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Microperfusion Technique chargé d'enquêter sur le règlement des microvaisseaux perméabilité au Rat Mesentery

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DOI :

10.3791/53210

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12 septembre 2015

 ,  , 
1Department of Physiology & Membrane Biology, University of California Davis

Dans cet article

Résumé

La technique Landis modifiée permet de mesurer par appariement la conductivité hydraulique de microvaisseaux individuels dans le mésentère de rats normaux et génétiquement modifiés dans des conditions de contrôle et d’essai à l’aide de techniques de microperfusion. Il s’agit d’une méthode pratique pour évaluer les mécanismes qui régulent la perméabilité des microvaisseaux et les échanges transvasculaires dans des conditions physiologiques.

Résumé

Expériences pour mesurer les propriétés de perméabilité des microvaisseaux perfusés individuellement fournissent un pont entre l'enquête des mécanismes moléculaires et cellulaires régulant la perméabilité vasculaire dans des monocouches de cellules endothéliales en culture et les propriétés des lits microvasculaires entiers de change fonctionnels. Une méthode pour canuler et perfuser microvaisseaux des veinules de mésentère de rat et de mesurer la conductivité hydraulique de la paroi des microvaisseaux est décrite. L'équipement principal nécessaire comprend un microscope intravitale avec une grande scène modifiée qui prend en charge micromanipulateurs de positionner trois microtools différents: (1) une micro-pipette de verre biseauté à Cathétériser et perfuser l'microvaisseaux; (2) un verre de micro-obturateur pour bloquer temporairement la perfusion et permet la mesure de mouvement d'écoulement d'eau transvasculaire à une pression hydrostatique mesurée, et (3) une tige de verre émoussé pour stabiliser le tissu mésentérique au niveau du site de ponction. La Landis micro-occlusion techniq modifiéeue utilise les globules rouges en suspension dans le liquide de perfusion artificielle comme marqueurs de mouvement fluide transvasculaire, et permet également des mesures répétées de ces flux conditions expérimentales sont modifiées et de la différence de pression osmotique colloïde hydrostatique et à travers les microvaisseaux sont soigneusement contrôlées. Les mesures de conductivité hydraulique première aide d'un liquide de perfusion de commande, puis après une nouvelle ponction de même avec les microvaisseaux perfusats de test permettre des comparaisons de la réponse des microvaisseaux dans ces conditions bien contrôlées jumelés. Les tentatives visant à étendre la méthode de micro-vaisseaux dans le mésentère des souris avec des modifications génétiques prévus pour modifier la perméabilité vasculaire ont été sévèrement limitée à cause de l'absence de longs microvaisseaux droites et non ramifiées dans le mésentère des souris, mais la disponibilité récente des rats avec des modifications génétiques similaires en utilisant la technologie / cas9 CRISPR est prévu d'ouvrir de nouveaux domaines de recherche où les méthodes décrites ici peuvent être appliquées.

Introduction

Microperfusion dans le système vasculaire consiste à établir un écoulement d'un liquide de perfusion de composition connue artificielle commandé par l'intermédiaire d'une micropipette dans un vaisseau sanguin généralement inférieure à 40 um de diamètre. Le récipient perfusé reste dans son environnement normal et de tissu est perfusé avec du sang de l'animal jusqu'à l'heure de canulation le. Lorsqu'il est utilisé en conjonction avec une gamme de l'imagerie vidéo ou techniques fluorométriques, microperfusion in situ permet de mesurer des débits d'eau et de solutés à travers les murs de microvaisseaux dans des conditions où les forces motrices de ces flux sont connus et les propriétés de perméabilité de la paroi vasculaire peuvent être directement évaluée. De plus, en contrôlant la composition du fluide entourant la microvaisseaux dans le tissu (perfusat et superfusat), la régulation de la perméabilité microvasculaire et l'échange peut être étudiée en activant les cellules endothéliales qui forment la paroi de microvaisseaux à être exposée à une variété de econditions Xperimental (agonistes, conditions de perfusion modifiés, les indicateurs fluorescents pour mesurer la composition et la signalisation intracellulaire) pour des périodes mesurées précisément de temps (sec) à h. En outre, les évaluations ultrastructurales ou cytochimiques de structures moléculaires cellulaires clés régissant la barrière peuvent être étudiés dans les mêmes microvaisseaux dans lequel la perméabilité est mesurée directement. L'approche forme ainsi un pont entre l'enquête des mécanismes cellulaires et moléculaires de modifier la fonction de barrière endothéliale chez les monocouches de cellules endothéliales en culture et enquête microvaisseaux intactes. Voir les commentaires suivants pour une évaluation plus approfondie 1-6.

Une limitation de microperfusion est qu'il peut être utilisé que dans des lits microvasculaires qui sont minces, transparentes et ayant une intégrité structurelle suffisante pour permettre une canule avec une micropipette de verre. Alors que les premières enquêtes utilisées microvaisseaux de grenouilles dans mésentère et mince cutanée angine muscle 7,8, de loin la préparation la plus couramment utilisée dans les modèles de mammifères est le mésentère de rat 9-15. La plupart des enquêtes ont porté sur les changements aigus de la perméabilité vasculaire étudié sur des périodes de 1-4 heures, mais des études plus récentes ont été étendus à des mesures sur les navires individuels 24-72 h après une première perfusion 12,16. La technologie CRISPR récemment mis au point, qui promet de faire des modèles de rats plus génétiquement modifiés disponibles pour l'étude de la régulation de la perméabilité vasculaire 17 devrait permettre aux méthodes décrites dans la présente communication à appliquer dans les microvaisseaux des veinules du mésentère dans ces nouveaux modèles importants de rat.

La méthode nécessite un microscope inversé équipé d'une platine de microscope construite sur mesure assez grand pour contenir à la fois la préparation des animaux et au moins trois micromanipulateurs utilisé pour positionner microtools à proximité de la cuve perfusé et d'aligner une micropipette de perfusion avec le navirelumen. Par exemple, une plate-forme de commande pour un étage xy de microscope (environ 90 × 60 cm) peut être fabriqué à partir d'une plaque d'acier 1 cm d'épaisseur avec un revêtement anti-rouille. La scène est attaché à une table d'index d'ingénierie ou deux diapositives en queue d'aronde montés à angle droit et reposant sur des piliers en téflon ou les transferts de billes pour le déplacement dans le plan horizontal. Une installation typique (voir la figure 2) a beaucoup en commun avec l'équipement de microscope et micropositionnement utilisée pour toute une gamme d'expériences de la microcirculation intravitale tels que ceux de mesurer seul flux sanguin du navire et de l'hématocrite, la livraison d'oxygène locale par le sang perfusé microvaisseaux, réglementation des lisses vasculaires le tonus musculaire, et l'accumulation de micro-vasculaire local des traceurs fluorescents injectés dans l'ensemble de la circulation. 18-26

L'aspect fondamental de la technique est la mesure de débit volumique (J v) sur une zone de surface définie (S) de la paroi de microvaisseaux. Accomplirce par la technique de Landis modifié décrit ici un microscope inversé simple, est adéquat. Une petite caméra vidéo est montée sur l'orifice de l'image et le signal vidéo, avec une base de temps supplémentaire, est affichée sur un moniteur vidéo et enregistrés soit sous forme numérique sur un ordinateur ou sous forme de signal numérique ou analogique sur un enregistreur vidéo. Une fois que la canule microvaisseaux est la partie de la microvaisseaux visible par la caméra peut être modifiée par déplacement de la platine et les manipulateurs en tant qu'unité sans perturber la canulation.

Mesure des flux de transvasculaires peut également être combiné avec des études plus détaillées à l'aide d'un microscope à fluorescence avec filtres appropriés sophistiqués tels que les plates utilisées pour les mesures de perméabilité soluté, la surveillance de la fluorescence du calcium cytoplasmique rapport ou d'autres mécanismes cellulaires, et l'imagerie confocale 6,12,13, 27. Un avantage clé de toutes les approches de microperfusion est la capacité de faire des mesures répétées, sur le même navire, Sous changement contrôlé de la force motrice telles que des pressions hydrostatiques et oncotiques, ou changement induit dans les réponses des navires à des conditions inflammatoires. La conception la plus commune est une comparaison par paires de la conductivité hydraulique mesurée (L p) sur le même navire avec le premier récipient perfusées via une micropipette remplie d'un liquide de perfusion de contrôle et la suspension de globules rouges à établir un état ​​de référence de perméabilité, puis avec un second pipette avec l'agent de test ajouté au perfusat. Canulations multiples sont possibles avec le cycle répété après reperfusion avec la pipette de commande.

Le présent protocole démontre la canule et microperfusion d'un navire veinulaire dans mésentère de rat pour enregistrer les flux d'eau à travers la paroi des microvaisseaux et mesurer la L p de la paroi de la cuve, un indice utile de la perméabilité de la voie commune pour l'eau et de solutés à travers le intacte barrière endothéliale. La procédure est appelée la techniq modifié Landisue parce que le principe Landis originale d'utiliser le mouvement relatif des globules rouges comme une mesure de l'échange fluide transvasculaire après perfusion est bloqué est préservée 28, mais l'éventail des conditions expérimentales (par exemple, les différences de pression oncotiques hydrostatiques et de l'albumine à travers la paroi des microvaisseaux) disponible après microperfusion est beaucoup plus grande que dans le sang perfusé microvaisseaux uncannulated 8,29.

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Protocole

Déclaration éthique: Toutes les procédures ont été examinés et approuvés par le Comité de protection des animaux et l'utilisation institutionnelle.

1. Fabrication préliminaire de Micropipettes, retardateurs, et bloqueurs

  1. Tirer plusieurs tubes capillaires en verre de borosilicate propres en utilisant un extracteur moitié électronique ajustée de sorte que, lorsqu'il est tiré, la partie étirée du tube est d'environ 1 cm de longueur et les deux moitiés sont quelque peu symétrique. Assurez-vous que le cône est compatible avec les dimensions à la figure 1. Utilisez les deux moitiés pour micropipettes, retardateurs et les bloqueurs.
    1. Bevel micropipettes utilisant un air entraîné meule 30 avec 0,5 um papier abrasif baigné avec de l'eau. Régler l'angle du support de micropipette de sorte qu'il est d'environ 30 degrés par rapport à l'horizontale.
    2. Bien laver et sécher les micropipettes en utilisant aspiration pour tirer l'acétone propre à travers la pointe et jusqu'à l'arbre. Inspectez les micropipettes (Figure 1A) à l'aide d'un petit microscope droit avec 4 × 40 × et objectifs équipés d'un support de micropipette pince crocodile et d'un réticule de l'oculaire.
    3. Sélectionnez micropipettes avec embout ouverture d'environ 50 um de long avec un biseau dont le rapport longueur / largeur est entre 3,1 et 3,5 et un point fortement conique qui aide à pénétrer les fibres de collagène difficiles dans le mésentère.
    4. Stockez 15-20 micropipettes de légèrement différentes tailles dans une boîte sans poussière.
  2. Assurez retardateurs utilisant des tubes capillaires tirés préparés à l'étape 1.1). Tenez un tube capillaire en verre tiré brièvement près d'un microflamme pour former une extrémité émoussée (figure 1B). Stocker plusieurs dans une boîte sans poussière.
  3. Assurez microoccluders utilisant des tubes capillaires tirés préparés à l'étape 1.1). Tenez un tube capillaire tiré sous un microflamme et doucement plier (en utilisant un adaptateur de tube, par exemple., 23G) de la pointe fine (environ 4 mm de la pointe) pour faire un angle de près de 120 degrés à l'arbre ( Figure 1C). Marque et stocker plusieurs.

2. Préparation des animaux et de chirurgie

  1. Anesthetize mâle (350-450 g) ou des rats femelles Sprague-Dawley (200-300 g) avec du pentobarbital sodique (80 à 100 mg / kg, Sigma-Aldrich, P3761) par injection sous-cutanée; protéger le mésentère par ne pas utiliser l'injection intrapéritonéale.
  2. Tout au long des procédures chirurgicales et des protocoles expérimentaux, de maintenir l'anesthésie par des injections supplémentaires (30 mg / kg) selon le besoin. Déterminer profondeur de l'anesthésie par pincement de l'orteil ou réflexe cornéen. Après achèvement de la procédure expérimentale, le rat euthanasie par surdose de pentobarbital ou injection intra-cardiaque de chlorure de potassium saturé sous anesthésie.

3. Préparer des solutions et des érythrocytes pour une utilisation comme Flow Markers

  1. Préparer la solution de Ringer mammifère pour superfusat et la solution de contrôle de perfusat (acide généralement le mammifère de solution de Ringer contenant 10 mg / ml grasalbumine libre de sérum bovin, BSA).
    1. Filtre de perfusion grâce à 0,2 um filtres seringue pour éliminer les particules minuscules qui pourraient bloquer la pointe de micropipette; filtrer dans un petit récipient propre.
  2. Préparer érythrocytes par étirage d'environ 0,2 ml de sang de la veine de la queue du rat anesthésié dans une aiguille de 20G sur une petite seringue contenant 0,05 ml d'héparine (1000 U / ml) et transférer dans un tube de 15 ml de centrifugeuse contenant environ 14 ml de mammifère solution une solution de Ringer .
    1. Centrifugeuse pour emballer en douceur les cellules rouges (environ max 200 g pendant 7 min). Dessinez le surnageant et remettre en suspension les globules rouges dans la solution de Ringer.
    2. Après centrifugation et retrait du surnageant trois fois laisser les globules rouges concentrés dans le fond du tube pour une utilisation ultérieure. Notez que cette procédure permet de réduire les plaquettes dans perfusats finale à moins de 0,1% des niveaux normaux 31.

4. Disposer les tissus de l'animalPlateau

  1. Raser l'abdomen du rat anesthésié par le dessous du nombril au processus xiphoïde. Assurez-vous que la zone rasée étend autour du côté droit (pour rat placé sur le côté droit) de sorte que les cheveux ne fait pas une mèche d'attirer l'superfusat hors du tissu ainsi. Enlever les poils coupés avec un tampon de gaze ou un tissu mouillé.
    1. Maintenez la peau avec un instrument contondant pince dentelées et faire une incision ligne médiane (2-3 cm de long) à travers la peau en utilisant une paire de ciseaux robustes. Utilisation d'une amende (IRIS) ciseaux font une incision similaire, par la ligne blanche, soulever la paroi abdominale avec des pinces dentelées pour éviter d'endommager l'intestin.
    2. Avec l'animal sur le côté sur le plateau de l'animal, tirez doucement l'intestin de la cavité abdominale à l'aide d'applicateurs coton-tige (bâton de bois) trempés dans une solution de Ringer et une pince dentelées contondants. Disposer l'intestin dans le tissu même de sorte que le mésentère est drapée sur le pilier pour la visualisation au microscope en prenant soin d'éviter de toucher le mésentère (poteendommager ntially microvaisseaux) soit avec des forceps ou de coton.
      Remarque: Le plateau des animaux (figure 2A) peut être construite à partir de plexiglas et nécessite un tissu bien (environ 3 mm de profondeur), un pilier optiquement clair (par exemple, le quartz poli environ 2 cm de diamètre et 5 mm de haut.), Et un coussin chauffant ajustée pour maintenir la température de l'animal. L'épaisseur de la colonne ne doit pas dépasser la distance de travail de l'objectif.
  2. Placez le bac animale sur la platine du microscope afin que le mésentère est visible à travers les oculaires.
  3. Placez une ligne de goutte à goutte par gravité à superfuse permanence le mésentère avec la solution de Ringer mammifère maintenue à 35-37 ° C. Utilisez des tampons de gaze pour maintenir l'intestin en place, pour conserver l'humidité, et la mèche de la solution de Ringer excès de la surface. Régler le débit de l'effluent et aspirer à maintenir une épaisseur de superfusat cohérente.
  4. Identifier les cibles microvaisseaux veinules, qui sontsegments linéaires en aval de l'écoulement convergente, une ou deux branches distales de vrais capillaires. Trouver un vaisseau non ramifié (idéalement, 600 à 1000 mm de longueur) ayant flux sanguin rapide et exempt de cellules blanches collées sur la paroi du vaisseau.
  5. Placez le microvaisseaux de test dans le centre du champ de microscope et déplacer le dispositif de retenue en position à proximité du site de ponction choisi.

5. Remplissez Micropipette et Mount Holder

  1. Juste avant cannulating, suspendre les globules rouges dans le perfusat. Ajouter 7 pi de globules rouges à 0,5 ml de perfusion dans un tube à essai de borosilicate propre. Remarque: les hématocrites de 1-3% peuvent être utilisés, mais hématocrite cohérente seront conduire à des concentrations de perfusat cohérentes de toutes les substances libérées par les globules rouges.
  2. Monter une seringue de 1 ml avec un adaptateur de tube de 23G et PE 50 tubes (5-15 cm de longueur). Dessinez le mélange de cellules de perfusion / rouge dans la seringue. Inversez la seringue de mélanger et d'expulser toutes les bulles à partir de tubes etadaptateur. Pour une efficacité accrue, des tubes en forme à plusieurs seringues avant l'expérience commence et les conserver dans une boîte sans poussière ou un sac plastique.
  3. Remplir la micropipette en faisant avancer le tube dans la grande extrémité de la micropipette jusqu'à venir en butée de la région conique. Appliquer une poussée rapide douce sur le piston de la seringue pour remplir la pointe de la micropipette. Remarque: Un petit ruisseau ou gouttelettes doivent être visibles à la pointe de mettre en évidence le remplissage complet.
  4. Retirer le tube tout en poussant doucement sur le piston pour remplir la partie la plus large de l'arbre de micropipette. Retirer petites bulles dans l'arbre de large en feuilletant attentivement l'arbre de micropipette. Remarque: Une procédure similaire a été illustrée 32.
  5. Placer la micropipette dans un support de pipette avec un orifice latéral qui permet une connexion de fluide continu à un manomètre à eau. Veiller à ce que le titulaire, qui est attaché à un entraînement hydraulique utilisé pour contrôler très fine avancement de la micropipette, est à un léger angle (15-25 °)à l'horizontale de sorte que le bord du cône de micropipette ne touche pas l'intestin ou d'un plateau.
  6. Monter l'entraînement hydraulique sur un micromanipulateur mobile, qui a x, y et z lecteurs pour permettre un alignement étroit de la cuve d'essai (figure 2).
  7. Régler la pression hydrostatique appliquée sur le fluide dans la seringue en utilisant une micropipette ou poire en caoutchouc rempli d'eau pour modifier la hauteur de liquide dans la colonne d'eau du manomètre à environ 40 cmH 2 O au-dessus du mésentère.
  8. Cathétériser l'microvaisseaux dès que possible après le remplissage de la pipette; globules rouges se déposent au fond de la pipette, de sorte que, après environ 40 min très peu de globules rouges seront versés dans le récipient.

6. Microcannulation et microvasculaire mesure de pression

  1. Avant de positionner la micropipette remplie sous le microscope, appuyez doucement sur le dispositif de retenue sur le tissu près de la microvaisseaux appliquer une force suffisante pour saisir le tissu. Dessinez lerestrainer à dos, légèrement en étirant le tissu conforme à l'microvaisseaux de sorte que les contraintes dans les fibres de collagène mésentériques sont alignés avec le récipient.
    1. Aligner la micropipette avec le navire et l'abaisser dans vue à travers les oculaires. Placez la pointe juste en amont du site de ponction choisi et l'abaisser sur le tissu afin qu'il obstrue partiellement l'écoulement dans le vaisseau, mais ne pas obstruer.
  2. Cathétériser la cuve par la conduite de la pointe de la pipette lentement dans la lumière du vaisseau à l'aide de la commande hydraulique. Veillez à ne pas pousser à travers la partie inférieure de la cuve.
    Remarque: Comme la micropipette entre dans le lumen, le perfusat lave rapidement le sang dans le récipient hors de la lumière et perfusat librement flux en circulation de l'distale de l'animal à la microvaisseaux d'essai, en déplaçant une partie de la perfusion sanguine normale dans les vaisseaux en aval.
  3. Abaisser la pression de perfusion en ajustant le manomètre jusqu'à ce que le sang (comme indiquépar les globules rouges de l'animal) est tiré en arrière dans le segment perfusé; ce qui détermine la pression d'équilibre où les globules rouges oscillent doucement dans la lumière du vaisseau et mesure la pression hydrostatique des microvaisseaux (P c) à l'extrémité distale du segment de microvaisseaux. Maintenir navire perfusion à toutes les pressions au-dessus de cette pression de l'équilibre.

7. Microocclusion et collecte de données

  1. Etape facultative: Avant d'utiliser le micro-dispositif d'occlusion pour bloquer le navire, l'enfoncer dans le tissu dans une zone non utilisée du mésentère loin de tout navire de telle sorte que la pointe accumule une amende pad de tissu qui protège le navire expérimental au cours micro répétée occlusions.
  2. Placer le dispositif de blocage au-dessus du récipient perfusé à proximité du bord inférieur du champ de microscope.
  3. Consigner les renseignements suivants avec la vidéo et l'audio.
    1. Enregistrer verbalement l'emplacement du site de bloc et le bord inférieur de l'écran comme on le voit sur le réticule d'oculaire.
    2. Avec la pointedu bloqueur placé juste au-dessus de la microvaisseaux, utilisez le z contrôle fin de l'micromanipulateur pour abaisser doucement le bloqueur jusqu'à ce que le flux dans la cuve est obstruée. Notez la pression du manomètre (P c) sur audio. Appliquer occlusion typiquement pour 3-10 secondes, puis relâchez, la restauration de la perfusion libre. Déplacez le site de bloc le navire vers la pointe de la pipette en 5-10 pm étapes en fonction du temps (> 5 min après le bloc initial à un site), le nombre d'occlusions (3-5), pour empêcher navire dommages murale sur le site de bloc .

8. Analyse des données et la mesure de L p (perméabilité à l'eau)

  1. Pendant la lecture vidéo, déterminer la distance initiale (ℓ 0) à partir d'un marqueur cellulaire rouge pour le site de l'occlusion par l'utilisation d'une image d'un micromètre et les positions connues sur les images. Déterminer la vitesse initiale (dl / dt) de la cellule de marqueur à partir de sa position en plusieurs trames au cours de la seconde 10.3 des images enregistrées. Dissuadermienne rayon de la cuve (r) à partir des images prises pendant l'occlusion (Figure 3).
  2. Calculer J v / S pour chaque occlusion (dl / dt) x (1 / ℓ 0) x (r / 2). Calculer L p à une pression constante (J V / S) divisée par la pression de conduite (pression des microvaisseaux - pression osmotique colloïde efficace; voir Discussion).

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Résultats

La figure 4 montre les résultats de la mesure de l'évolution dans le temps des changements de L p dans un rat veinulaire microvaisseaux canule successivement avec quatre perfusats. 33 L'amplitude de L p calculée à une pression constante a été utilisée comme mesure de l'évolution des microvaisseaux paroi perméabilité, d'une part dans l'état de commande avec un liquide de perfusion contenant 1% d'albumine de sérum bovin, puis lorsque le navire a été...

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Discussion

Détails de L calculs p. Bien que le mouvement du fluide transvasculaire se produit alors que le navire est librement perfusé, tel échange est trop petite pour être mesurée pendant la perfusion libre car elle est généralement moins de 0,01% du taux de perfusion de navire. Toutefois, lorsque la perfusion est temporairement arrêté par occlusion de la microvaisseaux, écoulement transvasculaire (par exemple, filtration) est mesurée à partir de la circulation des globules rouges de marquage dans l...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les Instituts nationaux de la Santé et des subventions HL44485 HL28607.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
MICROSCOPE, TABLE ET PLATINE
microscope inversé (type métallurgique) avec tête trinoculaire pour la vidéo : exempleOlympusCK-40essayez de placer les oculaires plus haut par rapport à la platine - vous devez regarder à travers les oculaires tout en atteignant le haut de la platine au-dessus des micromanipulateurs intermédiaires microscope
inversé (type métallurgique) avec tête trinoculaire pour la vidéo : exempleLeicaDMILessayez de placer les oculaires plus haut par rapport à la platine - vous devez regarder à travers les oculaires tout en atteignant le haut de la scène sur les micromanipulateurs intermédiaires
diamètre étroit, longue distance de travail objectif : exempleNikonNikon E Plan 10 & times ; / 0.25 LWD
cela devrait être lourd pour réduire les vibrations
Table Unislide x-y : glissières en queue d’arondeVelmexAXY4006W1
VIDEO
Caméra vidéo CCD : exemplePulnixTM-7CN (n’est plus disponible)pas besoin de couleur système
capture vidéo avec audio--système de lecture vidéo générique
(image complètement fixe, mouvement d’une seule image)
petit microphone
MICROMANIPULATEURS, SUPPORTS
micromanipulateur, XYZ (3)Prior/Stoelting (n’est plus disponible)recherchez un Z fin, et une plus grande plage de course dans les entraînements grossiers pour faciliter le positionnement entraînement
de sonde hydraulique, unidirectionnelFHC50-12-1Cbesoin d’acheter soit un entraînement manuel, soit un entraînement électronique
manuel du tambour  ;FHC50-12-9-02
ou entraînement hydraulique, 3 voiesSiskiyou CorporationMX610 (1 voie) ou MX630 (3 voies)idéal pour les bras courts, rempli d’eau et doit être renvoyé pour recharge ~ tous les 2 ans
connecteurs/tiges/supportsSiskiyou CorporationMXC-2.5, MXB etc.
étau à goupilleStarrett162Cpour maintenir le support de pipette de retenue
World Prescision InstrumentsMPH3
manomètre à eau ~120 cm
PLATEAU DE
Plexiglas transparent pour plateau de microscope pour animal
3/4 pouce disque de quartz poli ~1/4 pouce de hauteurQuartz Scientific Inc.personnalisé  ;( ou plexiglas poli, verre) ; assurez-vous que la hauteur est inférieure à la distance de travail de la
colle plexiglas de l’objectif (Weld-on 4 : ATTENTION CANCÉRIGÈNE)
adhésif médical pour puits de tissuNuSilMED-1037
Tapis chauffant tout usage en caoutchouc de silicone, 5 « L x 2 » WCole ParmerEW-03125-20chauffage pour plateau de microscope - nécessite un cordon et un contrôleur--Version 240V disponible
Adaptateur de cordon d’alimentation pour radiateurs et kits Kapton, 6 pi, 120 VACCole ParmerEW-03122-75
STACO 3PN1010B Contrôleur à tension variable, 10 A ; 120 V In, 0-140 V OutCole ParmerEW-01575-00
PIPET MANUFACTURE
extracteur de pipette verticalSutter Instrument CompanyP-30 avec filament
Tube capillaire à paroi mince de 1,5 mm de diamètre extérieurSutter Instrument CompanyB150-110-10
meuleuse de pipette pierre à air et microscope de dissection--voir la référence dans le texteou achetez un paquet de Sutter Instruments ou World Precision Instruments
RX Machine de rodage, System IIRX Honing Machine CorporationMAC-10700 Rx System II Machinealternative pour la pierre à air, à utiliser avec un microscope de dissection monté à un angle
  ;   ; avec disque d’affûtage en céramiqueRX Honing Machine Corporationutiliser « tel quel » ou fixer
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plate-forme de scène - 1/2 pouce ou 1 cm atelier de soudage de tôle d’acier de entraînement MICROSCOPEnichrome des

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