Extraction séquentielle de soluble et insoluble alpha-synucléine de Brains parkinsoniens

Summary

Ici, nous présentons un protocole pour l’isolement de l’alpha-synucléine (α-syn) de plus en plus insoluble/agrégée à partir de tissu cérébral humain post-mortem. Grâce à l’utilisation de tampons à la résistance détergente croissante et à des techniques d’ultracentrifugation à grande vitesse, les propriétés variables de l’agrégation α-syn dans les tissus malades et non malades peuvent être examinées.

Abstract

L'alpha-synucléine (α-syn) protéine est abondamment exprimé principalement dans les neurones, et existe dans un certain nombre de différentes formes monomères, - des tétramères, des oligomères et des fibrilles. Au cours de la maladie, α-syn subit des changements conformationnels pour former des oligomères et des agrégats de haut poids moléculaire qui tendent à rendre la protéine plus insoluble. Anormalement agrégé α-syn est une caractéristique neuropathologique de la maladie de Parkinson (PD), la démence à corps de Lewy (DCL) et l'atrophie de systèmes multiples (MSA). La caractérisation et l'analyse des insolubles tampons d'alpha-syn utilisant avec augmentation de la force de détergent et ultracentrifugation haut débit biochimique fournit un outil puissant pour déterminer le développement de la pathologie α-syn associée à la progression de la maladie. Ce protocole décrit l'isolement de / agrégée α-syn plus en plus insoluble de tissus post-mortem du cerveau humain. Cette méthode peut être adaptée à des études avec des modifications de α normal et anormal-syn biologie dans les modèles animaux transgéniques portant des mutations différentes de a-syn, ainsi que dans d'autres maladies neurodégénératives qui présentent des dépôts fibrillaires aberrantes de protéines liées à leurs pathologies respectives.

Introduction

L'une des caractéristiques pathologiques principales communes parmi plusieurs maladies neurodégénératives est la formation d'agrégats de protéines anormales qui se produit dans une protéine / maladie de manière spécifique ^une. Ainsi, il ya les extraneuronales plaques bêta-amyloïdes caractéristiques et les dépôts de la protéine tau dans les neurones hyperphosphorylées agrégées dans la maladie d'Alzheimer (MA); les dépôts d'alpha-syn agrégées à corps de Lewy (LBS) qui sont des inclusions intraneuronales, et également au sein des processus dystrophique neuronale appelés neurites de Lewy (LNS) à PD, PD et la démence à corps de Lewy (de DLBs) ^2-4. Dépôts alpha-syn anormales sont également observées dans les lésions Poinçon de inclusions cytoplasmiques gliales dans MSA ^5. Dans la maladie de Huntington, il ya les dépôts Poly-Q caractéristiques et liaison à l'ADN Tar anormale de protéine-43 et fusionné dans les protéines de sarcome (FUS) sont déposés dans les démences fronto-temporales. Il est important pour les PD, les mutations du gène α-syn ont été trouvés à cauSE autosomique dominante PD ^6-11. En outre, α-syn gène triplication ^{12 et 13} duplication provoque également PD familiale reliant ainsi l'expression accrue α-syn les mécanismes pathologiques de la PD. Notamment, les cas de PD fois sporadique et familiale abritent des dépôts anormaux de α-syn pathologie ^14. Traitements actuellement disponibles pour PD ne sont palliatifs et n'a aucun effet sur l'arrêt ou retarder la progression de la maladie inexorable.

α-syn est abondamment exprimé dans le cerveau humain et représente environ 1% de la protéine totale du cerveau. Il est présent plus spécifiquement dans les neurones, mais peut exister mais dans des quantités plus faibles dans les cellules gliales. Un point litigieux est la structure native de α-syn qui peut exister en tant que monomère aléatoire ¹⁵ ou comme un tétramère ¹⁶ plié. Au cours de la maladie, α-syn change de conformation qui lui permet d'obtenir mal repliées et ce procédé est considéré comme étant la cause de la maladie de pathogenesis. Malgré plusieurs années de recherches sur les aspects physiopathologiques de α-syn et les maladies, les causes exactes de la maladie ont des mécanismes resté inaccessible ^14.

Les études utilisant l'analyse post-mortem de cerveaux parkinsoniens ont jusqu'ici donné des indices importants concernant la biologie normale et anormale de α-syn tant en PD sporadique et aussi PD associée à des mutations dans le gène LRRK2 ^17-22. Ici, un protocole d'extraction biochimique (voir schéma présenté dans la figure 1) pour les dépôts d'alpha-syn plus en plus insolubles de tissus post-mortem PD du cerveau humain qui abritent des agrégats α-syn à des degrés divers a été décrite. Cette technique peut également être adapté avec des modifications dans les compositions de tampons pour étudier les protéines agrégées d'autres maladies neurodégénératives ^23,24 et également à partir de tissu animal transgénique cerveau ^25-27. La principale considération les adaptations sont les différences dans solubilité et le montant total des protéines respectives dont certains sont principalement nucléaire et peuvent avoir besoin de tampons riches en sel pour l'extraction optimale comme le montre par FUS ^28.

Protocol

Tissu cérébral post-mortem a été donné à Queen Square Banque de cerveaux pour les troubles neurologiques, University College de Londres, Institut de neurologie en utilisant des protocoles éthique approuvées et stockées pour la recherche en vertu d'une licence délivrée par l'autorité de tissus humains (ETS) au Royaume-Uni (. Pas 12198). Voir la liste des cas utilisés pour ce protocole (tableau 1).

1. Préparation des tampons

1. Préparer 1X TBS (solution saline tamponnée au Tris) tampon:
   1. Préparer 10X TBS tant que solution de 500 mM Tris-HCl pH 7,4 et 1 500 mM de NaCl.
      1. Peser 60,5 g de Tris-Cl pH 7,6 et 87,6 g de NaCl dans 800 ml d'eau de haute pureté. Ajuster le pH avec HCl 1 M et de faire le stock volume final à 1 L.
   2. Préparer la concentration finale de 1X TBS par dilution de la 10 fois dans de l'eau distillée.
   3. Ajouter inhibiteurs de la protéase (PI), (1 comprimé par 50 ml de tampon) et Phos-stop comprimés d'inhibiteur de la phosphatase (1 comprimé par 10 ml de tampon) àabroger les effets des actions enzymatiques non spécifiques de protéases et phosphatases.
      Remarque: Ici, nous avons utilisé l'enzyme inhibiteur de comprimés, mais également Roche autres inhibiteurs disponibles dans le commerce peuvent être utilisés selon les instructions du fabricant.
2. Préparer du tampon TBS-SDS en ajoutant 5% p / v de sodium dodécylsulfate (SDS) à 1 X TBS (pH 7,4) tampon. Chauffer la solution à 60 ° C avec agitation constante en utilisant un agitateur magnétique pour solubiliser SDS.
3. Préparer du tampon TBS-SDS-urée par addition d'urée à une concentration finale de 8 M p / v de tampon 1X TBS-SDS (pH 7,4). Chauffer la solution à 60 ° C sous agitation constante sur un agitateur magnétique pour dissoudre l'urée.

2. Homogénéisation de l'échantillon et différencié Ultracentrifugation

Remarque: La partie suivante de l'œuvre implique la manipulation des tissus cérébraux humains selon les règles de l'ETS au Royaume-Uni. Procédures normalisées d'exploitation locales sont suivies du tout times. Les échantillons de cervelle sont disséqués à partir de blocs de cerveau congelé et du matériel de tissu homogénéisé dans un microcabinet maintenu à pression négative. Les blouses jetables gants, masque pour le visage, plus-chaussures protecteurs et des lunettes de sécurité sont portés tout au long de la procédure. Déchets de tissus humains est jeté après autoclave à 121 ° C pendant 20 min pour une élimination sécuritaire. Sharps (Les lames de scalpel) sont disposées dans un contenant approprié pour le confinement et l'élimination sécuritaire.

1. Prenez un morceau de tissu humain congelé (environ 0,5 g en poids de la région des noyaux gris centraux) et émincer rapidement en petits fragments (environ 1 mm ²⁾ sur la glace à l'aide d'une petite boîte de Pétri et une lame de scalpel stérile. Utilisez une boîte de Petri séparée et lame de bistouri pour chaque échantillon. Recueillir le tissu haché dans un tube de 15 ml et ajouter 10 volumes de tampon glacé 1xTBS au tube.
2. Homogénéiser les échantillons en utilisant un homogénéisateur à 20 000 tours par minute mécanique pendant 10 s. Refroidir sur glace pendant 2 min. Répétez cette étape trois foiss.
   Note: Ceci est fait de sorte que les échantillons ne sont pas chauffés tout en homogénéisant.
3. Clarifier par centrifugation à 1 000 g pendant 5 min à 4 ° C. Jeter pastille de matériau non homogénéisé.
4. Prenez surnageant (homogénat brut), ajouter au polycarbonate tubes de centrifugation (taille d'un tube dépend de la taille du rotor) et équilibrer soigneusement. Centrifugeuse à 100.000 g pendant 1 h à 4 ° C.
5. Conservez surnageant car cela est la fraction soluble SCT.
6. Laver culot deux fois en cinq volumes de tampon 1X SCT et centrifuger chaque fois à 100 000 g pendant 15 min à 4 ° C. Jeter les surnageants.
   1. Reprendre le culot final en soniquant le culot pendant 10 sec à 20 KHz à environ 5 volumes de 1X TBS-SDS à RT.
      Note: Avant l'addition des échantillons contenant de tampon SDS devrait être portée à 10 ° C pour éviter la précipitation SDS.
   2. Ultracentrifugation à 100.000 g pendant 30 min à 25 ° C.
7. Conservez surnageant comme cela est ee SDS fraction soluble.
   1. Laver culot deux fois dans 5 volumes de tampon 1X TBS-SDS à température ambiante. Centrifugeuse à chaque fois à 100.000 g pendant 15 min à 25 ° C.
   2. Solubiliser le culot final dans 50 pi de tampon 1X TBS-SDS-urée en utilisant un appareil à ultrasons fixé à 20 KHz pour 10 secondes pour atteindre solubilisation complète; cette est appelée la fraction soluble de l'urée.
8. Doser chaque fraction de teneur en protéines totales en utilisant un kit de dosage de protéine du commerce, selon le protocole du fabricant. Diluer les échantillons TBS-SDS-urée de 1: 1 avec du tampon TBS 1X pour permettre la compatibilité avec les réactifs de dosage des protéines. Des échantillons de gel de petites aliquotes (20 pi) à -80 ° C afin de réduire les cycles de gel-dégel.
   Remarque: l'ajout de 10% de glycérol à des échantillons est recommandé pour le stockage à long terme à -80 ° C.

3. Immunoblotting des échantillons et Analyse des résultats

1. Exécuter des échantillons du SCT, TBS-SDS et extraits TBS-SDS-urée sur 10 et 4-12% de gel Bis-Tris polyacrylamideavec MOPS comme tampon en utilisant des techniques standard. Voir Gallagher et Chakravarti (2008) ²⁹ pour un protocole de western blot détaillée.
2. Charge: 10 ug de protéine de chaque échantillon sur chaque piste et aussi d'un marqueur de poids moléculaire pour SDS et TBS et des fractions urée.
3. Exécuter gel à 200 V pendant 1 heure ou jusqu'à ce que le colorant bleu de tampon de charge a atteint le fond du gel.
4. Transfert des protéines à partir de gels électrophorèse sur des membranes de nylon ^28, pré-humidifié la première fois en 100% de méthanol, puis dans le tampon de transfert contenant 20% de méthanol. Fournir une marque d'identification sur le transfert pour déterminer le côté de la protéine et l'orientation des poids moléculaire des marqueurs de taille.
   1. Sandwich du gel avec la membrane aux côtés de papier filtre humide. Le placement correct de la membrane est cruciale avec la membrane entre le gel et l'anode. Effectuer le transfert pendant 2 h à 40 V.
   2. Maquillage 1X PBS-Tween (PBS 1X-T) tampon: dissoudre une tablette de PBS dans 200 mleau pour donner 0,01 M tampon phosphate, 0,0027 M de chlorure de potassium et 0,137 M de chlorure de sodium, pH 7,4.
   3. Bloquer la membrane dans une solution de BSA à 5% dans du PBS-T 1X pendant 30 min sous agitation à 70 tours par minute. Ceci permet d'éviter la liaison non spécifique de l'anticorps primaire à la membrane.
5. Sonder le buvardage des protéines avec 6 ml d'α-syn anticorps primaire Syn-1 (BD Biosciences; anticorps monoclonal de souris) à 1: 750 dilution (O / N à 4 ° C), suivie par une série de lavages avec du PBS 1X-T ( 3 x 5 min à chaque fois) ^28.
6. Incuber la tache avec le HRP appropriée conjugué anticorps secondaire au 1: 2000 dilution pour 30 min. Effectuer une série de lavages (3 x 5 min à chaque fois) avec 1X PBS-T.
   1. Plongez taches en solution de chimioluminescence amplifiée pendant 15 secondes dans une pièce sombre. Taches de couvrir avec un film alimentaire et placer des films d'autoradiographie contre la tache avec de la protéine côté jusqu'à dans une cassette étanche à la lumière pour capter les signaux appropriés (bandes de taille appropriée).
   2. Développer des films d'autoradiographie dans un révélateur automatisé.
      Remarque: Les transferts peut également être développé manuellement à l'aide révélateur et le fixateur d'une source commerciale dans le cas d'une machine automatisée de développeur ne sont pas disponibles.
7. Incuber le western blot avec 6 ml de western blot tampon de décapage pendant 10 min avec agitation constante pour dépouiller les blot des anticorps signaux α-syn. Suivez les étapes jusqu'à 3,43 3.6.2 en utilisant un anticorps primaire bêta-actine (monoclonal de souris) à 1: 8000 dilution.
8. Numérisation et conversion de l'image finale en une image et mesurer les densités Tiff utilisant NIH ImageJ à des fins de quantification (un logiciel téléchargeable gratuitement).
   Remarque: Le logiciel permet la lecture des densités de surface relative d'intérêt (les bandes de taille appropriée) et les données peut être exprimée soit comme un rapport de α-syn densité / β-actine (gène de la maison de maintien) en unités arbitraires ou sur sa propre maison quand un gène de conservation est non valide (comme dans le cas des échantillons d'urée-soluble).

Results

TBS, SDS et urée soluble protéines extraites à partir de ganglions de la base selon le protocole illustré à la figure 1 ont été passés sur des gels et un immunotransfert avec l'anticorps monoclonal de souris Syn-1 α-syn anticorps primaire. Les fractions solubles SCT affichent la présence de monomère α-syn (~ 14 espèces kDa) dans les cas de PD et de contrôle examinées (figure 2A). Les fractions solubles SDS ont également montré abondante monomère α-syn dans les trois sous-types de cas étudiés comme affiché dans le bas blot d'exposition (figure 2C). Les cas de PD ont également montré poids moléculaire (MW) espèces supérieures de alpha-syn comme on le voit sur ​​le transfert de forte exposition, qui sont susceptibles d'être des oligomères (figure 2C). Les fractions solubles dans l'urée provenant de cas de PP ont montré des quantités élevées de monomères a-syn, des oligomères et des espèces agrégées cas par rapport au témoin. Les cas de MP idiopathique néocorticales démontrent montants plus élevés de AGGREG espèces ATED α-syn, tandis que les cas limbiques montrent des niveaux intermédiaires de insoluble α-syn. Les deux fractions du SDS et d'urée de cas de MP idiopathique montrent des niveaux variables de produits d'alpha-syn tronquées à 12 kDa et 6 kDa comme décrit ^20. En revanche, les cas de contrôle n'a pas montré de α-syn insoluble ou agrégée (figure 2E). Mesures semi-quantitatives densité reflètent la quantité de charge LB comme categoriesd utilisant α-syn immunohistochimie démontrant le caractère insoluble de agrégée α-syn (figure 2B, 2D, 2F) dans les cas de PD néocortex et limbiques.

Figure 1. Schéma d'insolubles α procédure d'extraction -syn.rget = "_ blank"> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2. immunoblots représentatifs de niveaux -syn alpha de PD et contrôler les tissus humains. SCT, SDD et les fractions solubles dans l'urée à partir de ganglions de la base (une région qui abrite α-syn pathologie dans les cas de DP) des cas de MP idiopathique et neurologique normale (témoin) cerveaux ont été analysés pour la présence de α-syn immunoblot en utilisant de l'Ouest. 10 ug de protéine ont été chargés sur chaque ligne. Dans SCT fractions (A), principalement monomères α-syn sont présents dans tous les cas. En SDS des fractions (C), des oligomères d'α-syn sont considérés en même temps que les monomères principalement dans le tissu PD. Dans fractions d'urée (C), les monomères, oligomères et agrégée α-syn sont variablement exprimé dans le cas de PD réflectineg de leur charge respective LB. Les échantillons témoins normaux sur le plan neurologique montrent la présence de seulement de petites quantités de monomère α-syn. S'il vous plaît noter produits de dégradation possibles de α-syn sont observés dans certains des cas avec une charge élevée LB. La tête de flèche pleine représente la forme monomère de α-syn. Le * représente peut-être une forme de C-terminale tronquée de α-syn comme décrit précédemment ^20,26. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Cas	Sexe	à l'âge de ans	délai post-mortem (heures)	pH de tissu
Néocorticale 1	M	82	40	6.3
Néocorticale 2	F	75	35,3	6.4
Limbique 1	M	81	28,5	6.2
Limbique 2	F	79	36,5	6.2
Contrôle 1	M	80	38	6.1
Contrôle 2	F	83	32,5	6.3

Tableau 1. démographie limitée des cas utilisés

Discussion

Cet article décrit un protocole biochimique pour l'extraction et l'examen des propriétés de solubilité différentielle de monomères, oligomères et agrégées α-syn de cerveaux malades et en utilisant des conditions de dénaturation du gel de fonctionnement. Ceci est une technique bien établie pour étudier agrégé α-syn ^{17, 18, ​​20, 21} une protéine qui est normalement soluble dans sa forme native mais le gain propriétés d'agrégation amyloïdogéniques ou augmentée, avec la progression de la maladie ou présentant des mutations génétiques. Néanmoins, certains groupes ont utilisé de légères variations de concentrations de SDS dans leurs tampons (8% ou 10% au lieu de 5%) ^{21,22, 30.} Le SDS est un détergent anionique et solubilise α-syn oligomères qui peuvent inclure membranaires formes de α-syn, alors que l'urée, un réactif chaotropique dénature les formes agrégées et fibrillaires ou amyloïdogéniques insolubles de α-syn ^20. À cet égard, une étude systématique par Paleologou et al ³¹ a examiné la stabilitédes oligomères et des fibrilles avec des concentrations variables de l'urée a-syn (6,5 - 8 M) ou du SDS (0,25-2%) et rapporté que les oligomères stables à des concentrations de SDS, mais non avec des concentrations élevées d'urée. Leur FILA-1 anticorps, spécifique pour les oligomères et les fibrilles alpha-syn détecté des concentrations plus élevées de fibrilles à 6,5 M concentrations d'urée dans des conditions non-dénaturant. Les concentrations de tampon utilisés dans ce protocole reflète fidèlement ce qui a été décrit dans Culvenor et al. (1999) ^32.

Les régions cérébrales anatomiques pour l'extraction biochimique de insoluble α-syn doivent être soigneusement sélectionnés et doivent refléter ce LB et LN charge α-syn fonction de progression de la maladie ^33,34. Les cas utilisés ici sont des échantillons de ganglions de la base de sous-types néocortex et limbiques du PD reflétant les stades tardifs et intermédiaires de la progression du PD selon McKeith ctriteria ^34. À la Banque Queen Square cerveau, la moitié du cerveau estrégulièrement fixé dans le formol pour une analyse histochimique et l'autre moitié est soigneusement disséquée dans différentes régions anatomiques et flash congelé et stocké à -80 ^{o C} congélateurs pour d'autres études biochimiques et ADN / d'analyse de l'ARN. Après la fixation du formol des cerveaux et la dissection par neuropathologistes, immunohistochimie est réalisée en utilisant un anticorps α-syn et les résultats archivé. Toujours dans un mode opératoire usuel, le pH du tissu de cerveau est mesurée à l'arrivée en tant que mesure de l'état agonique du tissu cérébral. Cela constitue une base solide pour la qualité de la conservation des tissus pour l'analyse biochimique.

Nos données ici montre qu'il ya plus de SDS soluble monomère α-syn dans les cas de PD par rapport aux témoins; en particulier les cas de PD néocortex n'a plus la charge α-syn par rapport à la variété de PD limbique. Les cas néocorticales représentent une plus grande progression de PD α-syn pathologie dans les régions du néocortex comme les frontales et pariétales corTices ^33,34. Les cas de PD limbiques ont des scores plus élevés LB dans les zones du cerveau antérieur basal / régions limbiques telles que l'amygdale, transentorhinal et les régions cingulaire. Pour obtenir des données significatives et l'analyse statistique, il faut courir au moins 4 cas de chaque cohorte. De même, nous avons pas tenté analyse statistique des données présentées ici blot.

Il faut aussi noter que les anticorps différents peuvent reconnaître différentes formes / composition d'ordre supérieur alpha-syn oligomères et chacun peut avoir sa propre sensibilité relative et la préférence. Cela est évident à partir des résultats de Tong et al. ²⁹ où ils montrent que 4 anticorps alpha-syn différents (SYN-1, SS, Onco et LB509) donnent des résultats variables au moins pour les alpha-syn oligomères / agrégats. Les monomères α-syn été reconnu à des degrés similaires de tous les 4 anticorps bien que ceux-ci peuvent avoir variation selon que l'épitope α-syn anticorps est située soit dans le N-terminal ou C-terminal ^29. De même, des anticorps spécifiques pour phospho-alpha-synucléine déterminer le poids moléculaire élevé distincte espèces ^20,21 α-synucléine. Dans le protocole décrit ici, l'anticorps hautement caractérisé Syn-1 a été utilisé ^{19 à _21.}

Cependant, il est important de considérer la validation de tout nouvel anticorps sur des transferts de Western par des expériences de pré-absorption d'anticorps et également la surexpression et knock-down de la protéine dans les cellules.

Il est important de considérer d'autres variations qui ont été appliquées par les chercheurs pour déterminer petits fragments de formes alpha-syn et ou instables tétramériques alpha-syn. Cela pourrait inclure légère fixation des membranes avec 0,4% de PFA dans PBS à conserver des formes tronquées de α-syn ³⁵ ou le traitement des homogénats d'échantillons avec agents de réticulation pour stabiliser tétramères ^36.

L'évaluation biochimique exacte de protéines en utilisant des post-mortem tissu nécessite la minimisation de la dégradation de la protéine enzymatique et la modification. Il est donc conseillé d'utiliser des tissus avec les plus brefs délais post-mortem et / ou de sélectionner des échantillons appariés dans les cohortes de cas. L'immunohistochimie en utilisant des anticorps pour la α-syn immunohistochimie doit être effectuée avant de commencer le protocole d'isolement. L'étendue des α-syn pathologie est très variable et peut varier selon l'une des régions sélectionnées. Il est conseillé de sélectionner des régions présentant une pathologie abondante comme un contrôle positif pour un rendement optimal avec chaque course. L'utilisation des inhibiteurs de la protéase et inhibiteurs de phosphatase si nécessaire pour empêcher la dégradation enzymatique indésirable après la libération de protéases ou phosphatases intracellulaires survenant pendant la lyse des cellules et le maintien des échantillons à 4 ° C est cruciale.

Il est important que tous les échantillons dans le lot d'expériences sont traitées de façon égale et uniforme pour éviter des variations intra-utilisateur; fre multiplescycles Eze-dégel devraient être évitées car cela pourrait potentiellement retirer modifications post-traductionnelles telles que la phosphorylation. Un point essentiel à garder à l'esprit lors de l'examen d'un grand nombre d'échantillons est que les données de immunoblots devraient être normalisées à un échantillon, qui devrait fonctionner en parallèle à tous les autres échantillons sur les gels, et toutes les données référencées à cet échantillon. Ceci est fait pour assurer la normalisation des données d'immunotransfert entre plusieurs blots. Ceci est la méthode adoptée dans notre étude récente ^22.

Il convient de noter que dans le but de garder la ECL de fond faible, les taches ne doivent pas être autorisés à se dessécher à tout moment pendant le protocole de transfert de western. En outre, de très longues expositions (> 10 min) sur des films d'autoradiographie devraient être évitées car cela va conduire à une saturation des signaux ECL et mènera à la quantification inexacte.

Ce protocole ci-dessus est une technique relativement simple en utilisant des réactifs de laboratoire communes et eninstruments et peuvent être un outil précieux pour étudier la physiopathologie de la protéine α-syn dans la recherche de PD. Cette méthodologie peut non seulement être étendu avec les modifications appropriées à l'étude de l'α-syn la biologie des animaux transgéniques alpha-syn mais aussi à d'autres maladies neurodégénératives comportant des dépôts anormaux de protéines agrégées telles que AD, MSA, DLB, HD et frontotemporaldementias. Cependant, les données de western blot décrites ici peuvent également être validées en utilisant des dosages immuno-enzymatiques en utilisant des anticorps de formes spécifiques de α-syn ^31.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Tris-HCL	Sigma	T5912
chlorure de sodium	VWR	27800.291
SDS	Fluka	71727
Urea	Sigma	U5378
comprimés inhibiteurs de protéase  ;	Roche	04 693 116001
Inhibiteur de la phosphatase comprimés	Roche ;	04 906 837001
Comprimés de solution saline tamponnée au phosphate	Sigma  ;	P4417
Tween-20  ;	Sigma	P9416
NuPAGE MOPS SDS tampon de fonctionnement	Invitrogen	NP0001
Tampon de transfert NuPAGE	Invitrogen	NP0006-1
Hybond-P membrane  ;	GE Healthcare	RPN303F
Whatman 3MM papier filtre	Sigma	WHA30306185
Bis-tris gels 4-12 %  ;	Invitrogen  ;
Substrat chimiluminescent Supersignal West Pico	Pierce	34080
Kit de dosage des protéines Bio-RAD DC  ;	Bio-Rad	500-0112
Tubes en polycarbonate Beckman à paroi épaisse	Beckman	355630
Tampon de décapage Western blot	Thermo scientific	46430
Anticorps primaire Syn-1 (monoclonal de souris)	BD Biosciences	610786
anticorps primaire de bêta-actine (monoclonal de souris  ;	Sigma	A5441
HRP chèvre conjuguée anticorps secondaire anti-souris	Santa Cruz	sc-2031
Albumine sérique bovine	Sigma	A7030
Instrument	Company	Rotor/ modèle no  ;
Ultracentrifugeuse de paillasse Optima Max	Beckman	MLA-80
de chauffage	sonicateur	XL20-20
Homogénéisateur	Jenke et Kunkel	TP18/10