L'augmentation de l'artère pulmonaire pulsatile débit améliore l'hypertension pulmonaire hypoxique chez les porcelets

Résumé

L’hypertension pulmonaire est associée à une réduction significative de la pulsatilité, de la contractilité et de l’élasticité de l’artère pulmonaire, contribuant à une augmentation de la pression artérielle pulmonaire et de la résistance pulmonaire. À l’aide d’un modèle de porcelet hypoxique, cette étude a démontré que l’amélioration de la plasticité de l’artère pulmonaire à l’aide d’un cathéter pulsatile nouvellement développé améliore l’hypertension pulmonaire hypoxique.

Résumé

L'hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie qui affecte les artères pulmonaires distales (PA). Ces artères sont déformés, conduisant à une insuffisance ventriculaire droite. Les traitements actuels sont limités. Physiologiquement, le flux sanguin pulsatile est préjudiciable au système vasculaire. En réponse au stress pulsatile soutenue, les navires libèrent l'oxyde nitrique (NO) pour induire une vasodilatation pour l'auto-protection. Partant de ce constat, cette étude a élaboré un protocole pour évaluer si un flux pulsatile de sang artificiel pulmonaire pourrait induire une diminution de NO-dépendante de la pression artérielle pulmonaire. Un groupe de porcelets a été exposé à une hypoxie chronique pendant 3 semaines et comparée à un groupe de porcelets de contrôle. Une fois par semaine, les porcelets ont subi une échocardiographie pour évaluer la gravité HAP. A la fin de l'exposition à l'hypoxie, les porcelets ont été soumis à un protocole de pulsatile en utilisant un cathéter pulsatile. Après avoir été anesthésiés et préparés pour la chirurgie, la veine jugulaire du porcelet a été isolé et la catheter a été introduite par l'oreillette droite, le ventricule droit et l'artère pulmonaire, sous contrôle radioscopique. La pression artérielle pulmonaire (PAP) a été mesurée avant (T0), immédiatement après (T1) et 30 min après (T2) le protocole pulsatile. Il a été démontré que ce protocole pulsatile est une méthode sûre et efficace d'induire une réduction significative de la PAP moyenne via un mécanisme dépendant de NO. Ces données ouvrent de nouvelles avenues pour la gestion clinique de l'HTAP.

Introduction

L'hypertension artérielle pulmonaire est une maladie mortelle qui affecte le système vasculaire pulmonaire. Il ya un accord dans le domaine que le déséquilibre entre l'augmentation de vasoconstricteurs (endothéline, la sérotonine) et une diminution des vasodilatateurs (NO, la prostacycline) contribue au développement de l'HTAP. Au fil du temps, ce phénotype pro-constrictive évolue vers un phénotype pro-proliférative et anti-apoptotique complexe, contribuant au développement des lésions vasculaires ^1.

Une exposition prolongée à des vasoconstricteurs conduit à une augmentation significative et soutenue de [Ca ^2+] _i dans les cellules musculaires lisses de l'artère pulmonaire, permettant l'activation de plusieurs facteurs de transcription calcium réglementés, tels que NFAT ^2-4, favorisant la prolifération de PASMC et résistance à un ⁵ phénotype apoptose. Ce phénotype conduit à des lésions vasculaires pulmonaires, ce qui contribue à une augmentation de la pression PA et res pulmonairesistance, qui conduit finalement à fatale insuffisance cardiaque droite ^6.

Actuellement, il n'y a pas de traitement disponible qui renverse l'HTAP Bien qu'il existe plusieurs qui améliorent la qualité de vie des patients ^7. Parmi ces traitements, l'efficacité de NO inhalé traitement a été démontrée mais en raison de sa courte demi-vie, il est difficile à utiliser dans la pratique clinique. Pour cette raison, des traitements plus stables et durables ont été préférés, tels que les analogues de la prostacycline, ou des inhibiteurs des récepteurs de l'endothéline ^7. Pour développer de meilleurs traitements, il est essentiel d'améliorer et d'approfondir les connaissances sur la physiopathologie de l'HTAP.

Pulsatilité est un stimulant bien connu activant cisaillement vasodilatation induite par le stress, la protection de l'artère distale non élastique de blessures de flux à haute pression ^8,9. Dans un modèle de l'HTAP secondaire à aortopulmonaire manœuvre chirurgicale, Nour et al. Démontré cisaillement str intrapulmonaireess-médiation amélioration de la fonction endothéliale ^10. Plusieurs études ont démontré que le NO, la prostacycline et ET-1 expression sont étroitement réglementées par des changements de flux pulsatile. En effet, une augmentation modérée des flux pulsatile augmente l'activité eNOS et les niveaux de la prostacycline, les deux qui sont réduits dans l'HTAP. modulation de flux pulsatile est probablement impliqué dans l'étiologie de l'HTAP et augmente artificiellement, il est d'une manière attrayante et novatrice d'augmenter la production de NO et de prostacycline au sein de la circulation pulmonaire.

La présente étude vise à évaluer les effets d'un flux pulsatile 10 min en utilisant un cathéter pulsatile nouvellement développé sur des mesures hémodynamiques dans un modèle chez les porcelets en qui hypoxie a été induite par l'hypertension artérielle pulmonaire (PH). Il a été émis l'hypothèse que l'augmentation de pulsatilité de l'artère pulmonaire induit une vasorelaxation des artères pulmonaires, ce qui diminue la pression artérielle pulmonaire.

Cardiaque droite chatheterization (RHC) est une intervention clinique essentiel pour le diagnostic et le suivi des patients atteints d'HTAP. En effet, il est le moyen le plus fiable de diagnostic HAP et permet aux médecins d'évaluer la réactivité vasculaire ^11,12 ainsi que la progression de la maladie. En fait tous les patients HTAP subit RHC à plusieurs reprises. La présente étude dans les grands animaux vise à démontrer l'efficacité et la sécurité des cathéters pulsatiles dans l'évaluation et le traitement de l'HTAP au cours d'une procédure régulière RHC. Parce que les cathéters pulsatiles sont déjà disponibles et RHC est systématiquement réalisée chez les patients de HAP, cette étude fournit toutes les informations nécessaires pour être en mesure de procéder rapidement à des essais cliniques.

Protocole

NOTE: Cette étude a été autorisée par numéro de comité d'éthique CEEA34.PB.103.12.

1. Utilisation des porcelets comme un modèle animal

1. Effectuez la en deux groupes (n = 6 dans chaque groupe), adapté en termes de sexe, d'âge (15 ± 3 mois) et le poids (30 ± 10 kg) (groupe de contrôle et de l'hypoxie chronique (CH) groupe). Maison le groupe CH pendant 3 semaines dans une chambre hypobare (0,4 atm), et de la maison du groupe de contrôle dans normobare régulière (1 atm) des conditions.
2. Utilisez un caisson hypobare composé d'une boîte en plexiglas avec un carré empreinte de 2 mètres et une hauteur de 1,6 mètres, comme le montre la figure 1.
3. Surveiller en permanence et à maintenir une température de 18 ° C et sous une pression de 0,4 atm. Assurer une ventilation adéquate par une pompe à vide, permettant à un taux de 8 m ³ par heure de renouvellement d'air.
4. Placez deux animaux dans la chambre de la litière appropriée. Chaque 48 heures, le retour de la pression dans la boîte aux conditions normobares pour la moitiéune heure pour nettoyer la boîte, en présence des deux animaux, avec la boîte gardé closedto empêcher leur échapper. Ce procédé d'induction de l'hypertension artérielle pulmonaire a été largement validé ^13.
5. Anesthésier des animaux
   1. Anesthésier les porcelets avec une injection intraveineuse initiale de thiopental sodique (10 mg / kg) et de maintenir l'anesthésie par inhalation d'isoflurane continu (1,5 à 3,5%). Appliquer deux gouttes de gel de Carbopol dans les yeux des porcelets pour prévenir la sécheresse de la cornée.
   2. Placez les animaux en position de décubitus latéral gauche avec leurs pattes antérieures attachées à une position fléchie pour exposer la poitrine. Nettoyer la peau avec de l'eau et du savon, puis raser l'aide d'un rasoir électrique pour enlever tous les poils qui pourraient entraver la pénétration des ultrasons à travers la poitrine.
6. Échocardiogramme
7. Surveiller l'évolution de l'HTAP longitudinalement et non-invasive par échocardiographie. Effectuer un écho chaque semaine en utilisant un transducteur de 3 MHz. Record un électrocardiogramme en plaçant 3 électrodes sur les pattes droite et gauche et sur le côté droit de la poitrine.
8. Enregistrez deux dimensions et en mode M données d'imagerie en trois incidents différents (longitudinale, axe mineur et apical) en utilisant une sonde Doppler. Tenir la sonde dans la main droite et le lieu entre les quatrième et cinquième espaces intercostaux gauches. Déplacez lentement la sonde vers le haut et vers le bas, tourner à droite et à gauche jusqu'à une bonne résolution d'image est obtenue pour les différentes structures cardiaques (ie le septum). La fenêtre acoustique diffère légèrement d'un animal à un autre en fonction de la position du coeur dans la poitrine.
9. Enregistrer l'ECG en même temps pour chacun de ces incidents et pour au moins 10 cycles cardiaques pour permettre une analyse hors-ligne. diastole d'extrémité est définie comme étant le point dans le cycle cardiaque qui coïncide avec le début de l'onde Q sur l'ECG. systole fin coïncide avec le début de l'onde T.
10. Mesurer mitrale et tricuspide flux sanguin par une valvePical échographie Doppler vue. Placez la sonde Doppler à la pointe de l'manubrium sternal; la zone de prélèvement est située juste au-dessus de la soupape d'enregistrer le flux sanguin traversant la vanne.
11. Noter la vitesse du sang pendant le cycle cardiaque par Doppler pour obtenir la vitesse-temps d'intégration de l'écoulement de sang à travers les soupapes de mitrales et tricuspides et les valvules aortique et pulmonaire. Utilisez le Video Graphics Array de l'échographe pour stocker les images à un taux de 25 par seconde de trame afin d'obtenir des images fixes ou des images de séquences fournies par l'échographe.
12. Mesurer les dimensions et la surface des cavités cardiaques au moyen d'instruments de mesure et les contours des zones de surface proposés par le logiciel intégré dans l'échographe conformément aux recommandations internationales ^14.
13. Mesurer l'épaisseur de la paroi libre du ventricule droit pendant la diastole et la systole par TM (temps mouvement) l'enregistrement de l'incidence de l'axe secondaire ^14.
14. Meavous que le diamètre de la racine de l'artère pulmonaire à la pointe des valves pulmonaires sur la vue petit axe ^14.
15. Mesurer le septum et la paroi postérieure du ventricule gauche pendant la diastole en mouvement de TM sur la vue longitudinale au début des ondes Q sur l'ECG et de la systole à la pointe de l'onde T sur l'ECG ^14.
16. Mesurer les diamètres ventriculaire gauche de fin de diastole (LVEDD) et diamètres fin systolique ventriculaire gauche (LVESD). Calculer la fraction de raccourcissement (FS) en utilisant la FS de formule (%) = (LVEDD-LVESD) / LVEDD. Mesurer le diamètre de l'aorte et la surface de l'oreillette droite et à gauche.
17. De la vitesse-temps intégrante de la mitrale et tricuspide flux sanguins, mesurer la suivante: amplitude maximale de la vague E et A, la décélération mi-temps de l'onde E, écouler indice durée, vitesse-temps ^14.
18. De mesures Doppler de l'artère pulmonaire, mesurer la suivante: vitesse maximale, l'ascension la mi-temps,écouler durée et son intégrale ^14.
19. Évaluer le volume ventriculaire gauche en utilisant la méthode de Simpson ^15.
20. Stocker les données pour chaque porcelet dans une base de données pour l'analyse statistique ultérieure sur l'ensemble du groupe.

2. Droit de cathétérisme cardiaque

1. la préparation des animaux
   1. Avant la pose du cathéter pulsatile, le cochon est placé dans un caisson hypobare pendant 3 semaines afin d'induire une hypertension artérielle pulmonaire.
   2. Jeûner les animaux pendant 24 heures avant la chirurgie (24 h pour les aliments solides, de 8 à 12 h pour l'eau).
   3. 24 h avant RHC, ont un vétérinaire bien formé effectuer un examen clinique pré-anesthésie pour évaluer la couleur de la membrane muqueuse, temps de remplissage capillaire, du poumon mondiale et les fonctions cardiaques à l'aide d'un stéthoscope et la température du corps en utilisant un thermomètre rectal.
   4. Administrer des injections de Midazolam (intramusculaire, 0,5 mg / kg) et du chlorhydrate de morphine (intramusculaire, 0,1 mg / kg) de 15 à 30 min avant l'induction of anesthésie. Répéter l'injection de chlorhydrate de morphine (0,05 à 0,5 mg / kg, par voie intramusculaire) au cours de l'induction toutes les 4 à 6 heures.
   5. Administrer thiopental sodique (10 mg / kg, par voie intraveineuse) par l'intermédiaire d'une injection de bolus initial de 5 mg / kg puis par injection partielle jusqu'à ce qu'il soit efficace. Suivez ce par sac et masque de ventilation jusqu'à ce que l'intubation endotrachéale.
   6. Porcinet intubation
      1. Graisser le tube de gel de pramocaine. Insérez un stylet métallique dans le tube à se raidir et faciliter le processus d'intubation.
      2. Touchez la paupière pour assurer une anesthésie profonde. Effectuer intubation par visualisation directe du larynx, en utilisant un laryngoscope pour élever la langue et éviter les blessures à la corde vocale. Gonflez le ballon du tube pour éviter les problèmes liés à la régurgitation.
   7. Contrôler la fréquence respiratoire à 10-12 respirations par minute; volume actuel de 7-10 ml / kg, la pression d'insufflation de 25 à 30 cm H ₂ O et d'une phase inspiratoire de 2 sec avec une e positife-pression expiratoire de 5 cm H ₂ O.
   8. Anesthésier les animaux avec de l'isoflurane dans de l'oxygène à 100% (induction 5.3% avec un débit d'oxygène de 2 à 3 l / min, maintien de l'écoulement de l'oxygène 01/05 à 02/05% à 1 L / min). Appliquer le gel de carbopol à la cornée comme à l'étape 1.5.1.
   9. Insérer un cathéter dans l'artère héparine auriculaire caudale (5 ml de solution saline 0,9% dopés avec 5000 UI / ml d'héparine) par perfusion sous-cutanée avec canule vert fixe en place avec un point de suture.
   10. Faire infuser la solution de Ringer lactate (10-20 ml / kg / h).
   11. Placez l'animal sur une table d'examen légèrement incliné. Gardez la tête légèrement inclinée vers le bas pour favoriser le flux salivaire.
2. Suivi
   1. Toutes les 5 min, vérifier et enregistrer les valeurs suivantes sur l'individu rapport de cas d'anesthésie: la couleur de la membrane muqueuse et temps de remplissage capillaire, mandibulaire tonus musculaire et la position du globe oculaire, myosis / mydriase, réflexe palpébral.
   2. Surveiller en permanence le cœur et respirataux tory, l'oxymétrie de pouls, la température du corps et des électrocardiogrammes. Insérer un dispositif d'introduction artérielle dans l'artère fémorale. Insérer un gros calibre cathéter 10 cm de long, dans l'artère fémorale et de surveiller la pression sanguine systémique.
3. Mise en place du cathéter pulsatile
   NOTE: Ce dispositif médical est constitué de deux cathéters placés côte-à-côte et soudés ensemble. La partie distale de la première est reliée à un ballon standard avec un diamètre de 20 mm et une capacité de volume maximal de 5 ml. Le deuxième cathéter permet l'insertion d'un fil pour faciliter le positionnement dans l'artère pulmonaire. Le dispositif est de 750 mm de long avec une jauge interne de 0,035 et un diamètre externe de 12 Fr.
   1. Pour les expériences, effectuer une pulsation par un petit ventilateur Harvard 683 animaux, qui applique un vide actif pour le ballonnet pendant le dégonflage et une pression positive pendant le gonflage, d'un volume de 2,5 ml pour chaque impulsion. Utiliser l'hélium comme gaz propulseur pour la balleoon pompe afin d'éviter une embolie gazeuse.
   2. Enregistrez les tracés électrocardiographiques de surface continue de documenter tous les troubles du rythme cardiaque pendant le protocole. Dans l'artère fémorale gauche, connecter un dispositif de capteur à un cathéter de calibre 20, relié à un système de surveillance hémodynamique.
4. Cathétérisme cardiaque droit
   1. Lavez et raser le cou de l'animal. Nettoyer la peau avec une solution antiseptique cutané (Betadine scrub) à l'aide d'une compresse de gaze. Pour délimiter le site chirurgical, placer des champs stériles autour de la jugulaire droite entre l'épaule droite et du manubrium sternal.
   2. Faire une incision longitudinale de 4 cm avec des ciseaux stériles mi-chemin entre l'épaule droite et du manubrium sternal.
   3. Retirez délicatement les couches de la peau et des muscles avec une pince. Puis retirez délicatement le tissu conjonctif entourant la veine sur une longueur d'environ 5 cm. Fixez le côté distal pour prévenir les saignements. Placez un fil de liant autour de la proximal côté pour être en mesure de commander l'ouverture de la veine après hémi-section.
   4. En utilisant un petit ciseau très forte spécifique, couper la veine dans la moitié transversalement. Veiller à ce que les bords de l'incision sont propres. Utiliser de la mousse fine, soulever un bord de l'incision et pousser doucement le cathéter dans le côté proximal de la veine. Contrôler le saignement avec du fil de liant.
   5. Introduire le cathéter dans la veine jugulaire et pousser successivement à travers la veine cave supérieure, l'oreillette droite, le ventricule droit et, enfin, l'artère pulmonaire.
   6. Noter les pressions au-dessus de 10 cycles cardiaques stables, à chaque cavité cardiaque et l'artère pulmonaire (T0). Mesurer flux sanguin cardiaque trois fois à des intervalles de 1 min.
   7. Positionner le cathéter à ballonnet dans l'artère pulmonaire sous contrôle radioscopique. Gonfler et dégonfler le ballon (pulsations) avec 1 cm ³ d'hélium. Continuer pulsation pendant 10 min. pressions record de plus de 10 cycles cardiaques stables, dans chaque cavité cardiaque et l'arte pulmonairery et mesurer le débit sanguin cardiaque après 10 min (T1).
   8. Mesurer de nouveau le flux sanguin cardiaque 30 minutes après le protocole de pulsatilité (T2).

3. Aucune mesure

1. Branchez un sac Douglas à la conduite de sortie de gaz respiratoire expiré jusqu'à ce qu'il soit complètement rempli. Placez-le sur l'in-pipe d'un analyseur de NO souffle.
2. Lentement et constamment forcer l'air expiré dans l'analyseur en comprimant le sac élastique Douglas. Mesurer le sac par le débitmètre sortie de l'analyseur de maintenir un débit constant.

4. Les mesures d'histologie

1. Sous anesthésie, injecter 30 ml d'Dolethal (solution injectable pour l'euthanasie) dans le cathéter pulsatile placé dans le coeur.
2. Immédiatement après l'euthanasie, ouvrir le coffre par sciage manubrium longitudinalement, déplacer légèrement le cœur et maintenez le poumon droit. Ensuite, en utilisant la dissection de ciseaux, couper deux 2 ou 3 cm ³ échantillons de la middle lobe du poumon.
3. Aligner geler un échantillon dans de l'azote liquide et stockés à -80 ° C. Fixer le deuxième échantillon dans 3,7% de paraformaldehyde pendant 24 h et ensuite intégrer dans de la paraffine pour l'analyse histologique ultérieure.
4. Effectuer des mesures d'histologie comme décrit précédemment ^16. Mesurer l'épaisseur de la paroi PA comme suit: 2 mesures / artère dans 10 artères / porcelet et 6 porcelets / groupe.
5. Effectuer une analyse statistique. Les valeurs ont été exprimées en facteur de variation ± SEM.
   1. Pour comparer deux moyens, utiliser le test t de Student non apparié un. Pour comparer plus de deux moyens, utiliser une ANOVA à un facteur suivie par un test de Dunn. Un p <0,05 était considéré comme statistiquement significatif (*).

Résultats

L'augmentation de l'artère pulmonaire pulsatile flux Améliore induite chronique hypertension pulmonaire hypoxique chez les porcelets

Avant d'exposer les animaux à une augmentation des flux pulsatile, l'échographie a été utilisé de manière non invasive pour vérifier que les porcelets avaient développé une hypertension artérielle pulmonaire. Comme le montre la Figure 2, les trois semaines de l'hypoxie chronique induit le développement de l'hypertension pulmonaire chez les porc...

Discussion

Pour la première fois, il a été montré que les changements de flux pulsatile pulmonaire sont causalement liés au développement de l'HTAP secondaire à une exposition hypoxique chronique. Cette approche translationnelle fournit la preuve que l'induction d'une augmentation artificielle de flux pulsatile pulmonaire en utilisant un cathéter spécialement conçu améliore l'hypertension artérielle pulmonaire, probablement en augmentant la production de NO.

Ces résultats ne sont pas se...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Médicaments pour l’anesthésie
thiopental sodique, THIOPENTAL SODIUM	Abbott, France	0000071-73-8	poudre 3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
; isoflurane, FORANE	Abbott, France	05260-05	flacon verre 250 ml 3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
midazolam, Hypnovel	Accord Healthcare  ;	Vidal	injectable ampoules 1mg/ml 45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille France
pramocaine,TRONOTHANE 1 %  ;	Laboratoires LISAPHARM	Vidal	Gel appl locale T/30g 3, rue Scheffer. 75016 Paris.
morphine chlohydrate Lavoisier	CMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAIS	Vidal	ampoules injectables  ; 7, rue Labie -75017 Paris - France
Acrylates Copolymer-Carbopol® ; Aqua SF-1 Polymère	Lubrizol		gel appl local Elysé ; es La Dé ; fense 19 le Parvis 92073 Paris la dé ;
fense Matériel  ;
Ventilateur Harvard 683	Harvard apparatus Harvard	apparatus	DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine   ;   ;
Echographe Voluson E8 avec sonde 3.5 MHz	General Electric	GEHealthcare	DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine   ;
Cathéter Pulsatil	Système cardio innovant		Cardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paris, France 75002
NO breath Analyseur	Respur	Respur	26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France