Production, la caractérisation et utilisations potentielles d'un humain de l'oesophage muqueux modèle 3D de l'ingénierie tissulaire

Summary

Ce manuscrit décrit la production, la caractérisation et les utilisations potentielles d'une ingénierie tissulaire de construction de l'œsophage 3D préparé à partir de fibroblastes humains primaires normale de l'œsophage et les cellules épithéliales squameuses ensemencées dans un échafaudage porcine de-cellularisée. Les résultats mettent en évidence la formation d'un épithélium stratifié mûr similaire à l'oesophage humain normal.

Abstract

L'incidence à la fois de l'adénocarcinome oesophagien et son précurseur, métaplasie de Barrett, augmentent rapidement dans le monde occidental. En outre adénocarcinome oesophagien a généralement un mauvais pronostic, avec peu d'amélioration dans les taux de survie au cours des dernières années. Ces conditions sont difficiles à étudier et il ya eu un manque de plates-formes expérimentales appropriées pour enquêter sur les troubles de la muqueuse œsophagienne.

Un modèle de la muqueuse de l'oesophage humain a été développé dans le laboratoire MacNeil qui, à la différence des systèmes de culture de cellules 2D conventionnelles, récapitule les interactions cellule-cellule et cellule-matrice présents in vivo et produit un mature, épithélium stratifié semblable à celui de l'être humain normal œsophage. En résumé, le modèle utilise des cellules non transformées normales de fibroblastes primaires humains de l'œsophage et epitheliales cultivées dans un échafaud oesophagien acellulaire dérivée de porc. La caractérisation immunohistochimique de ce modèlepar CK4, CK14, Ki67 et involucrine coloration montre récapitulation approprié de l'histologie de la muqueuse de l'œsophage humain normal.

Ce modèle fournit un robuste modèle expérimental, biologiquement pertinente de la muqueuse œsophagienne humaine. Il peut facilement être manipulée pour enquêter sur un certain nombre de questions de recherche, y compris l'efficacité des agents pharmacologiques et l'impact de l'exposition à des facteurs environnementaux tels que l'alcool, les toxines, à haute température ou des composants de produit de reflux gastro-oesophagien. Le modèle facilite également les périodes de culture prolongées pas réalisables avec la culture cellulaire classique en 2D, permettant, entre autres, l'étude de l'impact de l'exposition répétée d'un épithélium mature pour l'agent d'intérêt pour un maximum de 20 jours. En outre, une variété de lignées cellulaires, telles que celles dérivées de tumeurs de l'oesophage ou métaplasie de Barrett, peut être incorporé dans le modèle pour étudier des processus tels que l'invasion tumorale et le médicament responsiveness dans un environnement plus biologiquement pertinente.

Introduction

La muqueuse de l'œsophage comprend, un épithélium malpighien-dessus d'une couche de tissu conjonctif, la lamina propria, et est l'un des premiers sites à rencontrer facteurs de stress environnementaux ingérés. L'exposition à des toxines alimentaires est impliqué dans le développement du carcinome épidermoïde de l'oesophage, tandis que duodenogastro-oesophagien reflux est un facteur critique dans la pathogenèse de la métaplasie de Barrett, qui est associé à un risque accru de progression de l'adénocarcinome de l'oesophage. Cancer de l'œsophage sont la 8 ^ème tumeur maligne la plus fréquente chez les hommes au Royaume-Uni et l'adénocarcinome oesophagien augmente rapidement dans le monde occidental ^1. En outre, il ya eu peu d'amélioration dans le pronostic de la maladie, avec un taux de survie globale à 5 ans de l'ordre de 15%. Par conséquent, il existe un besoin pour des plates-formes expérimentales pour étudier l'impact de l'exposition aux facteurs de stress environnementaux sur cette épithélium oesophagien et leur implication potentielle dans le développement de la métaplasie ou néoplasie.

Bien que des lignées cellulaires immortalisées ou tumorales permettent aux chercheurs d'étudier la réponse des cellules épithéliales à ces facteurs de stress in vitro, ils restent proliferative et ne parviennent pas à se différencier en cellules épithéliales matures présents sur les couches supérieures de la muqueuse de l'oesophage. En outre, les lignées cellulaires qui ont déjà subi la tumorigenèse peuvent fournir que des informations limitées concernant les réponses initiales de cellules normales dans l'épithélium à des facteurs environnementaux; et ceci est l'étape où le potentiel pour une intervention thérapeutique peut être plus élevé. Enfin, les systèmes de culture cellulaire classiques ne parviennent pas à saisir les interactions potentiellement importantes entre les cellules epitheliales et mésenchymateuses et entre ces cellules et la matrice environnante qui se produisent dans les tissus in vivo.

Des modèles animaux fournissent un micro-environnement plus réaliste pour l'étude des réponses des epitheli oesophagienum et peut incorporer l'induction artificielle de reflux gastro-oesophagien maladie ^2. Toutefois, il peut être plus difficile à manipuler les facteurs de stress environnementaux dans ces modèles et ils ne peuvent pas représenter pleinement la réponse dans l'œsophage humain.

D'autres modèles expérimentaux œsophagienne humains ont été développés qui utilisent des cellules primaires, des cellules immortalisées ou des lignées de cellules tumorales sur un collagène, le collagène ou combiné / Matrigel, échafaud contenant des fibroblastes ^3,4. Il est moins de travail pour générer ces échafaudages que l'échafaud de l'œsophage acellulaire décrit dans ce manuscrit, et ces modèles organotypiques fournir un outil utile, en particulier dans l'étude de l'invasion tumorale ^5,6, où l'infiltration des cellules tumorales dans le gel du collagène peut être facilement observée. Toutefois, ces gels de collagène ont des propriétés mécaniques non-indigènes et manquent certaines caractéristiques du tissu d'origine, y compris une membrane basale spécifique et le appropriate topographie de la surface. Cela peut influencer le comportement des cellules résultant, par exemple, l'adhésion plus pauvres entre l'épithélium et échafaudage lors de l'utilisation d'un échafaudage de collagène gel ^7. En conséquence, l'échafaudage de l'œsophage porcine acellulaire a été développé, avec l'avantage d'être un échafaudage biologiquement plus réaliste et donc plus appropriée pour une utilisation comme une plate-forme expérimentale. Il a également été montré qu'il est préférable d'incorporer des cellules primaires dans les produits d'assemblage de l'œsophage que des lignées cellulaires immortalisées épithéliales de l'œsophage, tels que Het-1A, étant donné que ces cellules forment un épithélium multicouches mais ne parviennent pas à stratifier ou ^4,7,8 différencier .

Par conséquent, ce protocole a été adapté à partir d'une méthode déjà utilisée dans le laboratoire pour la fabrication de tissus MacNeil peau ingénierie et la muqueuse buccale ^9,10 et intègre un échafaudage oesophagien porcine de-cellularisée combinée avec des cellules humaines oesophagiennes épithéliales et les fibroblastes primaires. This protocole produit, un épithélium stratifié mature, similaire à celle de l'oesophage humain normal comme démontré par CK4, CK14, Ki67 et involucrine coloration. Le modèle qui en résulte fournit une plate-forme expérimentale pour étudier les réponses aux facteurs de stress environnementaux, et a été utilisé efficacement pour étudier les changements dans l'expression des gènes dans l'épithélium de l'œsophage en réponse à reflué composants ^11.

Protocol

Cellules de l'œsophage de l'homme sont obtenus chez des patients subissant une chirurgie gastrique ou oesophagien. Le consentement éclairé est obtenu pour le tissu à être utilisé à des fins de recherche, et le tissu utilisé de manière anonyme sous les approbations éthiques appropriées (SSREC 165/03, la banque de tissus humains à la recherche de licence 12179).

1. Isolement des cellules épithéliales humaines de l'oesophage

1. Travailler dans un écoulement laminaire hotte de culture tissulaire et en utilisant une technique stérile, préparer le milieu de culture épithéliale en mélangeant le milieu de Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) et le F12 de Ham dans un rapport 3: 1 (v: v). Ajouter 10% (v / v) de SVF, 10 ng / ml de facteur de croissance épidermique, 0,4 ug / ml d'hydrocortisone, 1,8 x 10 ^-4 M d'adénine, 5 ug / ml d'insuline, 5 pg / ml de transferrine, 2 x 10 ^-7 M triiodothyronine, 1 x 10 ^-10 M toxine cholérique, 2 x 10 ^-3 M glutamine, 100 UI / ml de pénicilline, 100 ug / ml de streptomycine, et 0,625 pg / ml d'amphotéricine B.
2. En utilisant la normetechniques stériles, mis 11 ml de DMEM, FCS à 10%, 2 x 10 ^-3 M de L-glutamine, 100 UI / ml de pénicilline, 100 ug / ml de streptomycine, et 0,625 pg / ml d'amphotéricine B dans un ballon de culture de tissu T75. Ajouter 1 x 10 ⁶ irradiées de façon létale fibroblastes 3T3 de souris ¹² dans 1 ml du même milieu et on incube pendant une nuit à 37 ° C dans un CO _2, atmosphère humidifiée à 5%. Ceci va produire une couche nourricière pour la culture ultérieure des cellules épithéliales.
3. Avec un scalpel et en suivant les recommandations d'un pathologiste, disséquer une participation d'environ 2 cm ² échantillon de tissu de la région de fond sans maladie de la muqueuse de l'œsophage épidermoïde obtenu à partir de patients subissant une chirurgie gastrique ou oesophagien. Le transport au laboratoire dans un récipient de 50 ml de milieu de transport stérile (PBS 100 UI / ml de pénicilline, 100 ug / ml de streptomycine et de 0,625 pg / ml d'amphotéricine B) à la température ambiante.
4. À ce stade, stocker le tissu dans le transportmoyen pour un maximum de 12 heures (une nuit) à 4 ° C, pour plus de commodité; toutefois, ne pas utiliser des périodes de stockage plus longues tels qu'ils résultent de la viabilité cellulaire réduite.
5. Travailler dans un écoulement laminaire hotte de culture tissulaire et en utilisant une technique stérile, stériliser une lame de scalpel par trempage dans l'éthanol à 70% pendant 5 min. Rincer dans du PBS stérile.
6. Placez le tissu dans une boîte de Pétri stérile et utilisez le scalpel pour couper en bandes de 0,5 cm. Ajouter 5 ml de 0,1% (p / v) de trypsine dans du PBS à la boîte de Petri, placer le couvercle sur la boîte et incuber pendant 1 heure à 37 ° C.
7. Ajouter 5 ml de FCS au tissu dans la boîte de Pétri pour inhiber la trypsine. Maintien de la bande de tissu avec des pinces stériles, grattez délicatement la surface épithéliale avec la lame de bistouri pendant 1-2 min par bande pour enlever les cellules épithéliales dans le milieu environnant. Retirer le tissu gratté et mettre de côté. Répétez le processus pour toutes les bandes de tissu.
8. Recueillir le milieu contenant les cellules épithéliales isolées dans un tube de centrifugeuse de 15 mlet centrifugation (5 min, 200 x g). Verser le surnageant et remettre en suspension le culot dans 12 ml de milieu épithéliale (décrit à l'étape 1.1).
9. Décanter et éliminer le milieu de la couche de cellules nourricières dans le flacon T75 préparé à l'étape 1.2. Utiliser une pipette stérile à ajouter la suspension de cellules contenant les cellules épithéliales fraîchement isolés dans le ballon et incuber à 37 ° C dans un 5% de CO _2, atmosphère humidifiée.
10. Après 24 h verser et jeter le milieu de culture, qui contiendra également les débris cellulaires, et les remplacer par 12 ml de milieu épithéliale frais. Continuer l'incubation à 37 ° C dans un CO _2, atmosphère humidifiée à 5%. Colonies vont commencer à apparaître au cours du prochain de 24 à 48 h et peuvent être consultés en plaçant le ballon de culture sous un microscope optique standard. Décanter le milieu de culture usé et le remplacer par un volume égal de milieu frais tous les 2 à 3 jours.
11. Une fois que le ballon a atteint 80% de confluence, les cellules ¹³ passage. Diviser le caunes dans un rapport de 1: 5 pour augmenter le nombre de cellules à utiliser dans le modèle. Suivez l'étape 1.2 d'établir des couches nourricières de cellules 3T3 irradiés dans chaque flacon qui recevra cellules épithéliales 24 heures avant repiquage des cellules.
    Remarque: Utilisez les cellules épithéliales dans le modèle de l'œsophage décrit ci-dessous entre les passages 1 et 4 seulement.

2. Isolement de l'oesophage fibroblastes humains

1. Travailler dans une hotte à flux laminaire et en utilisant une technique stérile, prélever le tissu mis de côté à l'étape 1.7. Placez-les dans une boîte de Pétri stérile et émincer finement en coupant avec une lame de scalpel stérile. Ajouter 10 ml de 0,5% (p / v) collagénase Une solution et placez le couvercle sur la boîte de Pétri et incuber à 37 ° C pendant la nuit dans un CO _2, l'atmosphère 5% humidifié.
2. Transférer le condensé d'un tube et centrifuger (10 min, 200 xg) 15 ml centrifugeuse, versez délicatement et jeter le surnageant et remettre le culot dans 10 ml de milieu de culture des fibroblastes (DMEM 10% FCS, 2 x 10 ^-3 M de L-glutamine, 100 UI / ml de pénicilline, 100 ug / ml de streptomycine, et 0,625 pg / ml d'amphotéricine B).
3. Placer la suspension dans un flacon T75 et incuber à 37 ° C dans un CO _2, atmosphère humidifiée à 5%. Après 24 h verser le milieu, qui contiendra les débris et les remplacer par 12 ml de milieu de fibroblastes frais. Remplacer le milieu de culture tous les 2 à 3 jours et les cellules de passage une fois qu'ils ont atteint 80% de confluence ^13, le fractionnement des cellules dans un rapport de 1: 5 à augmenter le nombre de cellules.
   Remarque: Les cellules de fibroblastes dans le modèle décrit ci-dessous entre les passages 4 et 10 seulement.

3. Préparation de l'oesophage Échafaudages De-cellularisé

1. Obtenir intacte porcine oesophages dans un abattoir de porcs Landrace fraîchement abattus qui sont utilisés pour la production alimentaire. Un oesophage unique fournira échafaudages suffisantes pour environ 30 constructions séparées.
   Remarque: En raison de la co vaste et le tempsnsuming protocole de stérilisation requis, il est normalement une valeur de l'obtention et du traitement d'un minimum de 10 œsophage à la fois.
2. Placer immédiatement l'œsophage fraîchement excisées dans un pot stérile de 180 ml contenant environ 150 ml de solution de povidone-iode à 10% pendant 5 min à réduire toute charge microbienne contaminante. Transfert de l'oesophage à un deuxième pot contenant environ 100 ml de PBS stérile contenant 200 UI / ml de pénicilline, 200 ug / ml de streptomycine et 1,25 pg / ml d'amphotéricine B.
   1. Remettre le couvercle sur le conteneur et transporter l'œsophage au laboratoire à la température ambiante. Deux ou trois œsophage peuvent être transportées dans chaque conteneur, en fonction de leur taille.
3. Une fois au laboratoire, traiter le tissu dans une hotte à flux laminaire en utilisant une technique aseptique pour minimiser la contamination microbienne. Stériliser pince à épiler, ciseaux et lames de scalpel par trempage pendant 5 min dans 70% d'éthanol et de rinçage dans du PBS stérile.
4. Manipulez les esophagus l'aide de pinces stériles. En utilisant les ciseaux, couper l'œsophage ouvert longitudinalement. Rincez le tissu en plaçant l'œsophage dans un pot stérile de 180 ml contenant environ 100 ml de PBS stérile et secouant doucement pour enlever les débris.
5. Nettoyer une planche de dissection de liège par pulvérisation généreusement avec 70% d'éthanol et laisser sécher.
6. Retirer l'œsophage de la PBS, et l'utilisation d'aiguilles stériles, épingler sur l'oesophage sur la carte, la muqueuse supérieure de surface. Saisissez la surface de la muqueuse à une extrémité de l'oesophage avec pinces stériles et se détache de la carte. Cela séparer la muqueuse de la sous-muqueuse sous-jacente.
   1. Ensuite, utilisez une lame de scalpel stérile à disséquer l'œsophage longitudinalement le long de la lamina propria, enlever broches comme la dissection progresse pour permettre la muqueuse d'être soulevé loin.
7. Conserver la muqueuse disséqué et jetez la sous-muqueuse sous-jacente.
8. Couper et jeter les plus proximales et distales 2 cm de til muqueuse comme il ya un plus grand nombre de glandes sous-muqueuses et une lamina propria plus épais dans ces domaines, respectivement ^7.
9. Utiliser un scalpel pour couper le tissu restant dans 5 cm ^2. Placez tous les tissus de coupe dans un pot stérile de 180 ml contenant environ 150 ml de PBS stérile et agiter doucement afin de rincer le tissu. Si le traitement de plus de cinq oesophages à un moment il peut être nécessaire d'utiliser plusieurs pots pour cette et les trois étapes suivantes.
10. En utilisant des pinces stériles, transférer le tissu coupé dans un pot de 180 ml contenant 150 ml de 1 M stérile de NaCl, 200 UI / ml de pénicilline, 200 ug / ml de streptomycine et 1,25 pg / ml d'amphotéricine B. incuber pendant 72 heures à 37 ° C.
11. Placez le tissu dans un nouveau pot de 180 ml contenant 150 ml de PBS stérile. L'épithélium aura commencé à séparer visiblement du tissu sous-jacent. Retire délicatement l'épithélium détacher de l'oesophage de porc en utilisant des pinces stériles et le jeter.
    1. Placez le restant tquestion dans un 180 ml pot fraîche et ajouter 150 ml de PBS stérile. Agiter doucement pendant 5 min pour se laver. Décanter le PBS et répéter encore deux fois avec PBS frais.
12. Passer tous les tissus dans une bouteille en verre de 500 ml contenant 400 ml stérile de 80% (v / v) de glycerol pendant 24 heures à température ambiante. Transférer dans 400 ml stérile de 90% (v / v) de glycerol pendant encore 24 h.
13. Conserver dans 400 ml de solution de glycerol à 100% stérile à la température ambiante pendant au moins 4 mois à déshydrater et stériliser le tissu tout en préservant l'intégrité de la membrane basale.

4. La production de la Culture, des Médias

1. Préparation du sérum de veau nouveau-né chélaté pour une utilisation dans le milieu de culture.
   1. Versez 100 g de Chelex 100 dans un verre bouteille de 1 L et ajouter de l'eau déminéralisée. Le volume exact est pas critique, mais suffisamment d'eau doit être ajoutée pour couvrir la poudre Chelex. Ajouter un agitateur magnétique et stériliser à l'autoclave (121 ° C pendant15 min).
   2. Laisser la bouteille à refroidir et le Chelex à régler. Dans une hotte à flux laminaire versez l'excès d'eau, ajouter 500 ml de sérum de veau nouveau-né (NCS) et laisser agiter durant la nuit à 4 ° C.
   3. Arrêtez de remuer et laisser le Chelex à régler, ce qui peut prendre jusqu'à 30 minutes. Dans une hotte à flux laminaire décanter le sérum chélaté utilisant une pipette stérile, en prenant soin de ne pas perturber le Chelex, et stocker dans portions de 10 ml à -20 ° C.
2. Préparer trois médias différents dans une hotte à flux laminaire, en commençant par pro-proliférative et se terminant avec des formulations pro-différenciation.
   1. Préparer composite moyen I est constitué de DMEM et F12 de Hams dans un rapport 3: 1 (v: v), 4 x 10 ^-3 M L-glutamine, 0,5 pg / ml hydrocortisone, 1 x 10 ^-4 M O -phosphorylethanolamine, 2 x 10 ^-12 M de triiodothyronine, 1,8 x 10 ^-4 M d'adénine, 1,88 x 10 ^-3 M CaCl _2, 4 x 10 ^-12 M progestérone, 10 ug / ml dans dusulin, 10 pg / ml transferrine, 10 ng / ml de sélénium, 1 x 10 ^-3 M d'éthanolamine et 0,1% (v / v) chélaté NCS.
   2. Préparer composite moyen II Composite moyen I, sauf remplacer le sérum chélaté avec 0,1% (v / v) non-chélaté NCS.
   3. Préparer Composite Moyen III Composite moyen II, sauf progestérone omettre et de l'augmentation du sérum à 2% (v / v) non-chélaté NCS.

5. Production de l'oesophage humain muqueuse Modèle

1. Effectuer tous les travaux dans une hotte à flux laminaire, en utilisant une technique aseptique pour maintenir un environnement stérile. Stériliser l'ensemble des outils par trempage dans de l'éthanol 70% pendant 5 minutes, avant de rincer dans du PBS stérile.
2. La veille, il est nécessaire, à réhydrater l'échafaud oesophagien porcine acellulaire. Une pièce d'échafaudage est nécessaire pour chaque construction à être préparé.
   1. Pour réhydrater le lieu de tissus pièces suffisantes d'échafaudage porcine dans un pot contenant 100 ml de PBS stérile, agiter et laisser tremper pendant 10 min. Decant le PBS et le remplacer par du PBS frais. Répéter le processus de lavage cinq fois pour assurer l'élimination de toutes les traces de glycerol.
3. Testez la stérilité de l'échafaudage en incubant le tissu réhydraté nuit dans 100 ml de DMEM à 37 ° C. Si il n'y a pas de changement de la couleur ou la turbidité du milieu de culture à la fin de la période d'incubation de l'échafaudage est supposé être stérile. Une fois la stérilité a été confirmée, placez le 5 cm ² acellulaire échafaudage dans une plaque à 6 puits, côté sous-muqueuse supérieure.
4. Placez un anneau stérile de qualité médicale en acier inoxydable (diamètre intérieur 10 mm, diamètre extérieur 20 mm) sur le centre de chaque échafaudage et appuyez doucement à l'aide de pinces stériles, afin d'assurer une bonne étanchéité avec le tissu.
5. Récolter les fibroblastes à l'aide de trypsine-EDTA pour produire une ¹³ suspension de cellules. Compter les cellules en utilisant un hémocytomètre ^14. Centrifuger la suspension de cellules (10 min, 200 x g). Remettre en suspension le culot cellulaire dans un appropriée.Boîtete volume du milieu de fibroblastes pour produire un compte final de cellules de 2,5 x 10 ⁶ cellules par ml.
6. Ajouter 0,2 ml de milieu de fibroblastes, contenant 5 x 10 ⁵ fibroblastes humains de l'œsophage, au sein de chaque anneau. Inonder la zone autour de l'extérieur de l'anneau avec environ 2 ml de milieu de fibroblastes. Incuber à 37 ° C dans un CO _2, atmosphère humidifiée à 5%.
7. Après 24 h éliminer le milieu des anneaux et des fibroblastes et d'ajouter au moins 5 ml de milieu de fibroblastes frais pour chaque puits, veiller à ce que l'échafaudage est totalement immergé dans le milieu. Culture pendant 1 semaine à 37 ° C dans un 5% de CO _2, atmosphère humidifiée remplaçant le milieu toutes les 2 à 3 jours.
8. Après 1 semaine enlever les plaques de 6 puits contenant les échafaudages à une hotte d'inondation laminaire, retirez le support et inverser chaque échafaudage à l'aide de pinces stériles, placer plus haut la surface de la muqueuse. Ce point de temps est désigné comme jour 0.
9. Placer les bagues en acier sur la surface de la muqueuse dans le centre dele tissu comme dans l'étape 5.4.
10. Préparer les flacons T75 de cellules epitheliales ¹³ de traitement à la trypsine. Après le lavage PBS et avant l'addition de solution de trypsine-EDTA, ajouter 2 ml de solution stérile à 0,02% (p / v) de solution d'EDTA à chaque flacon. Incuber pendant 2 min à 37 ° C. Appuyez sur le flacon doucement pour détacher sélectivement la couche d'alimentation i3T3 tout en laissant les cellules épithéliales attachés.
    Remarque: Il est généralement pas pratique ou nécessaire au patient correspondent aux cellules épithéliales des fibroblastes déjà intégrées dans le modèle de la semaine précédente.
11. Décanter la solution d'EDTA contenant la couche d'alimentation et ajouter la solution de trypsine-EDTA pour récolter les cellules épithéliales ^13. Compter les cellules en utilisant un hémocytomètre ^14. Centrifuger la suspension de cellules (10 min, 200 x g). Remettre en suspension le culot cellulaire dans un volume approprié d'une moyenne composite afin de produire un compte final de cellules de 5 x 10 ⁶ cellules par ml.
12. Ajouter 0,2 ml de composite moyen I, contenant 1 x 10 ⁶ cellules épithéliales, au sein de l'anneau. Inonder la zone autour de l'extérieur de l'anneau avec environ 2 ml d'Composite moyen I et placer les constructions dans l'incubateur à 37 ° C dans un 5% de CO _2, atmosphère humidifiée.
13. Après 24 heures (Jour 1) supprimer les anneaux et moyen et ajouter au moins 5 ml de frais composite moyen I, assurant que les échafaudages sont entièrement immergés et revenir à l'incubateur. Après encore 24 heures (Jour 2) éliminer le milieu et remplacés par au moins 5 ml de composite moyen II, à nouveau assurer les échafaudages sont entièrement immergés et retournent dans l'incubateur.
14. Au jour 4 Conseil de qualité médicale stérile grilles à mailles en acier inoxydable (2 cm de large x 2 cm de long x 0,5 cm de hauteur), dans des plaques à 6 puits frais, par une construction. Utiliser des pinces stériles pour transférer les produits d'assemblage sur la partie supérieure des grilles en acier, de surface la plus élevée de la muqueuse.
    1. Ajouter suffisamment de composé III moyenne de sorte que le liquide atteigne la face inférieure du composite, mais la surface estexposée à l'air, ce qui assure que l'échantillon est maintenu à une interface air-liquide. Le volume exact de fluide requis variera en fonction de l'épaisseur de l'échafaudage, le volume du puits et la hauteur précise de la grille en acier inoxydable.
15. Maintenir les composites à une interface air-liquide pendant entre 10 et 20 jours (jour 14 au jour 24), en fonction des exigences de l'expérience. Remplacez le composite moyen III avec un milieu frais tous les 2 à 3 jours (lundi, mercredi, le vendredi est un régime conviviale).
    Remarque: Après 5 jours à l'interface air-liquide (Jour 9) les constructions ont un épithélium oesophagien suffisamment mûr pour être utilisés dans des expériences de l'impact des facteurs environnementaux sur l'épithélium de l'œsophage.
16. A la fin de l'expérience, les produits d'assemblage pour fixer l'analyse histologique et la coloration immunohistochimique ^7, ou d'une protéine ¹⁵ de l'extrait ou de l'ARN à partir de l'épithélium ^11,16 pour plus analysest. Si nécessaire, maintenir le milieu de culture conditionné pour l'analyse de molécules de signalisation extracellulaire ^17.

Results

Ce manuscrit décrit le processus requis, indiqué sous forme schématique à la figure 1, à la culture des modèles 3D de l'épithélium oesophagien humaine succès. Pour confirmer la pertinence du modèle en tant que plate-forme histologique expérimental et des études immunohistochimiques ont été réalisées en comparant les tissus cultivés avec muqueuse épidermoïde de l'oesophage humain normal.

Évaluation histologique de l'épithélium produite par le procédé décrit présente une matur...

Discussion

Ce manuscrit décrit la production et la caractérisation d'un modèle de la muqueuse oesophagienne humaine biologiquement pertinente peut être utilisé comme une plate-forme expérimentale pour étudier l'impact de l'exposition aux facteurs de stress environnementaux sur l'épithélium de l'œsophage.

Les étapes les plus critiques pour la production réussie d'un modèle de la muqueuse de l'œsophage humain sont: veiller à ce que la majorité des cellules épithéliales restent...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Trypsine	BD Biosciences	215240	Préparer une solution à 0,1 % p/v dans du PBS et filtrer la stérilisation. Chaud en 37  ; ° ; C bain-marie avant utilisation.
DMEM	Labtech	LM-D1112	Warm en 37  ; ° ; C bain-marie avant utilisation
Ham’s F12	Labtech	LM-H1236	Chaud en 37  ; ° ; C bain-marie avant utilisation
Sérum de veau fœtal	Labtech	FB-1090
Facteur de croissance épidermique	R+D Systems	236-EG-200	Prepare 200 µ ; g/ml de solution mère dans 10 mM d’acide acétique, 1 % FCS
Hydorcortisone	Sigma-Aldrich	H0396	Préparer la solution mère dans le PBS et filtrer stériliser avant utilisation
Adénine	Sigma-Aldrich	A2786	Préparer la solution mère dans le PBS et filtrer stériliser avant utilisation
Insuline	Sigma-Aldrich	I2767	Préparer la solution à 10 mg/ml dans 0,01  ; M HCl, diluer 1:10 dans de l’eau distillée et filtrer stériliser avant utilisation
Transferrine	Sigma-Aldrich	T2036	Préparer la solution mère dans de l’eau distillée et filtrer stériliser avant utilisation
Triiodothyronine	Sigma-Aldrich	T2752	Préparer la solution mère dans de l’eau distillée et filtrer stériliser avant utilisation
Toxine cholérique	Sigma-Aldrich	C8052	Préparer la solution mère dans l’eau
L-Glutamine	Sigma-Aldrich	G7513
Pénicilline-Streptomycine	Sigma-Aldrich	P0781
Amphotéricine B	Gibco	15290-026	Nom de marque Fungizone
PBS	Oxoid	BR0014	Dissoudre 1 comprimé dans 100  ; ml d’eau et d’autoclave pour stériliser
collagénase A	Roche	10103578001
solution de povidone iodée	Ecolab	10830E	Nom de marque Videne
Ethanol	Sigma-Aldrich	E7023
Chelex 100	Sigma-Aldrich	C7901
Sérum de veau nouveau-né	Gibco	26010074
Progestérone	Sigma-Aldrich	P8783	Préparer la solution mère dans le DMEM et le filtre stériliser avant utilisation
Éthanolamine	Sigma-Aldrich	E9508	Préparer la solution mère dans le DMEM et filtrer stériliser avant utilisation
Hydrocortisone	Sigma-Aldrich	H0888	Préparer la solution mère dans le DMEM et filtrer stériliser avant utilisation
utiliserO-phosphoryléthanolamine	Sigma-Aldrich	P0503	Préparer la solution mère dans le DMEM et filtrer la stérilisation avant utilisation
ITS (insuline, transferrine, sélénium)	Lonza	17-838Z	Utilisé pour la préparation des milieux composites
Trypsine-EDTA	Sigma-Aldrich	T3924	Tiède en 37  ; ° ; C bain-marie avant utilisation
EDTA 0,02 % solution	Sigma-Aldrich	E8008	Tiède en 37  ; ° ; C bain-marie avant utilisation
Fiole de culture T75	VWR	734-2313
Tube à centrifuger 50 ml	Fisher	11819650
Tube universel de 15 ml	SLS	SLS7504
pot de 180 ml	VWR	216-2603
Boîte de Pétri	SLS	150350
Plaque 6 puits	VWR	734-2323
anneaux			Fabriqué en interne - acier inoxydable de qualité médicale, diamètre intérieur 10 mm, diamètre extérieur 20 mm
grilles			en interne - les feuilles ont des trous de 0,3 cm de diamètre, pliées pour produire une grille de 2   ; cm (L) x 2 cm (P) x 0,5 cm (H)
ki67	Novocastra	KI67-MM1-L-CE	Clone MM1. Utilisation à 1:100.
CK4	Abcam	ab9004	Clone 6B10. Utilisation à 1:200.
CK14	Novocastra	LL002-L-CE	Clone LL002. Utilisation à 1:200.
Involucrin	novocastra	INV	clone SY5. Utilisation à 1:100.
OE21	Sigma-Aldrich	96062201
OE33	Sigma-Aldrich	96070808
Het-1A	ATCC-LGC	CRL-2692
Souris 3T3 fibroblastes	ATCC-LGC	CRL-1658	précédemment croissance arrêtée par irradiation (60 Gy)