Détermination de oxydation des acides gras et de la lipogenèse dans les hépatocytes primaires de souris

Résumé

Et la lipogenèse de novo d'acides β oxydation gras constituent des voies métaboliques clés dans des hépatocytes, des voies qui sont perturbées dans plusieurs troubles métaboliques, y compris la maladie du foie gras. Ici, nous démontrons l'isolement des hépatocytes primaires de souris et de décrire la quantification de l'oxydation et de la lipogenèse acide β-gras.

Résumé

Le métabolisme des lipides dans le foie est complexe. En plus d’importer et d’exporter des lipides via les lipoprotéines, les hépatocytes peuvent oxyder les lipides par oxydation des acides gras, ou alternativement, synthétiser de nouveaux lipides via la lipogenèse de novo. La somme nette de ces voies est dictée par un certain nombre de facteurs qui, dans certains états pathologiques, conduisent à la stéatose hépatique. L’accumulation excessive de lipides hépatiques est associée à la résistance à l’insuline du corps entier et aux maladies coronariennes. Les outils permettant d’étudier le métabolisme des lipides dans les hépatocytes sont utiles pour comprendre le rôle du métabolisme des lipides hépatiques dans certains troubles métaboliques. Dans le foie, les hépatocytes régulent la dégradation et la synthèse des acides gras par oxydation β-gras et lipogenèse de novo, respectivement. La quantification du métabolisme dans ces voies donne un aperçu de la gestion des lipides hépatiques. Contrairement à la quantification in vitro, qui utilise des hépatocytes primaires, la réalisation de mesures in vivo est techniquement difficile et gourmande en ressources. Par conséquent, la quantification de l’oxydation des acides gras β et de la lipogenèse de novo dans les hépatocytes de souris en culture fournit une méthode simple pour évaluer la manipulation des lipides des hépatocytes.

Ici, nous décrivons une méthode pour l’isolement des hépatocytes primaires de souris, et nous démontrons la quantification de l’oxydation des acides gras β et de la lipogenèse de novo, en utilisant des substrats radiomarqués.

Introduction

La stéatose hépatique non alcoolique est l’une des principales causes de maladie du foie dans les cultures occidentalisées^1,2. L’accumulation de lipides dans le foie est associée à la mort cellulaire, à la fibrose et à l’insuffisance hépatique via des mécanismes encore inconnus^3-6. Dans la stéatose hépatique, l’oxydation des acides β-gras médiée par les hépatocytes et la lipogenèse de novo sont des déterminants importants de l’accumulation nette de lipides^7,8. Cet article se concentrera donc sur l’isolement des hépatocytes, suivi de la quantification de l’oxydation des acides gras β et de la lipogenèse de novo.

De nombreuses méthodologies ont été développées pour interroger le métabolisme des lipides hépatocytaires. Bien qu’il soit possible de mesurer le métabolisme des graisses in vivo à l’aide d’isotopes stables^9,10, ces méthodes sont coûteuses et nécessitent un grand nombre d’animaux. De plus, la capacité d’étudier l’effet des produits chimiques exogènes est limitée en raison de la nature de l’expérimentation in vivo. En revanche, l’isolement des hépatocytes primaires à partir du foie de souris offre une voie abordable pour poursuivre¹¹. De plus, l’étude des hépatocytes en culture permet aux chercheurs d’étudier les effets de divers produits chimiques sur le traitement des lipides tout en contournant les difficultés de l’expérimentation in vivo. Enfin, les hépatocytes isolés évitent toute confusion due à des génétiques variables puisqu’ils sont dérivés du foie d’un seul animal.

Ici, nous isolons et cultivons des hépatocytes, et nous mesurons l’oxydation des acides gras β et la lipogenèse de novo, en utilisant du palmitate radiomarqué. Le protocole détaillé ci-dessous est simple, efficace et reproductible.

Protocole

Tout l'expérimentation animale doit être effectuée conformément aux réglementations locales et fédérales et avec l'approbation d'une administration institutionnelle IACUC et de sûreté radiologique.

1. Préparation

1. Plusieurs jours avant l'essai, décongeler la bouteille de foie Digest moyenne (LDM) de 500 ml et de recongeler ~ 35 ml aliquotes dans 50 ml tubes coniques. Conserver à -20 ° C jusqu'à ce que nécessaire.
2. Un jour avant le test, pré-stérilisation des outils de dissection propres en autoclave.
3. Le jour du dosage, la quantité nécessaire de traiter des plaques de culture à 24 puits avec du collagène.
   1. Mélanger une partie de 3 mg / ml de collagène de queue de rat avec 50 parties de PBS. Ajouter environ 500 ul à chaque puits d'une plaque de 24 puits et incuber pendant 3-5 min à température ambiante (RT). Retirez le collagène et laisser la plaque sécher à l'air dans le capot. Répétez au moins une fois supplémentaire.
      Remarque: Un revêtement de collagène peut être effectuée jusqu'à une semaine à l'annonceVance et plaques conservées à 4 ° C scellée dans une pellicule plastique.
4. Préparer LDM de dosage: Dégel LDM et chaude à 37 ° C et ajuster le pH à 7,4 en utilisant 1 N KOH. Filtre utilisant le filtre de seringue de 0,2 um et placer dans un 42 ° C bain d'eau de recirculation.
5. Chaud 25 ml de Foie perfusion du milieu à 42 ° C en recirculation bain d'eau.
6. Préparer 90% de silice colloïdale revêtue avec une solution de polyvinylpyrrolidone: Ajouter 1 ml de DPBS 10x à 9 ml de la silice colloïdale revêtue de polyvinylpyrrolidone. Ajuster le pH à 7,4 en utilisant du HCl 0,1N. Filtrer avec un filtre à seringue de 0,2 um stérile. Stocker à température ambiante.
7. Chaud Placage moyenne à 37 ° C.

2. Isolement des hépatocytes primaires de souris

1. Mettre en place une pompe péristaltique, les tubes et table de dissection: Stériliser tube par rinçage avec de l'éthanol 5 ml de 70% dans l'eau distillée, puis 10 ml d'eau stérile. Placez les tubes dans le foie perfusion du milieu et de faire fonctionner la pompe à comblertoute la longueur du tube.
2. Sacrifiez la souris par la méthode institutionnellement approuvé.
3. Disséquer ouvert la cavité abdominale: Vaporiser l'abdomen de souris généreusement avec 70% d'éthanol. Avec des ciseaux extrémités franches, faire une incision médiane à travers le derme de la longueur de l'abdomen et de réfléchir latéralement. Faire une incision similaire dans le péritoine pour exposer les viscères.
   1. L'utilisation d'un instrument contondant, déplacer doucement les intestins pour exposer le système vasculaire abdominale Localiser la veine cave inférieure abdominale (IVC) et placer une suture sous le vaisseau sanguin, distale de la veine rénale
4. Distale par rapport à la suture, placer une aiguille et le cathéter dans la veine cave inférieure, avançant au-delà du niveau de la suture. Avec l'aiguille toujours en place, attachez le fil de suture autour du cathéter pour le maintenir en place. Retirez délicatement l'aiguille. Si fait correctement, le sang avec un débit à travers le cathéter.
5. En utilisant une pipette, remplir l'espace restant dans le cathéter avec milieu de perfusion, assurantque l'air est présent. Avec grand soin, fixer le tuyau au cathéter.
6. Disséquer la cavité ouverte du poumon: refléter doucement les lobes du foie supérieurs à exposer le diaphragme. Percer délicatement la membrane avec des ciseaux à bout pointu, puis faire une incision latérale pour exposer la cavité pleurale, en prenant soin d'éviter la vésicule biliaire et le système vasculaire pleural. Placez une pince bulldog autour de la veine cave inférieure thoracique juste en amont de la veine hépatique.
7. Couper la veine porte et tourner sur la pompe à 3 - 4 ml / min. Perfuser le foie foie avec perfusion du milieu pendant 5 min en utilisant environ 20 ml de milieu de perfusion.
   Remarque: Le foie doit immédiatement changer du rouge au gris / beige. Si des parties du foie restent en rouge, cela indique probablement une mauvaise perfusion, et la probabilité d'isolement réussi est fortement diminuée. Au cours de la perfusion, soyez prudent pour assurer le support ne fonctionne pas et qu'il n'y a pas de bulles entrent dans le tube.
8. Suite à l'incubation 5 min, arrêtla pompe et le transfert de la tubulure à foie Digest moyenne. Redémarrez la pompe et perfuser le foie pendant 10 - 15 min (jusqu'à ce que le milieu est épuisé).
9. A la fin de la perfusion, arrêter la pompe. Le foie doit avoir une teinte rosée et semblent quelque peu élargie. Exciser le foie par dissection minutieuse. Retirer la vésicule biliaire et de transférer le foie à 10 cm boîte de culture de tissu.
10. Dans une enceinte de sécurité biologique, ajouter 10 ml de placage moyenne (tableau 1) pour le foie. Gratter délicatement le foie en utilisant soit des forceps ou un scalpel pour enlever les hépatocytes. On filtre la suspension en utilisant un tamis cellulaire 100 um et transférer dans un tube conique de 50 ml. Laver la plaque avec 10 ml supplémentaires de milieu d'étalement et la piscine dans le tube conique de 50 ml.
11. Pellet les cellules par centrifugation pendant 5 minutes à 350 xg, 4 ° C.
12. Milieu de Aspirer et remettre le culot dans 10 ml de milieu d'étalement et ajouter 10 ml de 90% de silice colloïdale revêtue d'polyvinylpyrrolidone. Mélanger délicatement et centrifuger comme dans l'étape 2.11. Après centrifugation, une couche de cellules mortes sera flottant sur le dessus du mélange, tandis que les cellules vivantes se sédimenter au fond.
13. Aspirer Les cellules mortes et moyen. Laver 2 fois avec 20 ml de milieu d'étalement, centrifugeuse que dans 2.11.
14. Resuspendre les cellules dans 10 ml de milieu d'étalement. Compter les cellules avec un hémocytomètre et placer 9 x 10 ⁴ cellules / puits dans 24 puits des boîtes de culture de collagène traitée. Incuber à 37 ° C une culture tissulaire incubateur pendant 2 heures. Chaque plaque peut être utilisé soit pour le dosage des acides gras oxydation ou l'essai de la lipogénèse.
15. Eventuellement, changer puits de milieu d'entretien (tableau 1) et de la culture à 37 ° C. Les cellules peuvent être cultivées pour 2 - 3 jours sans affecter les résultats d'analyse.

3. oxydation des acides gras Assay

Avertissement: l'utilisation de la radioactivité peut être dangereux. Tout achat, l'entreposage, la manipulation, et disposal de matières radioactives doit être réalisée en conformité avec, l'état et les règlements et les lignes directrices fédérales institutionnels.

1. 16 - 20 h avant l'essai, laver les cellules 2 fois avec du PBS chaud. Changer les cellules à Sérum famine du milieu sans sérum (tableau 1) avec 20 nM de glucagon et incuber une nuit à 37 ° C.
   Remarque: En raison sérum fœtal bovin contient une concentration inconnue d'hormones métaboliques (par exemple de l'insuline, le glucagon), le sérum affamer les cellules pour enlever les effets de confusion que cela peut avoir sur le dosage. Les cellules sont viables dans le sérum famine moyen pour> 24 heures. Traitement de glucagon est utilisé pour stimuler l'oxydation des acides gras dans les hépatocytes.
2. Le matin de l'essai, préparer la pré-incubation moyenne: Reprendre une quantité appropriée de sodium palmitate dans l'eau ultra pure pour faire une solution 100 mM et de la chaleur à 70 ° C pendant 10 min. Dans le même temps, préparer la quantité requise (0,5 ml par puits d'une plaque de 24 puits)de DMEM avec 25 mM de HEPES, 1% de BSA Fraction V, et 20 nM de glucagon. Chauffer à 37 ° C.
   1. Une fois solubilisé, palmitate d'ajouter à une concentration finale de 250 uM dans le milieu. Changer hépatocytes de pré-incubation moyenne et incuber à 37 ° C pendant 2 heures. Réserver une partie de pré-incubation moyenne à 37 ° C pour une utilisation ultérieure.
3. Au cours de l'incubation, on sèche une quantité appropriée de ¹⁴ C-palmitate (0,5 uCi / puits) par evaporation sous azote gazeux.
   1. Par exemple, pour mesurer 24 échantillons dans une plaque de 24 puits, transférer 120 ul de 0,1 pCi / ml ¹⁴ C-palmitate à un tube de 1,5 ml. Évaporer lentement le solvant par soufflage d'azote gazeux sur la solution à une distance de 3-5 cm dans une hotte éthanol. Le solvant doit s'évaporer à environ 30 - 40 min, en laissant sécher ¹⁴ C-palmitate dans le fond du tube.
4. A environ 15 min avant la fin de l'incubation, le ¹⁴ remettre en suspensionC-palmitate dans NaOH 0,1 N (12,5 ul / uCi). Incuber à 70 ° C pendant 10 min. Ajouter trois volumes de chaleur pré-incubation moyenne et mélanger par pipetage de haut en bas.
5. De Spike chaque puits avec 25 pi de dilution ¹⁴ C-palmitate. Mélanger en secouant délicatement la plaque et incuber à 37 ° C pendant 90 min. Ceci est la plaque d'essai.
6. Au cours de l'incubation, préparer la plaque de filtre en papier (Figure 1).
   1. Retirez le couvercle d'une plaque de 24 puits stérile. Placer une 2 cm x 2 cm morceau de papier-filtre dans le fond de chacun des puits. Superposez la plaque avec un morceau de 4 "x 7" parafilm.
   2. En utilisant un grand objet rectangulaire, comme une boîte de pointe de micropipette, frotter le parafilm sur les puits de perforer le parafilm au niveau des ouvertures de puits et de créer un joint sur le reste de la plaque. Retirez les cercles perforés de parafilm couvrant désormais les puits. La plaque devrait maintenant être bien couvert avec du parafilm dans tous les domaines, sauf le bien openings.
7. 10 min avant la fin de l'incubation, ajouter 200 pi de NaOH 3 N à chaque puits de la plaque de papier filtre, assurant que le papier filtre absorbe la totalité du liquide.
   1. Eventuellement avant la congélation, transférer le support à une plaque de 24 puits fraîche. Après avoir lavé une fois avec PBS, la lyse des cellules restantes dans HCl 0,1 N et de calculer la teneur en protéines par dosage BCA.
8. À la fin de l'incubation, composant logiciel enfichable geler la plaque de dosage dans l'azote liquide. Soyez prudent pour assurer chaque puits est complètement gelé avant de poursuivre.
9. Ajouter 100 ul d'acide perchlorique à 70% à chaque puits de la plaque de dosage. Couvrir immédiatement avec la plaque de filtre en papier. Placez les plaques sur un agitateur orbital et de la roche à la vitesse orbitale de 80 min à température ambiante pendant 2 h.
10. Après l'incubation, traiter les échantillons:
    1. Pour mesurer la fraction de CO _2, le transfert des carrés de papier filtre à 4 ml de fluide de scintillation liquide dans un compteur à scintillationflacon et mesure ¹⁴ C signal.
    2. Pour mesurer la matière soluble dans l'acide, transférer 400 pi de milieu dans un tube de 1,5 ml. Centrifuger à vitesse maximale pendant 10 min. Ajouter 100 ul de surnageant résultant à 500 ul de 2: 1 de chloroforme-méthanol (v / v), et vortex brièvement.
       1. Ajouter 250 ul d'eau au mélange, et de nouveau vortex. Centrifuger les échantillons pendant 10 min à 3000 x g. Transfert 200 ul de la phase supérieure à 4 ml de fluide de scintillation liquide dans un flacon à scintillation et la mesure ¹⁴ signal C.

4. lipogenèse Assay

1. Le soir avant de commencer l'essai, se laver les cellules 2 fois avec du PBS chaud. Modifiez les hépatocytes au sérum famine moyenne avec 100 nM d'insuline. Incuber une nuit à 37 ° C.
   Remarque: En raison sérum fœtal bovin contient une concentration inconnue d'hormones métaboliques (par exemple l'insuline, le glucagon), Le sérum affamer les cellules pour enlever les effets de confusion que cela peut avoir sur le dosage. Les cellules sont viables dans le sérum famine moyen pour> 24 heures. L'insuline est utilisé dans cet essai à stimuler la lipogenèse.
2. Faire la lipogénèse moyenne: Sérum famine moyenne avec 100 nM d'insuline, 10 pm acétate froid et 0,5 uCi ³ H-acétate par puits. Changer cellules à la lipogénèse moyen et incuber à 37 ° C pendant 2 heures. Comprennent des composés d'intérêt à être testés.
3. Après la période d'incubation, les cellules laver 2 fois avec du PBS. Lyse cellules par grattage dans 120 ul de HCl 0,1. Reserve 10 pi pour le dosage de la protéine (évaluer par dosage BCA), et le transfert de 100 pi à tube de 1,5 ml.
4. Extraction des lipides par l'addition de 500 ul de 2: 1 de chloroforme et de methanol (v / v). Vortex brièvement et incuber à température ambiante pendant 5 min. Ajouter 250 ul d'eau, vortex et incuber à température ambiante pendant 5 min de plus. Centrifuger les échantillons 10 min à 3000 xg, RT. Soigneusementtransférer phase inférieure à 4 ml de fluide de scintillation liquide dans un flacon à scintillation et mesurer l'activité de H ^3.

Résultats

Isolements d'hépatocytes entraînent généralement en 1 - 3 x 10 ⁷ cellules totales. Après une nuit d'incubation, les cellules apparaissent hexagonal, dont la plupart seront binucléées (figure 2). Les cellules saines devraient être dépourvu de granulations ou des bulles, qui sont indicatifs de la mort cellulaire.

En général, le dosage oxydation des acides gras est exécuté dans trois à quatre répétitions par composé d'essai. Compte pour les CO _{2 écha...}

Discussion

Le temps de sacrifice de perfusion doit être inférieur à 3 min pour la perfusion de collagénase et idéal digestion du foie. Une fois la perfusion avec perfusion du milieu est initiée, le foie doit immédiatement changer d'apparence à du rouge à jaune pâle. Après environ 10 minutes d'incubation avec LDM, le foie apparaît enflée et rose. Dans le cas où la perfusion est insuffisante, le foie ne peut pas présenter ces changements, et ce sera typiquement conduire à un rendement plus faible des hépatocytes.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Liver Perfusion Medium	Life Technologies	17701038
Liver Digest Medium	Life Technologies	17703034	Aliquote et stocker à -20 ° ; C
PBS	Corning	21-040-CV
10X DPBS	Corning	46-013-CM
DMEM	Corning	10-017-CV
FBS	Life Technologies	26140079  ;
Collagen	Life Technologies	A1048301
Silice colloïdale enrobée de polyvinylpyrrolidone	GE Life Sciences	17-0891-01
Pyruvate de sodium	Cellgro	25-000-CI
Pénicilline / Streptomycine	Cellgro	30-001-CI
Insuline	Sigma	I0516-5ML
Dexaméthasone	Sigma	D2915-100MG
Albumine (BSA), Fraction V	MP Biomedicals	103703
Plat de culture à 24 puits	Corning Falcon	353047  ;
Tube Tygon S3  ;	Cole Parmer	06460-34
Mâle Leur Lock à 200 Connecteurs	Barb Cole Parmer	45518-00
24 G x 3/4" Cathéter	SurFlo	SROX2419CA
Perma-Hand Suture en soie	Ethicon	683G
Crépine	cellulaire Corning Falcon	08-771-2
IsoTemp 3013HD Bain d’eau à recirculation	Fisher	13-874-3
Pompe péristaltique MasterFlex C/L	MasterFlex	HV-77122-24
Microclamp	Roboz	RS-7438	Pré-stérilisation en autoclave
5" Ciseaux opératoires droits, émoussés-émoussés	Roboz	RS-6810	Pré-stériliser en autoclave
Lame droite et pointue Ciseaux de microdissection	Roboz	RS-5912	Pré-stériliser en autoclave
4 » 0,8 mm Pince de microdissection à pointe	Roboz	RS-5130	Pré-stériliser en autoclave
4 » 0,8 mm Pointe pleine courbe Pince de microdissection	Roboz	RS-5137	Pré-stérilisation en autoclave
Seringue de 60 ml	Becton Dickinson	309653
50 ml Tubes coniques	Corning Falcon	352070
BCA Protein Assay	Thermo Scientific	23225
Biosafety Cabinet
CO2 Incubateur
Sérologique pipettes
1 000, 200, 20 &mu ; l Pipette et pointes