Article de méthode

Conçu vascularisé Muscle Flap

DOI :

10.3791/52984

⸱

11 janvier 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery, Kaplan Medical Center, 2Biomedical Engineering, Technion Israel Institute of Technology, 3Interdepartmental Program in Biotechnology, Technion Israel Institute of Technology, 4Medicine Department, Technion Israel Institute of Technology

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

À ce jour, les défauts des tissus épais sont généralement reconstruits par l’application de lambeaux de tissus autologues ou de tissus modifiés. Dans ce protocole, nous présentons une nouvelle méthode d’ingénierie d’un lambeau de tissu vascularisé portant un pédicule autologue, pour servir de substitut aux lambeaux autologues.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’un des principaux facteurs limitant l’épaisseur d’une construction tissulaire et sa viabilité et son applicabilité in vivo, est le contrôle de l’apport d’oxygène au microenvironnement cellulaire, car la diffusion passive est limitée à une couche très mince. Bien que divers matériaux aient été décrits pour restaurer l’intégrité des défauts de pleine épaisseur de la paroi abdominale, aucun matériau ne s’est encore avéré optimal, en raison d’une faible vascularisation du greffon, d’un rejet tissulaire, d’une infection ou de propriétés mécaniques inadéquates. Ce protocole décrit un moyen d’ingénierie d’un lambeau entièrement vascularisé, d’une épaisseur pertinente pour la reconstruction du tissu musculaire. Des constructions d’acide polylactique et d’acide polylactique co-glycolique intégrées dans des cellules sont implantées autour de l’artère fémorale et de la veine de la souris et maintenues in vivo pendant une période d’une ou deux semaines. Le greffon vascularisé est ensuite transféré sous forme de lambeau vers un défaut de pleine épaisseur réalisé dans l’abdomen. Cette technique remplace la nécessité de sacrifications de tissus autologues et peut permettre l’utilisation de lambeaux vascularisés conçus in vitro dans de nombreuses applications chirurgicales.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les défauts de la paroi abdominale surviennent souvent à la suite de traumatismes graves, le traitement du cancer, des brûlures et l'enlèvement de maille infecté. Ces défauts impliquent souvent la perte de tissu importante, nécessitant des interventions chirurgicales complexes et présentant un défi majeur pour les chirurgiens de reconstruction plastique 1-4. Les chercheurs de l'ingénierie tissulaire qui cherchent de nouvelles sources de tissus artificiels ont exploré différents matériaux, sources de cellules et facteurs de croissance. Restaurations réussies de divers tissus, tels que le 5,6 trachée, de la vessie 7, 8 cornée, os 9 et de la peau 10, par implantation d'ingénierie de tissus ont été précédemment rapportés. Cependant, la fabrication d'une ingénierie tissulaire vascularisé épaisse, en particulier pour la reconstruction de gros défauts, demeure un défi important dans l'ingénierie tissulaire.

L'un des principaux facteurs limitant l'épaisseur d'une construction de tissu viable est le contrôle de l'approvisionnement en oxygène à ses inconvénientstituent des cellules. Lorsqu'ils se fient à la diffusion, construire épaisseur est limitée à celle d'une couche très mince. La distance maximale entre l'oxygène et en éléments nutritifs capillaires fournir in vivo est d'environ 200 pm, qui est en corrélation avec la limite de diffusion de l'oxygène 11,12. Vascularisation insuffisante peut entraîner une ischémie tissulaire et grimper à la résorption du tissu ou de nécrose 13.

En outre, le matériau idéal utilisé pour la reconstruction tissulaire doit être biocompatible et non immunogène. Il doit aussi être capable de favoriser une plus grande intégration de cellules hôtes avec le biomatériau et le maintien de l'intégrité structurelle. Divers biologiques 14-16 et synthétiques 1,17,18 matrices ont déjà été explorées pour la reconstruction des tissus, mais leur utilisation reste limitée à cause du manque d'approvisionnement en sang efficaces, les infections ou la force insuffisante des tissus.

Dans cette étude, une cellule-emb biocompatibleéchafaud edded composé de la Food and Drug Administration (FDA) poly -approuvé acide L-lactique (PLLA) / poly acide lactique-co-glycolique (PLGA), a été implanté autour des vaisseaux artère et la veine fémorales (AV) d'une souris nude et séparée du tissu environnant, en assurant la vascularisation des vaisseaux AV uniquement. Une semaine après l'implantation, la greffe était viable, épais et bien vascularisé. Ce tissu vascularisé épais avec les vaisseaux AV, a ensuite été transféré comme un lambeau pédiculé à un défaut de pleine épaisseur abdominale chez la même souris. Une semaine après le transfert, le volet était viable, vascularisé et bien intégré avec le tissu environnant, la force portante suffisante pour supporter viscères abdominaux. Ainsi, le rabat de l'ingénierie tissulaire vascularisé épais, portant un pédicule autologue, présente une nouvelle méthode pour réparer des défauts de pleine épaisseur paroi abdominale.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les études sur les animaux ont été approuvés par le Comité de l'éthique des expériences sur animaux du Technion. Pour cette procédure, les souris nude athymiques ont été utilisés pour éviter le rejet immunologique. Si l'on utilise un autre type de souris, les souris doivent être rasées avant l'intervention chirurgicale et l'administration de la cyclosporine (ou un autre anti-rejet de remplacement) est recommandée.

1. Préparation Échafaudages et Cell Embedding

  1. Préparer des échafaudages constitués de mélange 1: 1 de poly-L-lactique-acide (PLLA) et de polylactique-co-glycolique-acide (PLGA), de la manière suivante:
    1. Dissoudre 500 mg de PLLA et de 500 mg de PLGA dans 10 ml de chloroforme.
    2. Ajouter 0,24 ml de solution de polymère à 0,4 g de particules de chlorure de sodium recueillies dans un moule en téflon. Utilisez un diamètre de sel de 212 à 600 um. Laisser le chloroforme pour évaporer O / N.
    3. Leach le sel à l'aide d'eau distillée conduisant à des échafaudages 3D poreuses interconnectés.
    4. Couper des morceaux de polymèreen utilisant une paire de ciseaux, puis tremper dans 70% d'éthanol (v / v) pendant 30 minutes et laver 3 fois dans du PBS pendant 2 min avant utilisation.
  2. Préparer une tri-culture des cellules suivantes en 1: milieu cellulaire une endotheliale (EGM-2 complété avec les composants de son kit de balle et moyen de cellules de muscle (milieu essentiel minimal de Dulbecco (DMEM), complété avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS ), de tampon HEPES 2,5%, 100 U / ml de pénicilline et 0,1 mg / ml de streptomycine (Pen-Strep Solution).
    1. Utiliser 0,5 x 10 6 C2C12 de myoblastes, 0,9 x 10 6 cellules endothéliales de veine ombilicale humaine (HUVEC), et 0,2 x 10 6 fibroblastes dermiques humains normaux (NHDF).
  3. Mélanger les cellules ensemble dans un tube de microcentrifugation et centrifuger à 200 x g pendant 4 minutes, aspirer le milieu et remettre en suspension le culot dans un mélange de 4 ul de solution glacée de la matrice extracellulaire et 4 pi de milieu cellulaire.
  4. Coupez un morceau de 10 mm x 7 mm x 1 mm (longueur x largeur x épaisseur) PLLA / PLGUn échafaudage et de semences de la suspension cellulaire dans une plaque à 6 puits, permettre à la solution de la matrice extracellulaire se solidifier (30 min, 37 ° C, 5% de CO 2) avant d'ajouter 4 ml de milieu cellulaire.
  5. Incuber les échafaudages pendant dix jours avant l'implantation et remplacer le milieu tous les deux jours.

2. Avant de commencer la procédure chirurgicale

  1. Préparer et stériliser (autoclave) les outils chirurgicaux suivants: une petite, fine, ciseaux droits, un ressort ciseaux, une pince droites, à pointe fine, une pince dentelées et un porte-aiguille.
  2. Préparer un mélange de kétamine: xylazine solution dans un tube de microcentrifugation en mélangeant 425 ul de kétamine et de xylazine 75 ul dans une seringue de 1 ml.
  3. Diluer 0,3 mg / ml dans une solution saline stérile buprénorphine (1:20).

3. Flap Construction (implantation du greffon)

  1. En utilisant une seringue d'insuline, anesthésier les souris par une injection intraperitoneale de kétamine: xylazine (35 ul par20 g de poids corporel).
  2. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine (concentration finale de 0,05 à 0,1 mg de / kg) avant la opperation.
  3. Placer la souris sur une platine chauffée à 37 ° C, pour assurer la température corporelle normale et la fixer à la souris en utilisant un pansement adhésif.
  4. En utilisant des pointes de coton, administrer lubrification pommade ophtalmique aux yeux de la souris (pour éviter la déshydratation).
  5. En utilisant des pointes de coton, nettoyer le site de l'incision avec de l'iode et puis avec 70% d'éthanol, afin d'établir un champ de travail aseptique.
  6. L'utilisation de petits ciseaux et des pinces, faire une incision à travers la peau, à partir du niveau du genou du ligament inguinal, parallèlement aux vaisseaux fémoraux, jusqu'à ce que l'artère et la veine fémorales (AV) les navires sont exposés.
  7. Maintenez la peau vers le bas en utilisant un enrouleur, pour obtenir un meilleur accès au tissu.
  8. Avec des ciseaux et des pinces à ressort, isoler soigneusement les vaisseaux et des artères fémorales de la veine des tissus environnants. Commencez par le niveau de la lig inguinaleament à la bifurcation des vaisseaux épigastriques supérieurs. Laissez la profonde intacte, afin de préserver le flux sanguin à la jambe et à prévenir l'ischémie ultérieure.
  9. Pliez la greffe (de la section 1) autour de l'AV fémorale exposé, en dessous de la profonde et au-dessus de la bifurcation de l'artère tibiale et AV proneal, et de rejoindre ses extrémités à l'aide 8-0 sutures de soie.
  10. Pour assurer la vascularisation implant par les capillaires qui poussent à partir des vaisseaux fémoraux AV seulement, enroulez un morceau de latex stérilisés autour de la greffe, et de suture avec 6-0 points de suture.
  11. Fermez la peau sus-jacente en utilisant 4-0 sutures de soie.
  12. Surveiller étroitement la souris jusqu'à la récupération de l'anesthésie et chaque jour par la suite, jusqu'à ce que le greffon est transféré comme un rabat. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine (concentration finale de 0,05 à 0,1 mg de / kg) deux fois par jour pendant 2-3 jours.
    REMARQUE: Utilisez une solution saline dans un stade, pour éviter la déshydratation du tissu exposé.

4. Transfert Flap

  1. À une oudeux semaines après l'implantation, anesthésier la souris par une injection intraperitoneale de kétamine: xylazine (35 pl / 20 g), en utilisant une seringue à insuline.
  2. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine (concentration finale de 0,05 à 0,1 mg de / kg) avant la opperation.
  3. Placer la souris sur une platine chauffée à 37 ° C, pour assurer la température corporelle normale et la fixer à la souris en utilisant un pansement adhésif.
  4. En utilisant des pointes de coton, appliquer lubrification pommade ophtalmique aux yeux de la souris (pour éviter la déshydratation).
  5. En utilisant des pointes de coton, nettoyer le site de l'incision (de la région du genou à l'abdomen) avec de l'iode et ensuite avec 70% d'éthanol, afin d'établir un champ de travail aseptique.
  6. En utilisant une paire de ciseaux et des pinces, ouvrir soigneusement les sutures de la peau et, en utilisant une paire de ciseaux, faire une incision à travers la peau parallèlement au ligament inguinal, continue à travers la peau ventrale.
  7. Retirez délicatement la pièce de latex avec une pince et d'exposer le volet vascularisé.
  8. Utilisation d'un Scissors et forceps, disséquer le lambeau de tissu du tissu environnant.
  9. En utilisant une pince et un porte-aiguille, ligaturer l'extrémité distale de l'AV fémorale avec 8-0 sutures de soie pour prévenir les saignements de l'AV. Ensuite, l'AV cautériser au niveau du genou, de manière distale vers le tissu implanté pliée et les sutures 8-0.
  10. Transférer doucement le AV fémorale enveloppé par la greffe, vers la paroi abdominale ventrale, en évitant d'endommager l'artère, afin de déterminer à quelle distance du défaut de pleine épaisseur doit être faite.
    ATTENTION: Tirer l'artère trop endommager l'artère.
  11. En utilisant une amende ciseaux, faire une incision dans la paroi abdominale ventrale.
  12. Utilisant un ressort ciseaux, faire une incision dans le muscle grand droit de l'abdomen. Supprimer un environ 1 cm x 0,8 cm segment du rectus abdominus muscle avec la peau sus-jacente.
  13. Transférer le AV fémorale, enveloppé par le greffon vascularisé, comme un volet axiale, au défaut de pleine épaisseur dans le abdom ventraleparoi Inal.
  14. Suturer le lambeau de tissu musculaire environnant, en utilisant des sutures en soie 8-0, pour empêcher hernie.
  15. Pour éviter de suturer les organes internes, soulever le muscle avec une pince lors de la suture le volet pour le muscle abdominal. Laissez la peau ventrale exposée à imiter l'effet d'un défaut complet de la paroi abdominale.
  16. Couvrir la plaie dans la peau avec de la gaze iodé et un pansement stérile pour éviter la contamination de la zone exposée.
  17. Suturer la peau de la jambe en utilisant des sutures en soie 4-0.
  18. Surveiller étroitement la souris jusqu'à ce que la récupération de l'anesthésie et par la suite tous les jours, jusqu'à ce que la récupération du volet. Injecter en sous-cutané de la buprénorphine (concentration finale de 0,05 à 0,1 mg de / kg) deux fois par jour pendant 2-3 jours.
  19. REMARQUE: Utilisez une solution saline dans un stade pour éviter la déshydratation du tissu exposé.

5. Ultrason Détermination de perfusion vasculaire du greffon

NOTE: Avant le transfert, la perfusion vasculaire of le greffon est mesurée à une et deux semaines après l'implantation, par échographie.

  1. Anesthésier la souris en utilisant 2% d'isoflurane.
  2. Placer la souris sur une platine mobile chauffé à 38 ° C, pour assurer la température corporelle normale et la fixer à la souris en utilisant un pansement adhésif.
  3. Trouver l'artère et la veine fémorale navires avec transducteur non linéaire définie sur le mode B.
  4. Examiner la perméabilité des vaisseaux fémoraux du greffon à l'aide du capteur fixé sur le mode Doppler couleur.
  5. Préparer un agent de contraste non ciblée selon les instructions du fabricant.
  6. Connecter un cathéter dans la veine caudale (12 cm de tube avec une aiguille de 27 G) à une seringue de 1 ml remplie de sérum physiologique. Fixer la seringue à côté de la souris sur l'étape de chauffage (pour éviter tout mouvement de la seringue).
  7. Branchez le cathéter à la queue de souris veine et fixer l'aiguille.
  8. Injecter un peu de la solution saline à la fois à assurer que les injections sont faites dans la veine et de remplirla tubulure avec une solution saline (pour éviter les bulles d'air).
  9. Remplir une seringue de 1 ml avec 70 pi d'agent de contraste et remplacer la seringue de la seringue avec une solution saline de l'agent de contraste.
  10. Mettre en place les ultrasons à l'injection de l'image de l'agent de contraste. Dans les propriétés de la mode non-linéaire configurer le nombre d'images à 1500 et l'impulsion de la perturbation à 30% des cadres.
    REMARQUE: Après l'impulsion d'interruption, les microbulles re-remplir les récipients à une vitesse qui dépend de la vitesse des microbulles dans les capillaires d'écoulement et est indépendante de la vitesse des microbulles d'injection. Le nombre d'images peut être modifié en fonction du temps de remplissage 19,20.
  11. Injecter lentement l'agent de contraste dans la veine de la queue.
  12. Capturer des images dans le mode de contraste non linéaire du système d'échographie à haute résolution.
  13. Analyser les résultats en utilisant le logiciel, comme décrit précédemment 19,20.
    1. Dessinez une région d'intérêt (ROI) sur l'image obtenue immédiatement après l'impulsion d'interruption dans le mode de contraste. Le retour sur investissement devrait décrire la zone remplie par l'agent de contraste seulement.
    2. Calculer le pic enrichissement (PE), qui est le rapport de l'intensité moyenne du signal non linéaire après l'injection des microbulles par rapport après l'impulsion d'interruption, et est une mesure du volume de perfusion.
    3. Calculer la vitesse d'écoulement, qui est déterminée à partir du temps (T) écoulé jusqu'à ce que le signal de crête (P).

6. Détermination de l'étendue de la vascularisation du greffon

NOTE: L'étendue de la vascularisation greffe de tissu est déterminée une ou deux semaines après l'implantation.

  1. En utilisant une seringue d'insuline, anesthésier les souris par une injection intraperitoneale de kétamine: xylazine (35 pl / 20 g).
  2. En utilisant une seringue de 1 ml, injecter par voie intraveineuse 200 pi de 10 mg / ml de dextrane fluorescéine isothiocyanate de conjugué (FITC-dextrane, PM = 500 000) dans la veine caudale.
  3. Dix secondes après la fin de l'injection, l'euthanasie souris par dislocation cervicale.
  4. Ouvrez la jambe de la souris et d'exposer le greffon.
  5. Laver la zone de greffe avec du tampon phosphate salin (PBS) et d'appliquer 10% du formol tamponné neutre.
  6. L'image de la greffe dans la patte de la souris, en utilisant un microscope confocal.
  7. Quantifier la densité des vaisseaux fonctionnels (FVD).
    1. Isoler le canal vert (excitation = 488 nm) des images microscopiques confocale.
    2. Passez les images obtenues à travers un filtre passe-haut, afin d'accentuer les structures à contraste élevé.
    3. Utilisez un filtre en éliminant le bruit pour supprimer le bruit qui pourrait avoir été amplifié par le filtre passe-haut.
    4. Mettre en place la valeur de seuil sur l'image résultante; la valeur de seuil est réglée de telle sorte que les caractéristiques et les structures dans l'image d'origine sont visibles dans l'image binaire.
    5. Appliquer une taille-seuil de sorte que seuls les groupes de pixels connectés plus grandes que la SIZ définie seuil de rester dans l'image binaire.
    6. Décrire le squelette des navires dans le greffon en utilisant l'algorithme de Zhang-Suen 21.
    7. Calculer la FVD en additionnant les longueurs de la ligne médiane de chaque récipient et en divisant le résultat par la superficie de la ROI.

7. immunohistologique et histologiques de coloration de la greffe

  1. La coloration immunohistochimique
    1. Après l'imagerie confocale, récupérer le greffon en utilisant un petit ciseaux et des pinces. On dissèque les vaisseaux AV dans les deux extrémités de la greffe et récupérer la greffe.
    2. Fixer les greffes à 10% du formol tamponné neutre pendant 30 min - 2 h.
    3. Placez les greffes dans des cassettes d'histologie et de stocker dans 70% d'éthanol jusqu'à ce que l'inclusion en paraffine.
    4. Incluez dans de la paraffine à l'aide d'une fixation standard et intégrant le protocole 22 et couper les tissus de paraffine dans 5 um tranches en utilisant un microtome. Couper le tissu entier perpendiculairement à l'AVnavires.
    5. Déparaffiner les coupes incluses dans la paraffine par immersion dans du xylène à 100% deux fois, pendant 10 min chacun.
    6. Disposer les lames dans un pot en plastique de 250 ml de Coplin.
    7. Réhydrater par immersion en série dans des concentrations décroissantes d'éthanol (100%, 96%, 90%, 80%, 70%, 50%, 30% et de l'eau doublement distillée (DDW)) pendant 3 minutes chacun.
    8. Préparer la solution de démasquage antigénique par dilution de 2,35 ml de solution de démasquage antigénique avec 250 ml de DDW. Chauffer la solution de démasquage antigène pendant 2 min dans un four micro-ondes mis à 95 ° C.
    9. Insérer les diapositives dans la solution démasquage antigénique préchauffé et chauffer à nouveau pendant 3 min dans un four micro-ondes mis à 95 ° C. Refroidir les diapositives à 50 ° C.
    10. Chauffer à nouveau pendant 2 min, puis refroidir à la température ambiante.
    11. Incuber les lames dans 3,3% de H 2 O 2 en solution de methanol pendant 10 min, à la température ambiante pour étancher l'activité de la peroxydase endogène, puis rincer deux fois dans du PBS.
    12. Préparer une chambre d'incubation: lieu humide absofeuilles de rbent l'intérieur d'une boîte de l'histologie et sécher les lames à l'aide d'essuie-glaces tâche délicate.
    13. Encerclez la zone de la tranche sur la diapositive à l'aide d'un stylo hydrophobe et incuber pendant 30 min à température ambiante, avec environ 50 pi de sérum de chèvre de solution de blocage (2%, préparée dans du PBS) par tranche.
    14. Diluer le lapin anti-CD31 anticorps à 1:50 dans la solution de blocage, appliquer environ 50 anticorps ul par tranche et incuber O / N, à 4 ° C. Rincer 3 fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
    15. Diluer la chèvre biotinylé anti-lapin anticorps secondaire 1: 400 dans du PBS, déroule sur diapositives environ 50 pi d'anticorps par tranche et incuber pendant 30 min à température ambiante.
    16. Rincer 3 fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
    17. Diluer streptavidine-peroxydase 1: 400 dans du PBS, appliquer environ 50 pi par tranche et incuber avec toboggans pendant 30 min, à la température ambiante. Rincer 3 fois avec du PBS, 5 minutes à chaque fois.
    18. Appliquer environ 50 pi de aminoéthylcarbazole (AEC) substrat par tranche, selon le fabricant et le #8217; s instructions. Plonger les lames dans DDW pour arrêter la réaction.
    19. Colorer les noyaux en bleu en immergeant les sections dans environ 50 pi de la solution d'hématoxyline de Mayer pendant 2 min. Rincer délicatement dans l'eau, puis couvrir les sections avec un milieu de montage.
    20. Quantifier coloration de CD31-positifs en utilisant une approche à double insu. CD31 coloration apparaît comme une tache brune. Choisissez 4-5 domaines différents dans un champ de visualisation grossissement 40X sous un microscope binoculaire. Comptez le nombre de lumens de CD31-positif.
      1. Calculer le nombre moyen de CD31-positif lumens par échafaudage en divisant le nombre total de lumens comptés avec le nombre de champs et de la fieldarea (selon les données binoculaires).
        REMARQUE: Le volume de réactif appliquée doit être suffisante pour couvrir l'intégralité de la tranche indiqué.
  2. Coloration histologique
    1. Fixer greffes dans 10% du formol tamponné neutre.
    2. Greffes Intégrer dans la paraffine en utilisant la normefixation et des procédures d'enrobage.
    3. Retirer la paraffine à partir des sections de paraffine par immersion dans du xylène à 100% deux fois pendant 10 min.
    4. Lavage jeûne deux fois pour la réhydratation dans 100% d'isopropanol.
    5. Lavage jeûne deux fois 95% d'éthanol.
    6. Laver trois fois dans l'eau du robinet.
    7. Plongez dans l'univers Hematoxylin pendant 10 min.
    8. Laver trois fois dans l'eau du robinet.
    9. Immere dans éosine pendant 2 min.
    10. Lavage rapide déshydrater deux fois dans 95% d'éthanol.
    11. Rapide lavage isopropanol à 100% deux fois.
    12. Rapide lavage 100% xylène deux fois.
    13. Couvrir avec de la colle DPX avec le verre de 1,5 mm d'épaisseur de couverture.
    14. Image en utilisant un microscope à un grossissement de 40X.

8. Propriétés mécaniques évaluation

  1. Récupérer le greffon en utilisant un petit ciseaux et des pinces.
  2. Rincer la greffe dans PBS.
  3. Mesurer la largeur et l'épaisseur de la greffe et calculer la surface en coupe transversale que la largeur multipliée par l'épaisseur.
  4. Nouse l'instrument de test pour générer une courbe contrainte-déformation des greffes hydratés.
    1. Montez la greffe entre les mâchoires de traction du système et de mesurer la longueur finale entre les deux poignées (c.-à-longueur initiale).
    2. Appliquer un taux de 0,01 mm / sec souche, jusqu'à la rupture.
    3. Notez la force et le déplacement développé en utilisant le protocole du fabricant.
    4. Générer une courbe contrainte-déformation dans Matlab.
      1. Calculer souche selon déplacement divisée par la longueur initiale. Le stress est calculée comme la force mesurée divisée par la surface en coupe transversale.
      2. Déterminer la raideur comme la pente de la région linéaire de la courbe contrainte-déformation et le point maximum de la courbe est la résistance à la rupture.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La vascularisation du greffon et de la perfusion in vivo

Les greffons ont été implantées une ou deux semaines avant leur transfert comme volets axiaux. À une et deux semaines après l'implantation, l'observation brut de la zone de greffe révélé greffes de tissus viables et vascularisées. Ces greffes se sont avérées hautement vascularisé, tel que déterminé par immuno-coloration de CD31 positive (Figure 1A), et très perfusé, comme en témoigne injection veine caudale et...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les progrès de l'ingénierie tissulaire ont été atteints avec une demande croissante pour les tissus de substitution pour la reconstruction de divers types de tissus. Une variété de 1,17,18 synthétiques et biologiques 14-16 matériaux ainsi que les méthodes de fabrication ont été évalués pour leur capacité à répondre à ces demandes. Cependant, malgré les progrès dans les soins cliniques et en ingénierie tissulaire, la restauration des défauts de pleine épaisseur paroi abdominale reste un défi. Un...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été financée par la subvention du Conseil européen de la recherche FP7 281501, ENGVASC.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
petites ciseaux droites finesFine Science Tools (FST)14090-09
ciseaux à ressortFine Science Tools (FST)15003-08
pince droite à pointe fineFine Science Tools (FST)11251-20
pince dentée  ;Fine Science Tools (FST)11050-10
porte-aiguilleFine Science Tools (FST)12500-12
Cautériseur pour petits récipients  ;Fine Science Tools (FST)18000-00
DuratearsAlcon5686
SedaxylanEuravetDJ03
Clorketam 1000Vetoquinol4A0726B
BuprénorphinevetmarketB15100
4-0 sutures en soieAssut sutures647
6-0 sutures en polypropylèneSutures enAssut 9351F
8-0 Sutures en soieSutures Assut684568
Seringue à insuline (aiguille de 6 mm)Systèmed’échographie
Vevo 2100VisualSonics inc.
Sonde non linéaire MS250VisualSonics inc.
Micromarqueur agent de contraste non cibléVisualSonics inc.VS-11694
VisualSonics inc.VS-11912
Logiciel Vevo 2100VisualSonics inc.
fluorescéine isothiocyanate conjugué dextranSigmaFD500S
MatlabMathworks, MA, USA
KimwipesKimtech34120
solution de démasquage de l’antigèneVector laboratoriesH-3300
anticorps anti-CD31Abcam  ;ab28364
chèvre biotinylée anticorps anti-lapin (secondaire)Laboratoires de vecteursBA-1000
streptavidine-peroxydaseJackson  ;016-030-084
Solution d’hamatoxyline de MayerSigma-AldrichMHS-16
kit de substrat aminoéthylcarbazole (AEC)Life technologies, Invitrogen  ;00-2007
VectamountVector laboratoriesH-5501
soie haute résolution BD 324911 Cathéter de veine cathétrique de veine caudale

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Vascularized Muscle FlapTissue EngineeringBiodegradable ScaffoldCell SeedingIn Vitro CultureFemoral Artery ImplantationAnastomosis With Host VesselsPedicled Flap TransferAbdominal Wall ReconstructionUltrasound Imaging

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