Cet article démontre des procédures chirurgicales de reflux gastro-œsophagien avec des souris. Ces modèles sont des outils utiles pour la recherche sur les mécanismes et le traitement du reflux gastro-œsophagien et potentiellement l'œsophage de Barrett et l'adénocarcinome de l'œsophage.
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Article de méthode
Les modèles de chirurgie de reflux gastro-œsophagien avec des souris
Dans cet article
Résumé
Résumé
Plusieurs procédures chirurgicales auraient été signalées comme induisant un reflux gastro-œsophagien chez les animaux. Nous rapportons ici trois modèles chirurgicaux chez la souris visant à induire un reflux de contenu gastrique, de contenu duodénal ou de contenus mixtes. Les procédures chirurgicales et les principes généraux ont été décrits en détail. Un chercheur ayant une expérience chirurgicale devrait être capable de saisir la technique après une courte période de pratique. Après la chirurgie, la plupart des souris peuvent survivre et développer une œsophagite par reflux similaire à celle chez l'homme. Cependant, il convient de noter que les différences histologiques entre l'œsophage de souris et celui de l'homme sont les limitations inhérentes de ces modèles chirurgicaux. Si elles sont utilisées pour la recherche sur l'œsophage de Barrett et l'adénocarcinome, ces procédures pourraient devoir être combinées à des modifications génétiques.
Introduction
La maladie du reflux gastro-œsophagique (MRGO) est un trouble chronique causé par l'exposition prolongée de l'œsophage distal au contenu gastrique ou gastroduodénal1. L'exposition prolongée à ces reflux nocifs altère les défenses intrinsèques de l'épithélium œsophagien et entraîne ainsi une œsophagite2. L'œsophage de Barrett apparaît dans le contexte d'un reflux chronique, et est une lésion prémaligne avec un risque accru d'adénocarcinome œsophagien3,4. Malgré l'importance clinique, les mécanismes de la MRGO, de l'œsophage de Barrett et de l'adénocarcinome n'ont pas été bien compris.
Les modèles animaux sont essentiels pour la recherche sur l'étiologie, la pathologie, les mécanismes moléculaires, la prévention et le traitement des maladies humaines. À ce jour, divers modèles animaux de MRGO, d'œsophage de Barrett et d'adénocarcinome ont été développés en utilisant des animaux modèles5,6. L'œsophage de souris est tapissé d'épithélium squameux stratifié qui est histologiquement similaire à celui de l'œsophage humain. Bien qu'un œsophage de souris soit différent de l'œsophage humain en termes de kératinisation et d'absence de glandes sous-muqueuses, la souris reste un modèle animal attrayant en raison de son coût de maintenance relativement faible et de son potentiel de modifications génétiques sophistiquées. Deux approches sont couramment utilisées pour modéliser la MRGO, l'œsophage de Barrett et l'adénocarcinome chez la souris : la chirurgie du reflux et la modification génétique. La chirurgie du reflux est le meilleur moyen d'induire le reflux et les modifications génétiques imitent les altérations moléculaires5,7. La chirurgie du reflux peut être combinée à des modifications génétiques pour mieux comprendre les mécanismes de la maladie8.
De nombreuses procédures chirurgicales ont été rapportées par nous et d'autres6,9 : (1) reflux gastrique : ligature pylorique, constriction pylorique avec ligature de l'estomac antérieur, cardioplastie de Wendel et anastomose œsogastrique ; (2) reflux mixte : anastomose œsophagogastroduodénale, œsophagoduodénostomie (ou œsophagojéjunostomie) ; (3) reflux duodénal : anastomose œsophagogastroduodénale plus gastrectomie ; (4) reflux de composants chimiques : reflux biliaire, reflux pancréatique, perfusion œsophagienne ; et (5) transplantation œsophagienne5. Récemment, un modèle de souris en microchirurgie a été rapporté pour produire un reflux jéjunal via une œsophagojéjunostomie avec des aimants10. Ces modèles chirurgicaux ont des avantages par rapport aux modèles de culture cellulaire in vitro ou de culture organotypique. In vitro, les cellules œsophagiennes ne peuvent pas tolérer un milieu à forte acidité ou de fortes concentrations d'acides biliaires. Les acides biliaires non conjugués couramment utilisés pour produire des changements dans les cellules épithéliales œsophagiennes in vitro ne sont généralement pas présents dans le reflux duodénal in vivo. Les conclusions tirées de ces études in vitro doivent donc être prises avec prudence.
La chirurgie sur l'œsophage de souris reste un défi technique en raison de sa petite taille. Un faible taux de survie postopératoire ne permet pas d'effectuer des expériences nécessitant une certaine taille d'échantillon pour parvenir à des conclusions statistiquement solides. Par le passé, nous avons réussi à développer et caractériser des modèles chirurgicaux de reflux gastrique, de reflux mixte, de reflux duodénal avec des souris dans des expériences à long terme9,11,12. Nous avons également fourni des consultations à plusieurs autres groupes dans leurs chirurgies de souris. Nous décrivons ici trois procédures chirurgicales chez la souris afin d'aider la communauté à établir ces modèles dans leurs laboratoires.
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Protocole
Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvés par le Comité de protection des animaux et l'utilisation institutionnelle.
1. Préparation de la souris
- Utilisez la souris sur ~ 20 g de poids corporel ou au-dessus ~ 6 semaines d'âge pour la chirurgie.
- Avant la chirurgie, les souris donner un chow et de l'eau ad libitum de laboratoire et de maintenir sur un cycle lumière-obscurité de 12:12 h.
- Rasez la zone chirurgicale avec une tondeuse à cheveux. Anesthésier les souris par injection intraperitoneale de 80 mg / kg de kétamine et 12 mg / kg de xylazine. Cette dose met souris dans le sommeil en quelques minutes et fournit l'anesthésie suffisants pour les procédures chirurgicales suivantes.
- Confirmez anesthésie appropriée sur la base de l'absence du réflexe cornéen et des membres de rétraction lorsque le coussinet est pincé. Appliquer pommade ophtalmique lubrifiante sur les yeux pour prévenir la sécheresse.
- Stériliser la peau avec une solution de bétadine.
2. reflux gastrique modèle (figure 1B)
- Faire une supérieureincision médiane de ~ 2 cm à partir de la pointe du sternum pointant vers l'anus.
- Ouvrez la cavité abdominale à travers la ligne médiane. Retirez la pointe du sternum pour améliorer l'exposition avec une paire de ciseaux.
- Indépendante et couper les tissus conjonctifs entre le foie et l'estomac. Ligaturer et couper le faisceau de navire entre la rate et le fond afin de libérer complètement le fond.
- Tourner le fond légèrement vers la gauche et exposer le côté gauche de la jonction gastro-œsophagienne dans le domaine. Faire une incision longitudinale de 5 mm sur le muscle le long de l'oesophage distal en utilisant une paire de ciseaux tranchants pour exposer l'épithélium.
- Couper l'épithélium ouvrir le long de la même direction (1 incision, figure 1B). Faire trois incisions sur le préestomac (incision 2, 3 et 4, figure 1B) pour couper la plupart du préestomac avec des ciseaux d'exploitation nettes. Si l'estomac est pas vide, retirez soigneusement le contenu gastrique.
- Placer une sutu 8-0 prolènere (avec une pointe effilée de l'aiguille) par le point A (sur l'œsophage) et le point A '(sur le préestomac) avec la muqueuse précise muqueuses opposition. De même endroit sutures par le point B et le point B ', et d'autres paires de points, respectivement. Ces sutures uniformément l'espace de 3 à 4 mm de l'autre.
- Laver la cavité abdominale avec du sérum physiologique pour nettoyer le sang et le contenu gastrique. Fermez la paroi abdominale avec des sutures de soie et de la peau avec des pinces métalliques.
3. Modèle mixte Reflux (figure 1C)
- Suivez les étapes 2.1 à 2.4 pour exposer la jonction gastro-oesophagien.
- Séparez délicatement la face dorsale de l'œsophage à partir des vaisseaux sanguins derrière l'œsophage. Passer une petite pointe de coton entre l'œsophage et les vaisseaux sanguins.
Remarque: Coton peut être partiellement retiré de la pointe pour réduire sa taille. Cette astuce de coton sert à deux fins, soulevant l'œsophage et de protéger les vaisseaux sanguins. - Assurez inc deux 5 mm longitudinalechaque isions sur la jonction gastro-œsophagienne et l'extrémité proximale du duodénum adjacent au pylore avec des ciseaux tranchants de fonctionnement. Pour l'incision sur le duodénum, éviter les vaisseaux sanguins et les placer sur le bord anti-mésentérique.
- Anastomoser les incisions avec la muqueuse précise muqueuses opposition interrompues 8-0 sutures Prolene. Habituellement placer des sutures 3-4 sur la face dorsale et 2-3 sutures sur la face avant.
- Retirer la pointe de coton. Laver la cavité abdominale avec une solution saline normale et fermer la paroi abdominale et la peau.
4. duodénal Reflux modèle (figure 1D)
- Suivez l'étape 3.1 à 3.4 pour générer reflux mixte.
- Soulevez délicatement l'estomac pour exposer sa face arrière. Un lobe du foie peut être capturé par les tissus conjonctifs entre le foie et l'arrière de l'estomac. Découpez soigneusement les tissus conjonctifs, bien protéger le foie, et d'exposer les vaisseaux sanguins sur la face dorsale de l'œsophage.
- Ligaturer etcouper les vaisseaux sanguins. Ligaturer et couper l'œsophage à la jonction gastro-oesophagien.
- Ligaturer le duodénum au pylore. Ligaturer et couper le mésentère. Retirer l'ensemble estomac.
- Laver la cavité abdominale avec du sérum physiologique. Fermez la paroi abdominale et la peau.
5. Le traitement post-opératoire
- Après la chirurgie maintenir la température corporelle d'un coussin chauffant. Seulement après avoir repris décubitus sternal, placez la souris de retour avec d'autres animaux.
- Donner des antibiotiques et des analgésiques pour prévenir l'infection et de soulager la douleur. Injecter Baytril (10 mg / kg, ip, qd, pendant 3 jours) pour prévenir l'infection, et la buprénorphine chlorhydrate (0,05 mg / kg, sc, offre. Pour deux jours) comme analgésique. Le jeûne est pas nécessaire après la chirurgie.
Une alimentation liquide ou molle peut être donné. - Évaluer l'état de santé général sur basis.If quotidiennes les souris montrent des signes suivants (de la perte dramatique de poids> 15%, le manque d'applicationetite, la vocalisation, décharger de la bouche, le nez ou les yeux, le geste voûté, l'inactivité, l'activité de toilettage anormale), euthanasier les souris.
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Résultats
La plupart des souris (> 95%) peuvent survivre à la chirurgie. Au cours de la période périopératoire, les principales causes de décès comprennent surdose d'anesthésiques, des saignements et des raisons inconnues.
Quatre semaines après la chirurgie,> 90% des souris souffrant de reflux gastrique ou de reflux mixte et> 80% des souris avec le reflux duodénal peuvent survivre. Pendant cette période, les souris meurent de sténose de l'œsophage et de l'incapacité de manger prin...
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Discussion
Différents modèles chirurgicales ont été créés pour imiter gastrique, duodénal et le reflux mixte chez les rongeurs. Ces trois procédures décrites ici sont appropriés pour des expériences à long terme avec des taux raisonnables de survie postopératoire. Un chercheur ayant une expérience chirurgicale devrait être en mesure de saisir la technique après une courte période de pratique.
Le saignement peut résulter de l'injection intraperitoneale d'anesthésiques avant une intervention chir...
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Déclarations de divulgation
L'un des auteurs (XC) a reçu un financement fourni par Takeda Pharmaceutical Company Ltd, qui soutient la recherche fondamentale associée à la maladie de reflux gastro-œsophagien. Aucun des réactifs ou instruments utilisés dans cet article n'est produit par cette entreprise.
Remerciements
Nous sommes soutenus par des subventions de recherche de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (NO. 81400590), des National Institutes of Health (U54 CA156735) et de Takeda Pharmaceutical Company Ltd. (MA-NC-D-156).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Dumont #1 Forceps Dumostar Tip | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Micro Clip Applying Forceps 5.5" | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Bonn Scissors 3.5" Straight 15 mm Sharp/Sharp Tungsten Carbide Blades | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Operating Scissors 5.5" Straight Sharp/Sharp SureCut | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| 4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Surgeon's Needle 1/2 Circle Cutting Edge Size 12 (25 mm Chord Length) Pack 12 | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Halsey Needle Holder 5" Smooth | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Micro Needle Holder 5.125" Curved Lock.6 mm | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Reflex 9 mm Wound Clip Applier | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| Reflex 9 mm Wound Clips Box Of 100 | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | ||
| PRONOVA Poly (hexafluoropropylene-VDF) Suture 8-0 | Ethicon US, LLC | ||
| Ringer's solution | Henry Schein, Inc. | ||
| kétamine | Henry Schein, Inc. | ||
| xylazine | Henry Schein, Inc. |
Références
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Réimpressions et autorisations
