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Article de méthode

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

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DOI :

10.3791/52565

⸱

18 mars 2015

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Division, King's College London BHF Centre

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour générer de l'ingénierie tissulaire greffes de vaisseaux qui sont fonctionnels pour le greffage dans des souris en double ensemencement partiellement induite sur les cellules souches pluripotentes (IPFPC) - dérivé des cellules musculaires lisses et l'IPFPC - cellules endothéliales dérivées sur une décellularisée navire échafaudage bioréacteur.

Résumé

La construction de conduits vasculaires est une stratégie fondamentale pour la réparation chirurgicale des vaisseaux endommagés et blessés résultant de maladies cardiovasculaires. Le protocole actuel présente une stratégie efficace et reproductible dans laquelle des greffes de vaisseaux fonctionnels issus de l’ingénierie tissulaire peuvent être générées à l’aide de cellules souches pluripotentes partiellement induites (PiPSC) à partir de fibroblastes humains. Nous avons conçu un bioréacteur d’échafaudage de vaisseaux décellularisés, qui imite étroitement la structure des protéines matricielles et le flux sanguin existant dans un vaisseau natif, pour l’ensemencement de cellules endothéliales PiPSC ou de cellules musculaires lisses avant la greffe chez la souris. Cette approche s’est avérée avantageuse car les souris immunodéficientes greffées avec les greffons dérivés de PiPSC présentaient un taux de survie nettement accru 3 semaines après la chirurgie. Ce protocole représente un outil précieux pour la médecine régénérative, l’ingénierie tissulaire et la thérapie cellulaire potentiellement spécifique au patient dans un avenir proche.

Introduction

La construction de conduits vasculaires est une stratégie fondamentale pour la réparation chirurgicale des vaisseaux endommagés et les blessés résultant de maladies cardiovasculaires. À ce jour, les matériaux utilisés dans la chirurgie de greffe comprennent les polymères synthétiques biocompatible (polytétrafluoroéthylène [Teflon], polytétrafluoroéthylène expansé [ePTFE; Gore-Tex] ou polyéthylène téréphtalate [Dacron]), allogreffes, tissus autologues (péricarde ou la veine saphène) et une xénogreffes. Alors que les greffes artificiels (par exemple, Gore-Tex et Dacron) sont les plus couramment utilisés, ces matériaux est susceptible de causer de nombreuses complications à court et à long terme qui incluent la sténose, le dépôt de calcium, thrombo-embolisation et les infections. Bien que les patients avec des greffes biologiques présents à une diminution des événements thrombo-emboliques, ils rencontrent encore des limitations comme échec de la greffe secondaire et la durabilité raccourcie en raison de la dégradation de la calcification 2. Par conséquent, malgré des améliorations significatives chirurgicale techniques au cours des années, les chercheurs et les cliniciens sont encore accablés par la nécessité d'identifier le conduit idéal pour les maladies vasculaires. Plus récemment, le domaine de l'ingénierie tissulaire vasculaire de recherche a généré un concept dans lequel les cellules sont incorporées dans des échafaudages biodégradables, avec le but de créer un environnement biomimétique qui incarne un navire fonctionnel pour une greffe réussie. Fondamentalement, le succès des constructions vasculaires dépendent de trois composantes essentielles; cellules qui comprennent l'échafaudage, ce est à dire, une couche interne de cellules endothéliales et une couche de cellules de muscle lisse, un échafaudage contenant la matrice extracellulaire approprié pour fournir des propriétés mécaniques comparables au système vasculaire d'origine, et la signalisation moléculaire / cellulaire qui est nécessaire pour initier / régulation réparation.

Longue perméabilité du greffon à long terme et le développement durable des néo-tissus sont fortement tributaires de l'ensemencement des cellules efficace des échafaudages, eereby rendu la décision du type d'une importance critique de la cellule. Plusieurs rapports démontrent l'utilisation de endothéliales matures et les cellules musculaires lisses de diverses sources pour développer conduits de petit diamètre 3-6. Bien que prometteuse, le manque de navires autologues suffisantes pour obtenir endothéliales matures et les cellules musculaires lisses restent un fardeau considérable. Plus récemment, les cellules souches provenant de diverses sources ont été exploitées pour des applications de génie tissulaire vasculaires. Cellules mononucléaires effet, les cellules souches pluripotentes une variété de types de cellules souches, y compris les cellules souches embryonnaires 7, induite (iPSCs) 8,9, Institut 10,11, dérivées de moelle osseuse 12, les cellules souches mésenchymateuses 13, les cellules progénitrices endothéliales et les parois des vaisseaux adultes -derived cellules souches antigène-1 (Sca-1) + cellules souches / progénitrices 14,15 ont tous été démontré être capable de différenciation en cellules endothéliales soit fonctionnel ou musculaires lisses en réponse à des milieux définis etconditions de culture. En outre, la capacité d'auto-renouvellement illimité des cellules souches rendre de meilleurs candidats contrairement endothéliales matures et les cellules musculaires lisses qui ne peut diviser un nombre fini de fois avant de subir arrestation et la sénescence croissance.

Le choix du matériel d'échafaudage puissent générer des tissus succès navire conçu pour la greffe dépend de plusieurs facteurs tels que la biocompatibilité, propriétés biomécaniques, et le taux de biodégradation. Fondamentalement, les matériaux utilisés pour créer des échafaudages pour les greffes devrait être biodégradable et ne seront pas monter réponses immunitaires bénéficiaires inutile. En outre, elle doit englober une porosité appropriée pour la fixation et de la microstructure et la survie cellulaire ultérieure. À ce jour, les matériaux les plus couramment utilisés pour les échafaudages en ingénierie tissulaire vasculaire comprennent les polymères d'acide glycolique, acide polylactique, et poly ε-caprolactone 16. Plus récemment, des matériaux biologiques ont décellulariséeségalement été appliquée avec un certain succès. Plusieurs laboratoires ont montré que l'ensemencement des navires porcine humaine décellularisée, canin ou avec des cellules autologues fourni une greffe biologique qui a résisté à la coagulation et l'hyperplasie intimale 17-19. Autres stratégies en génie tissulaire vasculaire comprennent extracellulaires greffes vasculaires base-protéines de la matrice par exemple des cellules d'ensemencement en gel de fibrine et 13 feuilles de cellules générant sans le soutien d'échafaudage 20, 21.

Le protocole actuel démontre la différenciation de l'Institut humaine dans l'endothélium fonctionnel et les cellules musculaires lisses, la génération d'un bioréacteur constitué d'un échafaudage de vaisseau décellularisé pour héberger des cellules vasculaires Institut dérivés fonctionnels, et le greffage des vaisseaux de l'ingénierie tissulaire en déficit immunitaire combiné sévère (SCID ) souris. IPFPC sont un type de cellule optimale à utiliser pour l'ingénierie tissulaire des greffes de vaisseaux parce que ces cellules ne forment pas de tumeurs chez la souris ou soulèvent éthique etréponses allo-immunes. En outre, nous avons montré que la stratégie pour générer des cellules musculaires pips-cellules endothéliales et les pépins-lisses est efficace et reproductible 10,11. Par la suite, nous avons conçu un vaisseau décellularisé pour l'ensemencement de cellules vasculaires dérivés de l'Institut pour imiter étroitement les protéines de la matrice qui existent au sein d'un vaisseau natif, améliorant ainsi l'efficacité de greffage et de survie. En outre, la décellularisation des vaisseaux avant IPFPC ensemencement empêche l'apparition de réactions inflammatoires montés par des types de cellules immunitaires telles que les macrophages. Plus important encore, ce protocole ne représente pas seulement une méthodologie pour générer promettant conduits vasculaires pour la traduction dans les humains, mais fournit également des moyens précieux d'étudier et de comprendre les mécanismes moléculaires qui régissent la régénération des tissus vasculaires grâce à des modèles de souris.

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Protocole

Effectuer toutes les expériences sur les animaux selon des protocoles approuvés par le Comité institutionnel pour entretien et utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation de la Culture, des Médias

  1. Faire milieux de culture pour la lignée cellulaire de fibroblaste humain CCL-153 F-12K moyen, 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine.
  2. Assurez Reprogrammation médias pour la production de l'IPFPC: le milieu de l'aigle modifiée de Knockout Dulbecco (DMEM) contenant 20% de remplacement Knockout de sérum, 0,1 mM β-mercaptoéthanol, 0,1 mM milieu essentiel minimum (MEM) acides aminés non essentiels, 10 ng / ml de facteur de croissance des fibroblastes de base 2 (bFGF-2) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine. Ajouter bFGF-2 fraîchement à chaque fois avant d'utiliser les médias.
  3. Faire différenciation Media (DM) pour induire des cellules musculaires lisses (SMC) différenciation: α-MEM contenant 10% de FBS, 0,1 mM de facteur de croissance β-mercaptoéthanol, 100 U / pénicilline et de streptomycine et 25 ml ng / ml dérivé des plaquettes(PDGF-ββ).
  4. Assurez-endothéliale différenciation Media (EC-DM) pour induire des cellules endothéliales (CE) la différenciation: la croissance endothéliale médias 2 (EGM-2) des milieux contenant 50 ng / ml Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF) et 100 U / ml de pénicilline et de la streptomycine.

2. reprogrammation des fibroblastes humains en cellules souches pluripotentes induites partiellement (IPFPC)

  1. Culture lignée cellulaire de fibroblaste humain CCL-153 à 0,04% de solution de gélatine dans des flacons revêtus de milieu de culture.
  2. Passage de cellules tous les 3 jours à un rapport de 1: 6. Utilisez cellules avant passage 9 pour une efficacité optimale de la production de l'IPFPC. Cellules sont prêtes pour la transfection en atteignant 80 à 90% de confluence.
  3. Linéariser pCAG2LMKOSimO plasmidique polycistronique contenant quatre facteurs de reprogrammation octamère-facteur de transcription liant 4 (OCT4), SOX2, facteur Kruppel-like 4 (KLF4) et C-MYC (pCAG-OSKM). Digest 5 ug de plasmide avec 5 unités de l'enzyme de restriction Pvul pendant 3 heures à 37 ° C. Purifierle plasmide avec un kit commercial selon le protocole du fabricant.
  4. Transfecter 2 x 10 6 fibroblastes humains avec 4 pg de linéarisé pCAG-OSKM plasmide par électroporation avec le kit de fibroblastes dermiques humains (NHDF) de nucléofection selon le protocole du fabricant. Ensemencer en douceur les cellules transfectées sur pré 0,04% de gélatine revêtu flacon T25 contenant 5 ml de pré-chauffé Reprogrammation médias.
  5. Après 24 h, avec des suppléments changer moyen de 25 ug / ml de néomycine pour sélectionner une population pure de cellules transfectées.
  6. Changer le milieu tous les deux jours jusqu'à ce jour 4.
    Remarque: Des fibroblastes humains deviennent IPFPC après 4 jours de reprogrammation.

3. Différenciation de l'IPFPC en endothéliales et les cellules musculaires lisses

  1. Seed IPFPC sur les plats collagène IV pré-enduits contenant DM pour quatre jours pour induire la différenciation en SMC. Changer le milieu tous les deux jours jusqu'à ce jour 4.
  2. Seed IPFPC sur le collagène IV pré-enduits plats contenant endothéliale-DM pour 6 jours pour induire la différenciation en cellules endothéliales. Changer le milieu tous les jours jusqu'au jour 6.

4. décellularisée Aorte Graft Préparation

Remarque: Toutes les solutions et les équipements doivent être stériles.

  1. Sacrifiez la souris par dislocation cervicale et fixer la souris dans une position couchée dans la dissection microscope.
  2. Couper à travers le sternum et autour de la cage thoracique pour ouvrir la cavité thoracique. Retirer le cœur, les poumons et de l'œsophage pour exposer l'aorte. Retirez délicatement la graisse péri-aorte avec une pince.
  3. Couper l'aorte de l'extrémité antérieure avec des ciseaux et tenir doucement la fin avec une pince contondants. Détachez l'aorte de la colonne de la colonne vertébrale derrière par dissection. Fermer soigneusement toutes les artères de branchement de l'aorte par ligature avec un électrocoagulateur bipolaire et la coupe de l'extrémité de la ligature avec des ciseaux.
  4. Utilisez une seringue de 5 ml pour rincer la lumière de l'aorte avec 3 ml de solution saline contenant 100 U d'héparine pour empêcher la formation de caillots sanguins.
  5. Coupez l'extrémité postérieure de l'aorte saisi branches dans le rénale. Maintenir l'intégrité de l'aorte est très important au cours de toute la procédure.
  6. Rincer la lumière de l'aorte avec 5 ml de 0,075% de dodécylsulfate de sodium (SDS) dilué dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
  7. Faire tremper l'aorte thoracique en solution SDS 0,075% dans une boîte de 10 cm de Pétri. Placer la boîte de Pétri sur un agitateur orbital pendant 2 heures à 150 tours par minute à température ambiante.
  8. Rincer la lumière de l'aorte avec 5 ml de PBS.
  9. Faire tremper l'aorte dans du PBS dans un plat 10 cm Petri. Placer la boîte de Pétri sur l'agitateur orbital pendant 2 heures à 150 tours par minute à température ambiante. Actualiser PBS toutes les 20 min.
  10. Rincer la lumière de l'aorte avec 5 ml de PBS.
  11. Gardez décellularisée greffe de l'aorte dans du PBS à 4 ° C pendant jusqu'à une semaine.

5. Double semis de l'IPFPC et bioréacteur climatisé

Remarque: Tous solutions et l'équipement doivent être stériles. Effectuer toutes les opérations dans une hotte de culture de tissu.

  1. Assembler le circuit d'écoulement du bioréacteur, comme illustré sur la figure 1. Connecter chambre d'incubation, réservoir à fluide, la pompe péristaltique et la chambre de conformité avec les tubes. Volume minimal de milieu nécessaire pour la circulation est de 40 ml.
  2. La condition préalable de la cuve décellularisé avec du milieu de culture par trempage de l'aorte dans un milieu de DM dans une boîte de Petri de 10 cm. Placer la boîte de Pétri sur l'agitateur orbital pendant 1 heure à 50 tours par minute à température ambiante.
  3. Insérer les tubes 1 cm longueur de nylon (OD 0,9 mm, 0,75 mm ID) dans les deux extrémités de l'enceinte sous microscope décellularisé. Attachez le navire et les tubes avec 8-0 sutures de soie.
  4. Assembler le greffon aortique décellularisé dans la chambre d'incubation en reliant les tubes en nylon avec les orifices d'entrée et de sortie (1/32 ") de tubes de la paroi de la chambre. Maintenir chambre d'incubation avec 5 ml de milieu à chaque fois.
  5. Trypsiniser IPFPC en ajoutant préchauffétrypsine pour couvrir la boîte de culture et de bercer doucement le plat 10 fois. Jeter la trypsine et de laisser le plat dans l'incubateur pour les 2-3 min. Ajouter milieu de culture préchauffé dans le plat et mélangez le milieu avec les cellules.
  6. Compter le nombre de cellules en utilisant un hémocytomètre. Centrifugeuse deux aliquotes de suspensions cellulaires contenant 5 x 10 5 cellules chacun pendant 5 minutes à 300 x g. Aspirer le surnageant complètement.
  7. Après aspiration du surnageant complètement, remettre en suspension une pastille de The Pips culots cellulaires dans 50 pi de DM. Injecter cette suspension de cellules dans la lumière du vaisseau décellularisé.
  8. Ensuite, remettre en suspension le culot PiPS autre des cellules dans 100 ul de Matrigel. Pipetter prudemment le mélange sur la greffe de l'aorte décellularisée.
  9. Attendre 10 à 15 min jusqu'à ce que le mélange se transforme en un état de gel et se enroule autour de la surface extérieure de la cuve uniformément. Remplir la chambre d'incubation avec DM.
  10. Placer l'ensemble dans l'établissement d'un incubateur à CO2 à 5% bioréacteur à 37 ° C. Faire tourner manuellement le greffon décellularisé 90 ° autour de l'axe longitudinal de toutes les demi-heures pendant les 2 premières heures.
  11. Garder culture statique pendant 12 heures pour permettre l'adhésion cellulaire.
  12. Délivrer DM à travers la lumière par la pompe péristaltique pour induire la différenciation des cellules des muscles lisses. Lancer débit initial à 5 ​​ml / min et augmentation progressive à 20 ml / min pendant 24 h.
  13. Gardez le débit moyen de circulation à 20 ml / min pendant 24 heures.
  14. Arrêter l'écoulement moyen et déplacer le réglage de l'incubateur bioréacteur.
  15. Re-graines de la lumière de la greffe avec l'IPFPC. Trypsiniser, compter et centrifuger 1 x 10 6 IPFPC comme dans les étapes 5.5 à 5.6. Remettre en suspension les cellules dans 50 ul de milieu EGM-2 contenant 50 ng / ml de VEGF. Injecter le mélange de cellules dans la lumière du greffon.
  16. Changer le milieu dans la chambre d'incubation et de la circulation de tout le milieu EGM-2 contenant le VEGF 50 ng / ml pour induire la différenciation endothéliale.
  17. Déplacez le bioréacteur mise revenir à the incubateur. Faites tourner manuellement la greffe 90 ° toutes les 30 min dans les 2 premières heures, puis maintenir une culture statique pendant 12 heures.
  18. Lancer flux circulant à partir de 5 ml / min et augmentation progressive à 35 ml / min. Gardez le débit à 35 ml / min pendant cinq jours. Changer de circulation et le milieu de la chambre tous les deux jours.
  19. Récolter la greffe d'ingénierie pour de plus amples greffage souris.

6. Intensification des Double-tête de série IPFPC Graft à des souris

  1. Utilisez NOD.CB17-Prkdc SCID / NcrCrl souris mâles que les greffés du navire. Toujours se assurer que les souris sont âgés d'environ 10 semaines, pèsent environ 25 à 35 g, et sont dans de bonnes conditions de santé.
  2. Anesthetize souris receveuse par administration d'une combinaison d'Hypnorm (25 mg / kg) et Hypnovel® (25 mg / kg) par voie intraperitoneale. Appliquer la vaseline pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Confirmez anesthésie efficace en se assurant que les souris ont des muscles détendus et respirent régulièrement.
    1. Fixer la souris dans une position couchée avec son cou rasé et étendu. Administrer le sulfate d'atropine (1,7 mg / kg) en combinaison avec les anesthésiques pour se assurer que les voies respiratoires de la souris reste claire.
  3. Préparer une incision médiane de la mandibule pour sternum de la souris. Sous un microscope de dissection avec 5 à 10 fois amplification, lever les glandes salivaires droite latéralement et retirer le muscle cleidomastoid droit d'exposer le droit artère carotide commune.
  4. Retirez délicatement les tissus attachés à mobiliser le droit artère carotide commune de l'extrémité distale vers l'extrémité proximale. Ligaturer la partie centrale de l'artère carotide commune à deux reprises avec une suture de soie 8-0 et disséquer entre les deux traverses.
  5. Traverser un brassard en nylon tube autoclavable dans chaque extrémité de l'enceinte et fixer chaque extrémité avec des colliers de microhemostat.
  6. Retirer tie suture à une extrémité et appliquer une goutte de l'héparine (100 U / ml). Immédiatement après, inverser l'extrémité distale du the artère pour couvrir l'ensemble du corps de gaine et fixer le navire inversée avec une suture de soie 8-0 à la manchette.
    1. Répéter la même opération à l'autre partie de l'artère. Artère Rincer avec une solution saline pour éliminer les caillots sanguins.
  7. Implanter un greffon de vaisseau décellularisé entre deux extrémités de l'artère carotide par coulissement les extrémités des vaisseaux de la décellularisées sur les poignets de l'artère et le fixant avec des sutures en soie 8-0. Retirer de clamps vasculaires soit se termine avant l'évaluation de la pulsation de la greffe.
  8. Placez la glande salivaire de retour à sa position initiale. Fermer la peau à l'emplacement chirurgical avec une suture interrompue en utilisant une suture 6-0 de polyglactine.
  9. Constamment observer les signes vitaux de souris après la procédure est terminée, jusqu'à ce qu'il reprenne conscience. Sacrifiez souris receveuses par dislocation et des vaisseaux de la récolte des greffons col de l'utérus soit 24 h ou trois semaines plus tard pour une analyse ultérieure.

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Résultats

La production réussie de l'Institut a été confirmé 4 jours après nucleofecting fibroblastes humains avec un plasmide linéarisé pCAG2LMKOSimO portant quatre facteurs de transcription, Oct4, Sox2 Klf4 et c-Myc (OSKM). IPFPC affiché un phénotype nettement distincte par rapport aux fibroblastes (figure 2A) et a exprimé les facteurs de reprogrammation au 4 ARNm (figure 2B) et de protéines (figure 2C) 10 niveaux. L'efficacité d'une greffe vasculaire bas...

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Discussion

Le protocole actuel indique un son, rapide, stratégie simple, efficace et reproductible dans lesquelles les navires de l'ingénierie tissulaire fonctionnels peuvent être générés en utilisant l'IPFPC à partir de fibroblastes humains. Cette technique représente un outil précieux pour la médecine régénérative, l'ingénierie tissulaire et la thérapie cellulaire potentiellement patient spécifique dans le proche avenir. Des mesures essentielles pour assurer l'efficacité du protocole comprennent la préparation de...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne ont aucun intérêts financiers divergents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la British Heart Foundation et la The Oak Foundation.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Fibroblastes humains CCL-153ATCCCCL-153Fibroblastes embryonnaires humains prénataux
ATCC F-12K Medium (modification de Kaighn du milieu F-12 de Ham)ATCC30-2004
Fetal Bovin SerumATCC30-2020
Knockout DMEM medium optimisé pour les cellules souches embryonnairesLife technologies (Gibco)12660-012
Technologies de remplacement du sérum knockoutLife (Invitrogen)10828-028
Human Basic FGF-2  ;Miltenyi Biotech130-093-837
alpha-MEM mediumLife technologies (Invitrogen)32571093
Humain PDGFR& D System120-HD-001
Solution de gélatine 2 %SigmaG1393
Plasmide 20866 : pCAG2LMKOSimO (SOX2, OCT4, KLF4, C-MYC)Addgene20866
  ; Enzyme de restriction PvuINew England BiolabsRO150S
SureClean PlusBiolineBIO-37047
Kit de nucelofection (kit NHDF)LONZAVPD-1001
NeomycinSIGMAG418
KL 1500 LCD, Éclairage pour microscopie stéréoSCHOTTKL 1500 LCDÉclairage à lumière froide pour microscopie stéréo
Nikon Zoom Stéromicroscope SMZ800NikonSMZ800
Héparine sel de sodiumSigmaH3393
10 % SDS Stock Solution Biologie moléculaireRéactif Severn BiotechCAS 151-21-3
Dulbecco’s Phosphate Buffered SalineSigmaD8537
Matrigel (10mg/ml)BDA6661
Shaker IKA Vibrax avec plate-forme vibrante VX 7  ;Jepson Bolton’s, Janke& KunkelS32-102
Masterflex L/S Entraînement de pompe numériqueCole-ParmerWZ-07523-80
Tête de pompe à 6 canaux et 6 rouleaux Masterflex L/SCole-ParmerEW-07519-15
Grandes cartouches Masterflex L/S pour tête de pompeCole-ParmerEW-07519-75
Tube de pompe en silicone durci au platine Masterflex, L/S 14, 25 ftCole-Parmer  ;WZ-96410-14Le tube passe par la pompe péristaltique
0,5 mm de diamètre intérieur, 0,8 mm de diamètre extérieur Le tube en siliconeSILEXN/ALes tubes relient la chambre d’incubation, le réservoir de média et la chambre de conformité.
Raccord Réducteur 0,5 à 1,6, polypropyline naturelleIbidi10829Adaptateur connecter ci-dessus deux types de tubes
1/32 » Tube, ID 0,01 » (250µ ; m) Matériel : PEEKLabSmithT-132-010PTube à travers la paroi de la chambre d’incubation qui relie le greffon avec le tube extérieur
Raccords monoblocs  ;LabSmithT-132-100Fixez les tubes ci-dessus à travers la paroi de la chambre d’incubation
Tubes en nylon (OD 0,9 mm, ID 0,75 mm)  ;Les tubes Smiths MedicalN/As’insèrent dans les deux extrémités du NOD du greffon d’aorte
. CB17-Prkdcscid/NcrCrlCharles River
Sutures chirurgicales, 8-0 soieETHICONW819
HypnormVetapharmVm21757/4000Neuroleptanalgésique pour souris
Hypnovel (Midazolam)Roche59467-70-8Induction de l’anesthésie
Microscope de dissectionCarl ZeissStemi 2000
Tube en nylonPortex LTD800/200/100/2000,65 mm de diamètre et 1 mm de longueur ; pour fabriquer un ballonnet artériel
ÉlectrocoagulateurMartin  ;SN 54.131Ligature des branches artérielles sur l’aorte
Pince bipolaire micro-hémostatiqueMartin80-91-12-04Fixation des extrémités des
vaisseaux Dilatateur de vaisseauxS& TJFX-7
Dilatateur de cuveS& TJFL-3dZ
Dilatateur de cuveS& TD-5aZ
Mini apploir  ;AESCULAPFE572K
Micro clips d’hémostatsAESCULAPFE720K
Sutures chirurgicales, 6-0 VICRYLETHICONV489
souris

Références

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