4%) avec O ₂ (100%). Pour les adultes, de la kétamine (100 mg / kg) avec xylazine (10 mg / kg).
2. Position dans cadre stéréotaxique Fix. Placez les pointes de la barre de l'oreille dans le conduit auditif. Ne serrez pas trop les bars de l'oreille que le crâne est très doux dans les jeunes chiots de rat. Fixez le cône de nez anesthésie.
   1. Gardez l'animal au chaud pendant la chirurgie en le plaçant sur le coussin chauffant réglé à 37 ° C. Chez les animaux adultes, appliquer une pommade lubrifiante pour les yeux de l'animal.
3. Stériliser site d'incision et maintenir champ opératoire stérile.
   1. Badigeonner le cuir chevelu avec des applications en alternance de 70% d'éthanol et de la bétadine. Commencez au centre du cuir chevelu et faire des cercles concentriques de plus en plus larges.
   2. Couvrir l'animal avec drapé et effectuer l'opération sur des animaux drapé. Maintenir les sterile champ opératoire en alignant le set-up chirurgicale avec des champs stériles, de l'équipement de pulvérisation avec 70% d'éthanol.
   3. Porter des gants chirurgicaux stériles et robe (ou tel que requis par l'institution). Pour aider à maintenir champ stérile, utiliser un assistant en chirurgie.
4. Faire une incision sur le cuir chevelu de l'animal légèrement derrière les yeux le long de la ligne médiane, d'environ 2 cm. Faites preuve de prudence lors de l'insertion du scalpel que le crâne est toujours très doux dans les jeunes chiots de rat. Faire une seule coupe de sorte que le incision saigne moins, et guérit plus vite.
5. Exposer le crâne. Préparer un endroit propre et sec afin de maximiser la liaison entre l'émetteur et les os du crâne. Utilisez des pinces de l'anévrisme de saisir le cuir chevelu.
   1. Tirez doucement le cuir chevelu loin de la ligne médiane à quatre coins. Rechercher des repères anatomiques telles que bregma et lambda dans le crâne. Remember os du crâne ne sont pas fusionnés chez les animaux à cet âge. Utilisez l'atlas de Paxinos de coordonnées stéréotaxiques pour trouver l'emplacement correct pour le trou de trépan.
   2. Utilisez un outil Dremel type avec un peu de forage de type bavure. Créez deux trous de bavures dans des positions d'enregistrement souhaitées avec les trous étant plus grande que 300 um de diamètre. Placez le trou de trépan pour l'électrode de référence sur le cervelet derrière le lambda du crâne.
   3. Veiller à ce que les fils de l'émetteur sont alignés avec les trous de bavures. Si les fils d'électrodes ne sont pas alignés, la contamination de la colle des électrodes est probable, et se traduira par un signal faible. Pour aligner les fils, vérifier l'ajustement de l'émetteur et doucement plier électrodes d'aligner sur les sites destinés pour les trous de bavures.
   4. Coupez conducteurs d'électrodes. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper les électrodes à la longueur désirée. La profondeur de l'électrode est important que le type d'enregistrement requis pour l'expérience (par exemple, placer les électrodes au-dessus de la dure-mère enregistrements EEG, ou utiliser les coordonnées stéréotaxiques pour structures cérébrales définies).
   5. Appliquez généreusement cyanoacrylate sur la base de l'émetteur to couvrir la zone en veillant à éviter de revêtir les électrodes. Colle cyanoacrylate est un isolant électrique, les électrodes contaminer avec de la colle se traduira par l'absence de signal.
      1. Si l'enregistrement des structures profondes du cerveau, monter le transmetteur sur le support de canule et le placer dans le bras stéréotaxique pour le contrôle de l'axe z. Abaisser l'émetteur utilisant le bras stéréotaxique approprier profondeur et placer gel de cyanoacrylate autour de l'émetteur.
   6. Crâne complètement sec avant de placer l'émetteur pour assurer liaison adhésive forte. Appliquer émetteur revêtu de cyanoacrylate sur le crâne. Prenez soin d'aligner les électrodes avec des trous de bavure correspondant.
      1. Essayez d'éviter les grandes structures vasculaires dommageables. Tenez l'émetteur en place avec une légère pression pendant une minute. Utilisez une légère pression pour former un lien fort entre l'émetteur et le crâne.
   7. Appliquer cyanoacrylate supplémentaire, suffisant pour sceller complètement l'interface émetteur / crâne. Pour assurer agood forme et lien fort, maximiser la surface de la colle en contact avec le crâne. Appliquez la colle cyanoacrylate dans un cercle autour de l'émetteur, en veillant à la fois crâne et le mur de l'émetteur sont couverts.
   8. Appliquer accélérateur chimique (0,1 ml) par une seringue à travers le cyanoacrylate à la base de l'émetteur implanté. Utilisez l'accélérateur avec parcimonie, en prenant soin de ne pas appliquer aux tissus adjacents.
      Note: l'accélération du durcissement de produits chimiques à base de cyanoacrylate qui assure la forte liaison entre l'émetteur et le crâne est formée rapidement. Cyanoacrylate accélérateur est utile pour le durcissement de l'adhésif de la vitesse, mais ne sont pas nécessaires.
   9. Retirer l'accélérateur en lavant soigneusement la zone avec une solution saline stérile. Cyanoacrylate accélérateur peut provoquer une irritation des tissus si pas lavé de la zone de l'incision. Pour laver la zone, remplir une seringue de 1,0 ml avec une solution saline stérile et irriguer la zone à travers une aiguille de seringue. Généralement 0,5 ml de solution saline est assez pour laverl'accélérateur.
   10. Suturer la peau autour de la base de l'émetteur, mais ne couvre pas l'émetteur. Haut de l'émetteur doit être supérieure à la peau pour transmettre efficacement les signaux neuronaux. La peau doit être raisonnablement serrée autour de l'émetteur et de la colle autour de l'unité. Utilisez Vicryl ou suture de soie (fil souple); peau chez les animaux immatures est doux et est facilement endommagé si sutures douces ne sont pas utilisés. Pour les animaux adultes, utiliser tout matériel de suture.
   11. Retirer l'animal du cadre stéréotaxique et le placer sur la couverture chauffante pour la récupération.
   12. Assurer que les animaux sont chaudes (37 ° C) et ambulatoires (c., complètement récupéré) avant de retourner au barrage. Assurez-vous que l'animal est hydratée en pinçant la peau sur le dos de l'animal (si l'animal est déshydraté, la peau restera déformée). Si l'animal est déshydraté, administrer une injection sous-cutanée de la mémoire tampon de Ringer lactate. Ne pas laisser l'animal sans surveillance tant qu'il a repris conscience suffisante pour maintenirdécubitus sternal.
       1. Administrer la buprénorphine (0,05 mg / kg) pour les animaux destinés à la gestion de la douleur post-chirurgicale et une injection sous-cutanée de 0,1 ml de bupivacaïne à travers le site d'injection.
          Remarque: de bout en bout toute la procédure devrait être achevée en 5-10 minutes pour les animaux de cet âge (de jour postnatal 6). Temps chirurgical peut prendre plus de temps pour les animaux plus âgés.

   3. Soins et de logement

   Remarque: Certains barrages peuvent ne pas tolérer chiots implantés avec l'appareil. Peuvent avoir besoin d'être sélectionné qui sont tolérants barrages. Il est acceptable pour le barrage de se déplacer autour de la cage chiots en les ramassant par l'émetteur.

   1. Lorsque les animaux sont sevrés, maison seuls eux pour éviter la suppression des dispositifs de leur compagnon de cage.
   2. Euthanasier les animaux par dose létale de pentobarbital (25 mg / kg) ou l'isoflurane (dans une cloche) lorsque les signes de détresse sont présents.
   3. Remarque, certaines cages de logement des animaux avec des inserts de fil peut, entrefere avec les émetteurs implantés. Soyez sûr de vérifier la hauteur de l'insert de fil pour vérifier que les animaux ne peuvent pas obtenir l'émetteur pris entre les «barres» de l'insert métallique. Consultez votre vétérinaire de vous aider.

   4. L'enregistrement EEG

   1. Passer l'animal dans une cage elle-même ou par co-même portée et logée avec le barrage. Toutefois, un seul lieu implanté animal dans une seule cage. Ne pas laisser les chiots seul dans la chambre d'enregistrement pendant plus de 2 heures. Surveiller les animaux pour des signes de détresse et de déshydratation.
   2. Branchez la puissance fournie approvisionnement à la base du récepteur et vérifiez le voyant d'alimentation est allumé. Connecter la base de récepteur à un système d'acquisition de données à l'aide de câbles (baïonnette Neil-Concelman) BNC.
   3. Placer la cage de l'animal sur le dessus de la couche réceptrice de base (figure 2). La lumière de «signal» devrait éclairer indiquant un émetteur a été détectée. Les données peuvent maintenant être enregistré.
   4. To les données d'enregistrement, connecter la base de récepteur à un convertisseur analogique-numérique et connecter le convertisseur à un ordinateur (Figure 1).
   5. Fixer le taux de l'enregistrement d'échantillonnage. Assurer que les données sont échantillonnées correctement. Sélectionnez au moins 250 le taux d'échantillonnage Hz (500 Hz recommandé) pour l'enregistrement (bande passante de l'émetteur est 0,1-100 Hz).
   6. Enregistrer les données numérisées et d'analyser l'aide de progiciels de traitement du signal telles que Matlab.

   5. EEG Analyse - général

   1. Effectuer FFT (les transformées de Fourier rapides) pour transformer les données temporelles de l'EEG au domaine de fréquence 0-100 Hz.
   2. Effectuer une estimation de la densité spectrale de puissance (de STDCP) de la FFT à l'aide de 256 segments Hann-fenêtres basé sur la méthode Welch et normalisée de 10 x ₁₀ log (PSD). spectres de puissance montrent les fréquences spécifiques qui dominent le signal EEG au cours de la période de temps désirée.
   3. données du groupe à travers les animaux en prenant la moyenne de la PSD de chaque animalpar rapport aux traitements de temps assortis. Créer des intervalles de confiance à 95% par 1,96 x moyenne (PSD) / racine carrée (n) où n est le nombre d'animaux (des traces PSD). Tracer les intervalles de confiance les données moyennes et 95% pour générer un rapport quantitatif de l'ensemble du contenu de fréquence de l'EEG entre les cohortes d'animaux telles que la comparaison des groupes traités par rapport à des groupes témoins.

   6. périnatale hypoxie-ischémie (HI) Modèle de protocole

   1. Anesthésier le P6 - 7 chiot de rat en utilisant l'isoflurane (de 4% à 100% de O ₂₎ en plaçant l'animal dans une boîte d'anesthésie (boîte avec entrée de l'anesthésie vaporisateur). Au début et au cours de la chirurgie vérifier l'orteil-pincement reflex toutes les 15 min. L'absence de réponse indique le niveau suffisant de l'anesthésie.
   2. Placez le chiot sur son dos, le cou et exposer gommage avec des applications en alternance de 70% d'éthanol et 10% de la bétadine. Répétez le gommage éthanol / bétadine 3 fois.
   3. Faire une incision de 1 cm dans la peau du cou avec sciseaux à la ligne médiane du cou. Soulevez la peau avec une pince et faire la coupe avec des ciseaux. Prenez soin de ne pas couper le tissu musculaire lors de l'incision.
   4. Utiliser une technique de dissection pour exposer l'artère carotide. Pour effectuer dissection, utiliser deux paires de pinces émoussées-nez. Insérez les conseils dans le tissu et laisser l'action du ressort de l'instrument chirurgical répandre le tissu. Répétez jusqu'à ce que l'artère carotide est exposée. Identifier l'artère carotide par une couleur rouge vif et la présence de l'impulsion visible.
   5. Carotide séparée artère du nerf vague en utilisant le forceps émoussé. Insérer la pince à bout mousse entre l'artère et le nerf. Relâchez la pince et laisser l'action du ressort de l'outil séparer la carotide du nerf vague.
   6. Lieu anévrisme pinces 4-5 mm d'intervalle sur l'artère carotide. Prenez soin de ne pas endommager l'artère avec les pinces en évitant les mouvements rapides.
   7. Cautériser l'artère carotide entre les pinces de anévrisme. Pour cautériser l'artère, Touchez l'artère entre les pinces avec une pointe de cauterizer chaud. Après l'artère est coupée, assurer les deux extrémités sont correctement cautérisées pour éviter l'hémorragie.
   8. Retirer les pinces, fermer l'incision du cou avec 3 points de suture. Seulement suturer la peau, prenez soin de ne pas suturer le tissu musculaire.
   9. Permettre à l'animal de récupérer pendant 1 heure. Surveiller la respiration de l'animal et des saignements à partir du cou. Si le saignement est présent, ne pas soumettre l'animal à HI (étape 6.10).
   10. Placer l'animal dans une chambre à température contrôlée à 37 ° C et introduire en continu 8% O ₂ / N ₂ à 92% du mélange dans la chambre pendant 2 h.

Nous avons développé et mis en œuvre le concept de l'enregistrement EEG d'un rongeur adulte seul, schématisé à la Figure 1 Pour le processus d'approbation du IACUC, la conception doit intégrer bien dans les animaleries institutionnels existants. par conséquent, le système a été conçu pour être facilement installé dans une animalerie standard sans utilisation de l'espace supplémentaire: l'animal est logé dans une cage de logement "animalerie-émission" régulière qui est placé à l'intérieur d'un récepteur avec une cage de Faraday intégrée pour réduire bruit électrique. Le signal provenant de chaque base de réception est réalisée par des fils à un numériseur qui est connecté à un ordinateur (Figure 1). Un seul ordinateur est nécessaire pour collecter les données de 32 animaux qui sont enregistrés en même temps, en fonction de la capacité du système d'acquisition de données de l'utilisateur. Ce type de configuration consomme peu d'énergie et produit peu de chaleur, un dispositif compatible avec les animaleries climat contrôlé. Les données peuvent êtreà long terme affiché en temps réel sur l'écran, permettant un suivi expérimental, et stockées sur des disques durs externes (unité de stockage de 10 TB).

Afin de minimiser les dommages causés par la litière-équipiers et chiot cannibalisation par le barrage, nous avons testé différents facteurs de forme de l'émetteur. La conception finale était un cylindre en forme de dôme; une forme difficile pour les rats mordent et des dommages. Un émetteur individuel sur le crâne d'un rat adulte est représenté en figure 2A et une première version de haute densité (32 animaux) bases de récepteur et plates-formes d'enregistrement dans lequel le logement standard pour rongeurs est placé est représenté en figure 2B. L'efficacité énergétique est un facteur extrêmement important; nous avons choisi un couplage capacitif en tant que protocole de transmission de données. La conception suivante permet d'enregistrer en continu EEG pendant plus de 6 mois en fonction de la capacité de la batterie (figure 2A). Souris aussi jeunes que 12 jours après la naissance (P12, figure 3A) et les rats aussi jeunes que P6 (Figure 3B) tolèrent l'émetteur assez bien. L'adhésion à l'émetteur avec le crâne cyanoacrylate animaux permet de croître avec l'émetteur à l'âge adulte (figure 3C), tout en maintenant une acquisition continue de données EEG.

Le uniques miniaturisé facteur de forme de l'interface de l'émetteur et sans fil se prête pour le travail avec des modèles animaux de conditions néo et périnatales. Les données de la figure 4 montre les deux canaux d'enregistrement EEG de sous-aiguë activité épileptique qui suit (HI) (ligature de l'artère carotide suivie par 2 heures d'hypoxie avec 8% d'O 2 en mélange) de l'infarctus hypoxique-ischémique chez une P7 Sprague-Dawley rat chiot 13. Le traitement HI provoque une grande lésion dans l'hémisphère ipsilatéral de la carotide ligaturé. Ici, les enregistrements montrent un cluster de deux crises généralisées sur les deux hémisphères du cerveau lésé. La trace noire représente l'activité EEG dans l'hémisphère controlatéral à la lésion, latrace bleue montre EEG dans les hémisphères ipsilatérales (IE dans la zone de la lésion). Alors que l'activité de saisie est présent dans les deux hémisphères du cerveau, l'hémisphère ispilateral montre EEG suppression du fond, qui est indicatif de cours lésions cérébrales 21.

État de mal épileptique peut être induite chez des rats adultes en injectant les animaux avec le composé organophosphoré, DFP 22,23. Les données de la figure 5 montrent répétitives décharges EEG, qui sont indicatifs de l'état de mal épileptique (voir expansions temporelles Figure 5A, B). Ci-dessous, les traces de l'échantillon, l'évolution dans le temps de l'état de mal de plus de 12 heures a été analysée avec un modèle à effets mixtes non-linéaire qui quantifie l'intensité des crises au fil du temps. La gravité de l'état de mal épileptique est définie par la puissance EEG dans la bande de gamma (20 à 60 Hz). Ici, la puissance décrite ci-dessus a été en moyenne sur 12 animaux et tracée sur 12 h avec des intervalles de confiance à 95%. Th e données montrent une nette augmentation de la puissance de gamma à l'intérieur de la première heure de traitement DFP, qui persiste plus de 12 heures au cours de laquelle les animaux ont été surveillés en permanence. La méthode d'analyse suivante permet une mesure quantitative de la gravité de l'état de mal épileptique aiguë, un phénomène déjà analysé principalement avec des mesures comportementales. Nous incluons cette technique d'analyse comme un exemple, car il utilise la puissance de calcul dans les bandes EEG classiques et a été largement utilisé dans les études précliniques pour tester l'efficacité de médicaments anticonvulsivants dans notre laboratoire 24-26. Peut-être l'aspect le plus important de faire des enregistrements sans fil en continu, sans interruption avec la télémétrie sans fil est la possibilité d'enregistrer des événements spontanés anormaux qui surviennent à faible incidence. Ces types de données démontrent la large utilité du système de transmission sans fil.

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Figure 1:. Schématique du système d'enregistrement Epoch Le système d'enregistrement sans fil se compose de deux éléments: 1) un émetteur de crâne monté sans fil qui amplifie le biosignal, et 2) une plaque réceptrice placée sous boîtier standard pour rongeurs. La sortie de la base de réception est un signal analogique constitué par le biosignal démodulé amplifié jusqu'à un maximum de 4 V crête à crête. Ce signal peut alors être introduit dans un système d'acquisition de données pour l'enregistrement.

Figure 2:. L'émetteur et le récepteur Cet émetteur sans fil particulier (A) pèse 4 g et déplace <1,4 cm 3 de volume et d'une superficie de 7 x 12 mm se monte facilement sur ​​le crâne de rats et de souris. L'émetteur peut amplifier 2 canaux de biopotentiels jusqu'à 6 mois, après quoi la batterie est vidangeéd. Grandes batteries peuvent être utilisés pour plus de temps d'enregistrement. Les animaux sont placés dans des cages standard pour rongeurs sur le dessus du récepteur Epoch (B). Montré à droite est un exemple précoce de deux appareils d'enregistrement distincts, chacun capable d'enregistrer à partir de 16 animaux en démontrant simultanément l'empreinte relativement faible (2 'x 4', environ 60 cm x 120 cm) de chacune des plates-formes d'enregistrement.

Figure 3:. L'implantation de l'émetteur sans fil dans les rats et les souris L'émetteur permet enregistrements EEG continu pour jusqu'à 6 mois chez la souris aussi jeunes que 12 jours après la naissance (P12, en haut). La photo du milieu est d'un chiot P7 de rat implanté avec l'émetteur miniature. L'émetteur reste fermement attaché au crâne que l'animal arrive à maturité. L'animal est au fond P280 et a été implanté avec un émetteur fictif au P7 d'âge. Le système permet simulenregistrements EEG tanés et continus de plusieurs animaux âgés P7 jusqu'au sevrage, réduisant le nombre de portées nécessaires pour, à long terme pré-clinique, des études de surveillance EEG.

Figure 4: l'enregistrement de l'hypoxie-ischémie des convulsions induites par le système de télémétrie bi-canal enregistrements à canal double d'EEG anormal avec la télémesure sans fil à un chiot P7 de rat après carotide ligature (ischémie) pendant 8% de O2 traitement (hypoxie).. (A) et (B), élargi vue sur les formes d'onde. Une activité épileptique est présent dans les deux hémisphères (noir, bleu) avec suppression EEG importante présente dans l'hémisphère avec infarctus ischémique (bleu).

Figure 5: Statut d'enregistrement epilepticus chez les rats adultes. enregistrements EEG de surface (c.-à-dural) avec le système de télémétrie sans fil miniature en réponse à fluorophosphate de diisopropyle (DFP) traitement dans un rat adulte. Les périodes ombragées dans la trace supérieure (A et B) sont développés des vues sur les formes d'onde en traces ci-dessous. Les données enregistrées avec l'émetteur sans fil peuvent ensuite être analysées dans le domaine de fréquence permettant des comparaisons statistiques dans une cohorte d'animaux. (C) Les données sont les intervalles de confiance moyenne et 95% de la puissance de la bande gamma (20-60 Hz) suivants mal épileptique DFP induite par le statut (N = 12) de plus de 12 heures après l'administration de la DFP.

Figure 6:. Enregistrement des saisies et des changements dans l'EEG dans un modèle de souris transgénique de malformations vasculaires caverneux Ici, nous enregistrons d'une souris transgénique (A) eà est en pleine activité de saisie. Dans un premier temps, modèle EEG normal est présent (1); immédiatement avant la saisie il ya une période de dépression pré-critique (2), qui est suivi par un groupe de cinq saisies (3). Après les crises, décharges critiques anormaux sont présents dans le signal (4). Contrôle des animaux n'a pas saisies et pas de caractéristiques EEG anormaux (B).

Drs. Lehmkuhle et Dudek ont ​​un intérêt financier dans epitel, Inc., concepteurs du système d'enregistrement sans fil biopotentiel Epoch.