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Article de méthode

Mise en place d'un modèle de xénogreffe humain de myélome multiple dans le poulet pour étudier la croissance tumorale, l'invasion et l'angiogenèse

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DOI :

10.3791/52665

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1 mai 2015

 ,  ,  , 
1Department of Internal Medicine V, Innsbruck Medical University, 2Oncotyrol GmbH, 3Tyrolean Cancer Research Institute, 4Division of Vascular Biology, Department of Medical Biochemistry and Biophysics, Karolinska Institute

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Les cellules humaines myélome multiple (MM) nécessitent le micro-environnement favorable des cellules mésenchymateuses et des composants de la matrice extracellulaire pour la survie et la prolifération. Nous avons établi un modèle in vivo d'embryons de poulet avec des cellules de myélome et mésenchymateuses humaines greffées à étudier les effets des médicaments contre le cancer sur la croissance tumorale, l'invasion et l'angiogenèse.

Résumé

Le myélome multiple (MM), une maladie des cellules plasmatiques malignes, reste incurable et de nouveaux médicaments sont nécessaires pour améliorer le pronostic des patients. En raison de l'absence du microenvironnement osseux et des facteurs de croissance auto / paracrine des cellules MM humaines sont difficiles à cultiver. Par conséquent, il ya un besoin urgent d'établir une bonne in vitro et dans les systèmes de culture in vivo pour étudier l'action de nouveaux produits thérapeutiques sur les cellules de MM humaines. Ici, nous présentons un modèle à cultiver des cellules du myélome multiple humain dans un environnement 3D complexe in vitro et in vivo. Des lignées cellulaires MM OPM-2 et le milieu RPMI-8226 ont été transfectées pour exprimer le transgène GFP et ont été cultivées en présence de cellules mésenchymateuses humaines et de collagène de type I Matrice sphéroïdes tridimensionnels. En outre, les sphéroïdes ont été greffés sur la membrane chorio-allantoïde (CAM) d'embryons de poulet et la croissance tumorale a été contrôlée par microscopie à fluorescence stéréo. Les deux modèles permettent l'étude de roman dru thérapeutiquegs dans un environnement 3D complexe et la quantification de la masse des cellules tumorales après des greffes homogénéisation dans un transgène GFP spécifique au test ELISA. En outre, les réponses angiogéniques de l'hôte et l'invasion des cellules tumorales dans le tissu de l'hôte sous-jacent peuvent être surveillées quotidiennement par un microscope stéréoscopique et analysés par coloration immunohistochimique à l'encontre des cellules humaines tumorales (Ki-67, CD138, Vimentin) ou des cellules murales hôtes couvrant vaisseaux sanguins (desmine / ASMA).

En conclusion, le système onplant permet d'étudier la croissance des cellules MM et l'angiogenèse dans un environnement 3D complexe et permet le criblage de composés thérapeutiques ciblant la survie et la prolifération des cellules MM.

Introduction

Le myélome multiple (MM) est caractérisé par une prolifération de plasmocytes malins dans la moelle osseuse, des lésions osseuses et une immunodéficience 1. Bien que de nouvelles options de traitement telles que les inhibiteurs du protéasome (bortézomib) et les médicaments immunomodulateurs (pomalidomide et lénalidomide) soient disponibles, le MM reste une tumeur maligne incurable avec un pronostic sombre 2. Le mauvais pronostic pourrait s’expliquer par l’extraordinaire hétérogénéité des clones de cellules MM qui contribue à des réponses variables au traitement, en particulier sous traitement de longue durée et sous pression de sélection des clones MM 3.

Les essais précliniques de nouveaux médicaments et de leurs combinaisons in vitro et in vivo sont une étape critique et chronophage pour le développement futur de médicaments. Ainsi, des modèles in-vivo utiles du MM sont nécessaires pour mieux comprendre la biologie de la maladie et permettre la découverte de nouveaux médicaments. En fait, les meilleurs modèles de xénotransplantation pour les hémopathies malignes et les thérapies sont les souris immunodéficientes, telles que les souris immunodéficientes combinées sévères (SCID) 4-7, les souris diabétiques/SCID NON OBÈSES (NOD/SCID) 8,9 ou les souris NOD/SCID β-microglobulines knock-out NOD/SCID 10,11.

Bien que les modèles murins de MM humain puissent à certains égards ressembler au phénotype de la maladie humaine, les souris immunodéficientes sont consanguines, simulant donc une seule réponse individuelle à un médicament et les coûts sont très élevés. En raison de l’immunosuppression, les animaux nécessitent des conditions d’entretien spéciales et la greffe de MM humain chez la souris nécessite de 6 semaines à 2 mois 9,12, à moins que les cellules ne soient greffées directement sur la moelle osseuse à l’aide d’une procédure techniquement exigeante avec des taux de survie animale plus faibles 7,13. Par conséquent, de nouvelles méthodes utilisant des modèles d’organoïdes à base de cellules souches 14, l’ingénierie tissulaire 15 ou des modèles sophistiqués de culture cellulaire 3D 16 ont été mises au point. Ils seront dans un avenir proche en concurrence avec les expériences classiques sur les animaux pour les tests précliniques de médicaments, mais ne peuvent pas remplacer les tests de toxicité systémique dans les organismes vivants.

Il a été démontré auparavant que l’embryon de poulet est un organisme approprié pour la xénotransplantation de cellules et de tissus humains en raison de l’absence de réponse immunitaire adaptative jusqu’à l’éclosion 17-19. De plus, chaque embryon de poulet reflète une réaction individuelle aux médicaments appliqués ou aux cellules tumorales en raison de la diversité génétique au sein de la population de poulets. La membrane chorioallantoïdienne (CAM) est un système bien établi pour étudier l’angiogenèse dépendante de la tumeur 20-22. Lorsque les tumeurs solides sont greffées au CAM, elles présentent de nombreuses caractéristiques des cancers in vivo, notamment la prolifération, l’invasion, l’angiogenèse et les métastases 23-27.

Sur la base de l’expérience précédente de notre groupe avec les modèles de xénogreffe CAM20,26,27, un modèle MM humain a été établi qui combine l’avantage d’un système de culture 3D humain avec le modèle d’embryons de poulet en développement ex ovo. Ce système de modèle MM permet de surveiller en temps réel la progression de la croissance du MM, de quantifier la masse cellulaire et de tester des médicaments précliniques.

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Protocole

Selon le droit autrichien, et le Bureau de la protection des animaux de laboratoire des embryons d'oiseaux de services de santé publique des États-Unis ne sont pas considérés comme des animaux vertébrés vivants jusqu'à ce hatching.The NIH Bureau de la protection des animaux de laboratoire a fourni des directives écrites dans ce domaine (http: // www.grants.nih.gov/grants/olaw/references/ilar91.htm et NIH Publication No .: 06-4515).

1. Culture cellulaire et transfection Lentiviral

  1. Lignes Culture de cellules MM OPM-2, le milieu RPMI-8226 et les cellules souches mésenchymateuses humaines de la moelle osseuse dans un milieu de RPMI 1640, complété avec 10% de sérum bovin de veau foetal et 100 UI / ml de pénicilline, 100 ug / ml de streptomycine et 2 mM de glutamine en présence 5% de CO 2 à 37 ° C.
  2. Transfecter 5 x 10 6 cellules HEK 293FT avec mélange viral d'emballage (9 ug) et 3 ug d'ADN pLenti6 / V5 dest eGFP vecteur par l'utilisation de 30 pi de réactif de transfection liposomale et le milieu de transfection (10 ml). Retirer milieu de transfection après 12 h etajouter 10 ml de milieu DMEM avec 10% de sérum bovin de veau et 1% d'acides aminés non essentiels (NEAA).
  3. Après 5 jours, de recueillir les surnageants de cellules HEK293FT après centrifugation des cellules de natation (1000 xg, 5 min). Déterminer le titre viral par PCR en temps réel comme décrit ailleurs 28.
  4. Transfecter 1 x 10 6 cellules MM avec des particules lentivirales eGFP (1 x 10 5 particules) dans une plaque à 24 puits dans du milieu de croissance complet. Après 3 jours, commencer le processus de sélection par l'ajout de 2 ug / ml de blasticidine dans le milieu de culture. Pour la eGFP lentivirus disponible dans le commerce, utiliser 500 pg / ml de néomycine.
  5. Après 2 semaines de sélection, des grappes de cellules exprimant eGFP MM apparaîtront; recueillir des cellules par centrifugation (1000 xg, 5 min) et développez comme OPM-2 eGFP et RPMI-8226 lignées eGFP pour des expériences (article 2 et 3).

2. 3D-Multiple Myeloma Modèle Spheroid

  1. Solution-I de type Chill collagène et 10 x DMEM on glace.
  2. Mélanger 1/10 volume de 10 x milieu DMEM en matrice de collagène; ajouter du NaOH (0,2 N) pour neutraliser la solution acide de collagène à une valeur de pH de 7,4; magasin collagène / solution à moyen sur la glace.
  3. Mélanger les lignées cellulaires transgéniques de MM (OPM-2 eGFP ou RPMI-8226 eGFP; 250,000 par sphéroïde) avec des cellules mésenchymateuses humaines (50 000 cellules / sphéroïde, c.-à-goutte 30 ul).
  4. Mélange de cellules Centrifugeuse à tubes de 15 ml (1000 xg, 5 min), ajouter le mélange préparé à froid de collagène (1 ml) au culot cellulaire et bien mélanger (avec 1.000 pointe de pi).
  5. La pipette juste 30 pi du mélange collagène / cellule (avec 100 pointe pi) dans une plaque à 24 puits sur un film de paraffine stérile et laisser reposer le mélange cellules / collagène de polymériser pendant 30 min à 37 ° C (voir la figure 1A).
  6. Sphéroïdes de MM superposition avec un milieu de culture 1 ml contenant 1, 10 et 100 nM bortézomib (voir la figure 1B).
  7. Après 72 h d'incubation à 37 ° C, par le document sphéroïdesfluorescence stéréomicroscopie (voir figure 1C).
  8. Transférer chaque sphéroïde par l'utilisation de forceps avec de larges mâchoires plates dans un tube de réaction pour la mesure de la GFP (voir figure 1D).

3. 3D myélome multiple modèle de xénogreffe de la CAM

  1. Incuber des œufs de poule dans un incubateur spécial pour les œufs aviaires à 37 ° C et 70% d'humidité pendant trois jours.
  2. Par la suite, les œufs ouvertes et d'embryons de transfert à stérilisés avec des bateaux éthanol, carrée, de 10 cm en plastique pesant avec la culture cellulaire couvercle de la plaque et incuber "ex ovo" pour plus de six jours de sorte que le CAM est capable de développer (voir la figure 2A).
  3. Solution-I de type collagène et de refroidissement 10 x DMEM sur de la glace, mélanger 1/10 volume de 10 x dans du milieu DMEM matrice de collagène, Ajouter NaOH (0,2 N) pour neutraliser la solution acide de collagène à une valeur de pH de 7,4; magasin collagène / solution à moyen sur la glace.
  4. Mélanger les lignées cellulaires de MM transgénique (OPM-2 ou eGFPRPMI-8226 eGFP; 250.000 par sphéroïde) avec des cellules mésenchymateuses humaines (50.000 cellules / sphéroïde).
  5. Centrifuger les cellules à tubes de 15 ml (1 000 xg, 5 min; pour chaque composé de 1 flacon de test), ajouter 1 ml mélange de collagène préparé à froid avec la drogue (à une concentration de travail désirée) au culot cellulaire et bien mélanger (avec 1.000 pointe de pi).
  6. Placez collagène diminue (30 pi chacun) sur parafilm dans un 6 bien pate pendant 30 min pour permettre la polymérisation de la matrice extracellulaire à 37 ° C.
  7. Transfert "onplants" de l'étape 3.6 avec l'utilisation de forceps à la surface non traitée de la CAM (2 cm de distance de l'embryon) de 9 jours embryons de poulet (4 onplants pour chaque embryon de poulet, voir la figure 2B)
  8. Après 5 jours de croissance in vivo dans un incubateur à 37 ° C et 70% d'humidité, des xénogreffes de documents par fluorescence stéréomicroscopie (voir la figure 2C). Euthanasier des embryons de poulet par hypothermie à 4 ° C dans le réfrigérateur pendant 5h.
  9. Retirer xénogreffes avec tissu CAM sous-jacent par un ciseaux et des pinces ophtalmique avec de larges mâchoires plates. Utilisez-les pour la mesure de la GFP (article 4, voir figure 2D) ou pour l'analyse immunohistochimique des vaisseaux sanguins et / ou des cellules tumorales envahissantes (section 5).

4. Quantification de la protéine eGFP par ELISA

  1. Transférer chaque sphéroïde MM ou xénogreffe excisé dans 0,5 ml de tampon RIPA contenant 200 ug / ml des inhibiteurs de protéase.
  2. Homogénéiser sphéroïde / xénogreffe avec un homogénéiseur de tissu sur la glace.
  3. Effectuer trois congélation / décongélation-cycles dans l'azote liquide et 37 ° C bain d'eau.
  4. Centrifugeuse homogénat à 4 ° C pendant 20 min (12 000 g) et les surnageants de magasin.
  5. Diluer les échantillons 1:20 dans du tampon d'essai (200 ul) de la trousse ELISA. Mesurer GFP-niveaux par un ELISA Kit commercial GFP en utilisant des anticorps anti-GFP biotinylés, selon le protocole du fabricant.

5. Immunohistochemical Analyse des vaisseaux sanguins et des cellules tumorales envahissantes

  1. Fixer xénogreffes excisés avec zone de CAM dans 4% de paraformaldehyde O / N à 4 ° C.
  2. Passer xénogreffes fixes dans des cassettes d'enrobage et de les transférer dans une station d'enrobage de tissu avec un gradient croissant série d'alcool (50%, 70%, 80%, 95% d'éthanol, xylène et la paraffine; chaque étape 60 min).
  3. Section xénogreffes (5 um) par l'utilisation d'un microtome rotatif paillasse. Cuire sections de paraffine sur des lames de verre O / N à 56 ° C.
  4. Déparaffiner sections par une série décroissante de l'alcool graduée à l'eau bidistillée (xylène, 95%, 80%, 70%, 50% d'éthanol, de l'eau bidistillée; chaque étape 10 min).
  5. Effectuer la récupération de l'antigène dans un bain d'eau (95 ° C, 20 min) avec une solution d'extraction d'antigène (tampon citrate, pH 7,0, volume de 100 ul).
  6. Bloquer l'activité de la peroxydase endogène avec 100 ul de 3% de H 2 O 2 / méthanol pendant 30 minutes.
  7. sections de blocs dans PBS contenant10% de sérum de veau foetal pendant 45 minutes (volume 100 pi).
  8. Teinture pendant 1 heure avec 100 pi d'anticorps primaire (1 pg / ml) dilué dans du PBS contenant 1% de sérum de veau foetal à température ambiante.
  9. Après lavage trois fois dans du PBS, incuber pendant 1 h avec un anticorps secondaire biotinylé (0,1 pg / ml) dans du PBS contenant 1% de sérum de veau foetal à température ambiante.
  10. Après lavage trois fois dans du PBS effectuer réaction colorée par la solution d'avidine / (DAB) complexe biotine-substrat (ABC) et la diaminobenzidine selon les instructions du fabricant.
  11. 5.11. Arrêter la réaction en transférant les sections de l'eau bidistillée, contre-coloration à l'hématoxyline et à monter des sections avec un milieu de montage synthétique.

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Résultats

L'analyse in vitro des composés cibles en 3D myélome multiple dosages de sphéroïdes

En raison de la limitation de la culture de cellules primaires de MM humaines in vitro, nous avons établi les nouveaux modèles de culture in vitro en 3D pour les lignées cellulaires MM humaines faisant usage d'une matrice de croissance extracellulaire et les cellules de soutien mésenchymateuses humaines primaires de la moelle osseuse (Figure 1A, B).<...

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Discussion

Le développement de nouveaux agents thérapeutiques pour MM réfractaire nécessite moins de temps et coûteux systèmes in vivo pour évaluer la sensibilité des cellules MM humains aux médicaments. Jusqu'à présent, seulement peu de systèmes in vivo sont disponibles pour l'évaluation préclinique de nouveaux traitements anti-myélome. Tous ont leurs limites pour le criblage à grande échelle de bibliothèques de composés 29.

Les meilleurs modèles actuels pour les cellules de MM humains sont très im...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ont aucun intérêt financier concurrentes

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Mme Cornelia Heis pour son excellente assistance technique en immunohistochimie et en préparation d’embryons de poulet. Ce travail a été soutenu par le Fonds autrichien pour la science (subvention FWF n° P19552) et l’Union européenne (projet EU FP7 Optatio n° : 278570).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cellules RPMI-8226DSMZACC 9
Cellules OPM-2DSMZACC 50STR
Cellules souches mésenchymateuses humaines  ;Cellules PromoCellPC-C-12974
HEK293FT cellules  ;InvitrogenR700-07
RPMI1640 MediumSigma AldrichR0883
Sérum de veau fœtal. HyCloneThermoScientificSH30070.03
L-Glut- Pen- Solution streptocoqueSigmaG6784
DMEMMedium Gibco31966
NEAASigma Life SciencesM7145
Transfection Medium/Opti-MEM  ;Gibco51985
eGFP particules lentiviralesGeneCopoeiaLPP-EGFP-LV105Particules virales prêtes à l’emploi
pLenti6/V5Dest6 vecteur eGFPInvitrogenPN 35-1271des auteurs
ViralpowerTM packaging mix  ;InvitrogenP/N 35-1275
Réactif de transfection/ Lipofectamin 2000Invitrogen11668-027
BlasticidineInvitrogenR210-01
NeomycinBiochromA2912
Type de collagène1  ; Rat TailBD Biosciences354236
poudre DMEMLife TechnologiesArt.Nr. 10338582
plitidepsinPharmamar
bortezomibLKT Lab., Inc.B5871
SPF-oeufs de poule blancsCharles RiverFertilisé  ; blanc Leghorn  ; oeufs de poule
Bateaux de pesée en plastiqueneoLabArt.Nr. 1-1125pour la culture ex-ovo
Carré de pétride (couvercles)SimportD210-16pour la culture ex-ovo
Tampon RIPA (10x)Signalisation cellulaire#9806
Protéase Comprimés inhibiteursRoche11 836 170 001
complet sans
EDTA ELISACell Biolabs, Inc.AKR-121
Histocette IISimportM493-6
PFA  ; 37 %Roth7398.1
DPBSLonzaBE17-512F
Éthanol absolutNormapur20,821,321
Roti-HistolRothArt.Nr.6640.4
ParaplastSigmaA6330
Lames de microscope SuperFrostR. Langenbrinck  ;N° d’article
Labor- u. Medizintechnik03-0060
DakoCytomation Wash Buffer 10xDakoCytomationCode-Nr.
S 3006
Solution de récupération cible (10x)  ; pH 6,1DAKOCode-nr.
S 1699
H2O2Merck
m-a-hu ASMA clone 1A4DAKOM0851
m-a-hu CD138 clone MI15DAKOM7228
m-a-hu Vimentin clone V9DAKOM0725
m-a-hu Desmin clone D33DAKO  ; M0760
m-a-hu Ki67  ; clone MIB-1  ;   ;DAKO  ; M7240
chèvre biotinylée - anti-souris IgGVector Laboratories Inc.BA-9200
Vectastain Elite ABC KitVector Laboratories Inc.# PK-6100
Ensemble de tablettes FAST DAB.Sigma Biochemicals# D4293
Mayer' s haemalaunsolution Merck1,092,490,500
Roti HistokittRothArt.Nr.6638.2
Microtome rotatif de paillasseThermo Electron, Shandon Finesse ME+
Station d’enrobage de tissusLeica, TP1020
Incubateur d’œufsGrumbach  ;BSS160
Microscope à fluorescence stéréo équipé d’un appareil photo numérique (Olympus E410) et d’une lumière froide flexible.Olympus, SZX10
Ultra Turrax  ;HomogénéisateurIKA T10
profilées Mini GFP

Références

  1. Kuehl, W. M., Bergsagel, P. L. Multiple myeloma: evolving genetic events and host interactions. Nat.Rev.Cancer. 2 (3), 175-187 (2002).
  2. Kumar, S. K., Gertz, M. A. Risk adapted therapy for multiple myeloma: back to basics. Leuk.Lymphoma. , (2014).
  3. Prideaux, S. M., Conway, O. E., Chevassut, T. J. The genetic architecture of multiple myeloma. Adv.Hematol. 2014, 864058(2014).
  4. Chauhan, D., et al. A novel orally active proteasome inhibitor ONX 0912 triggers in vitro and in vivo cytotoxicity in multiple myeloma. Blood. 116 (23), 4906-4915 (2010).
  5. Kuehl, W. M. Mouse models can predict cancer therapy. Blood. 120 (2), 238-240 (2012).
  6. Nefedova, Y., Gabrilovich, D. Mechanisms and clinical prospects of Notch inhibitors in the therapy of hematological malignancies. Drug Resist.Updat. 11 (6), 210-218 (2008).
  7. Yaccoby, S., Barlogie, B., Epstein, J. Primary myeloma cells growing in SCID-hu mice: a model for studying the biology and treatment of myeloma and its manifestations. Blood. 92 (8), 2908-2913 (1998).
  8. Dazzi, F., et al. Normal and chronic phase CML hematopoietic cells repopulate NOD/SCID bone marrow with different kinetics and cell lineage representation. Hematol.J. 1 (5), 307-315 (2000).
  9. Lock, R. B., et al. The nonobese diabetic/severe combined immunodeficient (NOD/SCID) mouse model of childhood acute lymphoblastic leukemia reveals intrinsic differences in biologic characteristics at diagnosis and relapse. Blood. 99 (11), 4100-4108 (2002).
  10. Feuring-Buske, M., et al. Improved engraftment of human acute myeloid leukemia progenitor cells in beta 2-microglobulin-deficient NOD/SCID mice and in NOD/SCID mice transgenic for human growth factors. Leukemia. 17 (4), 760-763 (2003).
  11. Pearce, D. J., et al. AML engraftment in the NOD/SCID assay reflects the outcome of AML: implications for our understanding of the heterogeneity of AML. Blood. 107 (3), 1166-1173 (2006).
  12. Li, M., et al. Combined inhibition of Notch signaling and Bcl-2/Bcl-xL results in synergistic antimyeloma effect. Mol.Cancer Ther. 9 (12), 3200-3209 (2010).
  13. Tassone, P., et al. A clinically relevant SCID-hu in vivo model of human multiple myeloma. Blood. 106 (2), 713-716 (2005).
  14. Ranga, A., Gjorevski, N., Lutolf, M. P. Drug discovery through stem cell-based organoid models. Adv.Drug Deliv.Rev. 69-70, 19-28 (2014).
  15. Pereira, R. F., Barrias, C. C., Granja, P. L., Bartolo, P. J. Advanced biofabrication strategies for skin regeneration and repair. Nanomedicine.(Lond). 8 (4), 603-621 (2013).
  16. Fischbach, C., et al. Engineering tumors with 3D scaffolds). Nat.Methods. 4 (10), 855-860 (2007).
  17. Boulland, J. L., Halasi, G., Kasumacic, N., Glover, J. C. Xenotransplantation of human stem cells into the chicken embryo. J.Vis.Exp. (41), (2010).
  18. Deryugina, E. I., Quigley, J. P. Chapter 2. Chick embryo chorioallantoic membrane models to quantify angiogenesis induced by inflammatory and tumor cells or purified effector molecules. Methods Enzymol. 444, 21-41 (2008).
  19. Deryugina, E. I., Quigley, J. P. Chick embryo chorioallantoic membrane model systems to study and visualize human tumor cell metastasis. Histochem.Cell Biol. 130 (6), 1119-1130 (2008).
  20. Kern, J., et al. GRP-78 secreted by tumor cells blocks the antiangiogenic activity of bortezomib. Blood. 114 (18), 3960-3967 (2009).
  21. Ribatti, D., Nico, B., Vacca, A., Presta, M. The gelatin sponge-chorioallantoic membrane assay. Nat.Protoc. 1 (1), 85-91 (2006).
  22. Ribatti, D. The chick embryo chorioallantoic membrane as a model for tumor biology. Exp.Cell Res. , (2014).
  23. Dohle, D. S., et al. Chick ex ovo culture and ex ovo CAM assay: how it really works. J.Vis.Exp. (33), (2009).
  24. Kobayashi, T., et al. A chick embryo model for metastatic human prostate cancer. Eur.Urol. 34 (2), 154-160 (1998).
  25. Koop, S., et al. Fate of melanoma cells entering the microcirculation: over 80% survive and extravasate. Cancer Res. 55 (12), 2520-2523 (1995).
  26. Martowicz, A., Spizzo, G., Gastl, G., Untergasser, G. Phenotype-dependent effects of EpCAM expression on growth and invasion of human breast cancer cell lines. BMC.Cancer. 12, 501(2012).
  27. Martowicz, A., et al. EpCAM overexpression prolongs proliferative capacity of primary human breast epithelial cells and supports hyperplastic growth. Mol.Cancer. 12, 56(2013).
  28. Geraerts, M., Willems, S., Baekelandt, V., Debyser, Z., Gijsbers, R. Comparison of lentiviral vector titration methods. 6, 34(2006).
  29. Farnoushi, Y., et al. Rapid in vivo testing of drug response in multiple myeloma made possible by xenograft to turkey embryos. Br.J.Cancer. 105 (11), 1708-1718 (2011).
  30. Wunderlich, M., Krejci, O., Wei, J., Mulloy, J. C. Human CD34+ cells expressing the inv(16) fusion protein exhibit a myelomonocytic phenotype with greatly enhanced proliferative ability. Blood. 108 (5), 1690-1697 (2006).
  31. Hideshima, T., Mitsiades, C., Tonon, G., Richardson, P. G., Anderson, K. C. Understanding multiple myeloma pathogenesis in the bone marrow to identify new therapeutic targets. Nat.Rev.Cancer. 7 (8), 585-598 (2007).
  32. Parikh, M. R., Belch, A. R., Pilarski, L. M., Kirshner, J. A three-dimensional tissue culture model to study primary human bone marrow and its malignancies. J.Vis.Exp. (85), (2014).
  33. Schuler, J., Ewerth, D., Waldschmidt, J., Wasch, R., Engelhardt, M. Preclinical models of multiple myeloma: a critical appraisal. Expert.Opin.Biol.Ther. 13, Suppl 1. S111-S123 (2013).
  34. Kirshner, J., et al. A unique three-dimensional model for evaluating the impact of therapy on multiple myeloma. Blood. 112 (7), 2935-2945 (2008).
  35. Jilani, S. M., et al. Selective binding of lectins to embryonic chicken vasculature. J.Histochem.Cytochem. 51 (5), 597-604 (2003).

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