L&#39;utilisation de l&#39;IRM de terrain ultra-haute dans les modèles petit rongeur de la maladie polykystique des reins pour<em&gt; In Vivo</em&gt; Phénotypage and Drug Monitoring

Résumé

L’utilisation de l’IRM à champ ultra-élevé comme moyen non invasif d’obtenir des informations phénotypiques de modèles de rongeurs pour la polykystose rénale et de surveiller les interventions est décrite. Par rapport à l’approche histologique traditionnelle, les images IRM peuvent être acquises in vivo, ce qui permet un suivi longitudinal.

Résumé

Plusieurs études précliniques in vivo sur la polykystose rénale (PKD) utilisent des modèles de rongeurs orthologues pour identifier et étudier les mécanismes génétiques et moléculaires responsables de la maladie, et sont très pratiques pour le dépistage rapide de médicaments et l’essai de thérapies prometteuses. Un facteur limitant dans ces études est souvent le manque de méthodes non invasives efficaces pour analyser séquentiellement les changements anatomiques et fonctionnels dans le rein. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est la technique d’imagerie de référence actuelle pour suivre les patients atteints de polykystose rénale autosomique dominante (ADPKD), offrant un excellent contraste des tissus mous et des détails anatomiques et permettant des mesures du volume total du rein (TKV). L’un des principaux avantages de l’IRM dans les modèles de PKD chez les rongeurs est la possibilité d’obtenir une imagerie in vivo, ce qui permet de réaliser des études longitudinales utilisant le même animal, réduisant ainsi le nombre total d’animaux requis. Dans ce manuscrit, nous nous concentrerons sur l’utilisation de l’IRM à champ ultra-élevé (UHF) pour acquérir de manière non invasive des images in vivo de modèles de rongeurs pour la PKD. L’objectif principal de ce travail est d’introduire l’utilisation de l’IRM comme outil de caractérisation phénotypique in vivo et de surveillance médicamenteuse dans des modèles de rongeurs pour la PKD.

Introduction

Maladie polykystique des reins (PKD) comprend un groupe de maladies monogéniques caractérisées par le développement de kystes rénaux. Parmi eux se trouvent autosomique dominante polykystose rénale (PKD) et maladie polykystique rénale autosomique récessive (ARPKD), qui représentent les types les plus communs ^1,2. ADPKD, la forme la plus fréquente des maladies rénales héréditaires kystique, est originaire par des mutations dans les gènes PKD1 ou PKD2. Elle est caractérisée par d'apparition tardive, de multiples kystes rénaux bilatéraux, accompagné par des kystes extra-rénale différents, ainsi que des anomalies cardiovasculaires et musculaires squelettiques. ARPKD, la plupart des nouveau-nés et qui influencent généralement les jeunes enfants, est causée par des mutations dans PKHD1 et se caractérise par les reins échogènes agrandies et la fibrose hépatique congénitale ^3.

Fait important, la PKD est caractérisé par une hétérogénéité, à la fois au niveau du gène (génique) et mutation (allylique) niveaux, ce qui entraîne p substantiellela variabilité henotypic. Des mutations dans le gène PKD1 sont associés à de graves présentation clinique (nombreux kystes, le diagnostic précoce, l'hypertension et l'hématurie), ainsi que la progression rapide de mettre fin à l'insuffisance rénale (20 ans plus tôt que les patients présentant des mutations PKD2) ^4. Maladie grave du foie polykystique (PLD) et des anomalies vasculaires peuvent être associés à des mutations dans deux PKD1 et PKD2 ^5. La plupart des complications rénales d'PKRAD se pose principalement en raison de l'expansion du kyste ainsi que l'inflammation et la fibrose associée. le développement de kyste commence in utero et se poursuit à travers la durée de vie du patient. Les reins maintiennent généralement leur forme réniforme même si elles pourraient atteindre plus de 20 fois le volume normal du rein. La plupart des patients présente la distribution bilatérale de kystes rénaux, mais dans certains cas inhabituels, le kyste peut se développer dans un modèle unilatéral ou asymétrique.

Un challen majeurege néphrologues suivi des patients atteints ADPKD ou la mise en œuvre des thérapies est l'histoire naturelle de la maladie. Pendant la majeure partie de sa course, la fonction rénale et reste normale au moment où la fonction rénale commence à diminuer, la plupart des reins ont été remplacés par des kystes. Lorsque thérapies sont mises en œuvre à des stades ultérieurs, il est moins susceptible d'être couronnée de succès puisque le patient peut déjà avoir atteint un point de non-retour dans la maladie rénale chronique. En revanche, lorsque les traitements sont mis en marche à un stade précoce, il est difficile d'identifier une réponse basée uniquement sur le taux de filtration glomérulaire. En conséquence, la notion de volume de rein comme un marqueur de la progression de la maladie a attiré l'attention.

Le Consortium pour la radiologie imagerie études de rein Maladie polykystique (CRISP) étude a montré que chez les patients atteints ADPKD l'augmentation des reins et du kyste volumes corrélation directe avec la détérioration de la fonction rénale, en soulignant le potentiel du volume total du rein (TKV) que commeurrogate marqueur de la progression de la maladie ^6,7. Par conséquent, TKV est actuellement utilisé comme critère principal ou secondaire dans plusieurs essais cliniques contre ADPKD ^2,8,9.

Modèles murins multiples, y compris des mutations spontanées et génétiquement ont mis en lumière la pathogenèse de la PKD ^10,11. Modèles Pkd1 ou PKD2 (mutations dans les deux Pkd1 ou PKD2) sont devenus les plus populaires, comme ils imitent parfaitement la maladie humaine. En outre, des modèles de rongeurs avec des mutations dans des gènes autres que le ou les gènes PKD1 PKD2 ont été utilisés comme une plate-forme expérimentale à élucider des voies liées à la maladie de signalisation. En outre, plusieurs de ces modèles ont été utilisés pour tester des thérapies potentielles. Cependant, un facteur limitant dans de nombreuses études sur les rongeurs pour PKD est souvent le manque de méthodes non invasives efficaces pour analyser successivement les changements anatomiques et fonctionnelles dans le rein.

R magnétiqueImagerie esonance (IRM) est la technique d'imagerie standard actuel de l'or de suivre les patients PKRAD, fournissant un excellent contraste des tissus mous et le détail anatomique, et permettant des mesures de TKV. Même si l'IRM est bien établi pour l'imagerie anatomique dans les grandes animaux et les humains, l'imagerie in vivo de petits rongeurs entraîne des défis techniques supplémentaires, où la capacité d'acquérir des images à haute résolution peut limiter son utilité. Avec l'introduction de ultra-haut champ (UHF) IRM (7 à 16,4 T) et le développement de gradients forts, il est maintenant possible d'obtenir plus élevé des rapports signal sur bruit et la résolution spatiale des images d'IRM d'une qualité semblable à celle de diagnostic obtenue chez l'homme. Par conséquent, l'utilisation de l'IRM pour UHF imagerie in vivo de petits modèles de rongeurs pour PKD est devenue un outil puissant pour les chercheurs.

Protocole

Avant de commencer toute procédure avec des animaux vivants, des protocoles expérimentaux doivent être approuvés par le soin des animaux et l'utilisation comité institutionnel (IACUC).

1. Configuration Scanner

1. Avant de commencer, assurez-vous que le chauffe-eau est en position OFF.
2. Sélectionnez la mini gradient d'imagerie et bobine RF 38 mm et mini titulaire d'imagerie.
3. Dans l'alésage central de la titulaire installer l'assemblage de température variable.

2. Préparation des animaux

1. Pour les expériences d'IRM, réaliser une anesthésie optimales en utilisant l'isoflurane vaporisé. Pour l'induction de l'anesthésie, de placer l'animal dans une chambre d'induction doublée avec un tissu absorbant. Ajuster le débitmètre du vaporisateur isoflurane à 2,0 à 2,5 L / min, et l'isoflurane à 3% dans de l'oxygène.
2. Retirez toute étiquette en métal ou tout autre objet métallique à ce stade. Appliquer vétérinaire pommade sur les yeux de l'animal pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie.
3. Une fois que l'animala atteint le plan chirurgical d'anesthésie (perte du réflexe de retrait de pincement de l'orteil), placez l'animal sur un support avec son nez inséré dans un cône de nez. Régler le débit d'air d'anesthésie dans la sonde de 2,0 à 2,5 ml / min et la concentration de 1,5 à 2,0% d'isoflurane dans de l'oxygène. Anesthésie sera livré à travers le cône de nez pendant la procédure. Ajuster périodiquement la concentration d'isoflurane selon l'âge et le poids de l'animal à maintenir un taux de ~ 40 bpm de la respiration.
4. Utilisez les détenteurs d'animaux pour garantir l'animal en place et empêcher tout mouvement pendant l'expérience IRM. Varier le type de support de l'animal en fonction de la région de corps à analyser.
   Remarque: les détenteurs de matières plastiques personnalisées de laboratoire (polypropylène, Téflon, polystyrène, polycarbonate) peuvent être faites pour accueillir expérience spécifique et pour adapter la taille de l'animal (de la souris nouveau-né à 160 g rat).
5. Placez le thermomètre rectal chez l'animal pour surveiller la température du corps de l'animal. Au cours de l'experiment, garder l'animal à 35-37 ° C, en utilisant un courant d'air chaud. Réglez la température de l'air (30-38 ° C) et le débit (1200-2000 L / h) en fonction des remarques de la température du corps de l'animal.
6. Fixez un capteur de pression respiratoire ballon à l'abdomen de l'animal à surveiller le rythme de la respiration.
7. Fixez l'animal au centre de la bobine RF et placer soigneusement la bobine RF avec des animaux en IRM.

3. IRM Experiment

1. Tune et répondant à la bobine RF avant de commencer les expériences afin de minimiser la puissance RF utilisée et de maximiser le rapport signal sur bruit. Pour commencer l'appariement / accord:
   1. Ouvrez l'outil de contrôle du spectromètre en cliquant sur l'icône de l'outil.
   2. Dans l'outil de contrôle du spectromètre cliquez Acquisition → Wobble. Une fenêtre Acq / Reco ouvrira l'affichage de la courbe d'oscillation.
   3. Alternativement ajuster les tuning et correspondants condensateurs (en utilisant le réglage et correspondant à tiges) en petites étapes jusqu'à ce que la puissance RF réfléchieest minimisée. Le but est de voir une courbe avec un minimum à l'axe vertical positionné à zéro sur l'axe horizontal.
   4. Lorsque l'étalonnage de la bobine a été réalisé avec succès, cliquez sur le bouton Stop dans la fenêtre Acq / Reco.
2. Acquérir les images de scouts dans les trois plans orthogonaux pour créer des images axiales, frontal et sagittal. Utilisez une séquence d'image rapide comme intra Porte rapide à faible angle de tir (IG-FLASH) pour acquérir les images de repérage ^12. Utilisez les images de repérage pour définir la géométrie appropriée pour l'imagerie réelle.
3. Selon les objectifs de recherche spécifiques, sélectionnez la séquence et les paramètres d'image appropriée et lancer l'analyse avec un feu de circulation. Ce sera étalonner canal RF, caler l'aimant, régler la fréquence porteuse sur la résonance de l'eau et ajuster le gain du récepteur, le tout automatiquement.
   1. Pour les études anatomiques et pondération T2, d'acquérir dans la tranche multiples mode 2D ou 3D. Pour raccourcir le temps de l'expérience pour une résolution spatiale donnée, garder le terrain-de-vision (FOV) aussi faible que possible, mais assez grand pour éviter les artefacts wrap-around (2,56 à 3,2 cm).
4. Maintenir le cycle de la séquence choisie légèrement plus court que le cycle de respiration de l'animal par un choix approprié du temps de répétition (TR) et / ou le nombre de tranches. Cela garantit que les données sont recueillies pendant la période de calme animaux.
   1. Par exemple, pour les images abdominaux, garder le rythme respiratoire de l'animal à ~ 30 bpm; soit environ 2000 ms par souffle. Utilisez une acquisition rapide Turbo avec Relaxation Enhancement séquence (RARE) et d'acquérir 11-19 coupes coronales, avec TR / TE 1500/9 ms, le facteur 8 et RARE (matrice 256 x 256, FOV 2,56 x 2,56 cm, épaisseur de coupe de 0,75 mm) .
      Remarque: En réglant la TR 1500 ms, et de garder le rythme respiratoire de l'animal ~ 30 bpm (2000 ms par le souffle), nous nous assurons que les données sont recueillies pendant la période de calme animaux.
5. Après tout acquisition d'images a été terminé, placez l'animal numériséele coussin chauffant et surveiller jusqu'à ambulatoire. Après la récupération, le réexpédier vers la cage et surveillé au moins pendant 1 heure avant de retourner à l'animalerie.

Résultats

Dans ce manuscrit, nous cherchons à montrer l'utilité de UHF IRM comme outil pour la caractérisation phénotypique in vivo ou la surveillance de la drogue dans des modèles de rongeurs pour PKD et d'autres maladies du rein. Toutes les expériences ont fait partie de protocoles expérimentaux approuvés par le IACUC.

Dans phénotypage in vivo de petits modèles de rongeurs pour PKD utilisant UHF IRM:

Toutes les études d'imagerie ont ét...

Discussion

Ce manuscrit montre la faisabilité de l'utilisation de l'IRM UHF comme un outil pour la caractérisation phénotypique in vivo ou la surveillance de la drogue dans des modèles de rongeurs pour PKD.

Nous décrivons des expériences effectuées à 16,4 T avec un large alésage Avance III haute résolution du spectromètre RMN équipé d'accessoires d'imagerie micro et mini. Le spectromètre a été tirée par le logiciel d'acquisition et de traitement TopSpin2.0PV contrôlé par Pa...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
AVANCEIII-700 (16.4 T)	Bruker	BH067206	Spectromètre multinucléaire à deux canaux à large alésage équipé d’accessoires de mini-imagerie et de micro-imagerie pour l’imagerie in vivo l’imagerie des petits rongeurs
TopSpin2.0PV	Bruker	H9088TA2	Logiciel de traitement
Paravision 5.1	Bruker	T10314L5	Imaging sofware
VTU BVT 3000 digital	Bruker	W1101095	Régulateur de température