Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Lateral système inductible Racine dans

13.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/53481

⸱

14 janvier 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plant Systems Biology, VIB, Ghent, 2Department of Plant Biotechnology and Bioinformatics, Ghent University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le système inductible de racines latérales (LRIS) permet l’induction synchrone des racines latérales et est présenté pour Arabidopsis thaliana et le maïs.

Résumé

Le développement racinaire latéral contribue de manière significative au système racinaire et est donc crucial pour la croissance des plantes. L’étude de l’initiation radiculaire latérale est cependant fastidieuse, car elle ne se produit que dans quelques cellules à l’intérieur de la racine et de manière imprévisible. Pour contourner ce problème, un système inductible de racine latérale (LRIS) a été développé. En traitant les plantules consécutivement avec un inhibiteur de transport de l’auxine et une auxine synthétique, l’initiation latérale hautement contrôlée de la racine se produit de manière synchrone dans la racine primaire, ce qui permet un échantillonnage abondant d’un stade de développement souhaité. Le LRIS a d’abord été développé pour Arabidopsis thaliana, mais peut également être appliqué à d’autres plantes. En conséquence, il a été adapté pour être utilisé dans le maïs (Zea mays). Un aperçu détaillé des différentes étapes du SIIR dans les deux usines est donné. La combinaison de ce système avec la transcriptomique comparative a permis d’identifier des homologues fonctionnels des gènes d’initiation de la racine latérale d’Arabidopsis chez d’autres espèces comme illustré ici pour le CYCLIN B1 ; 1 (CYCB1 ; 1) Gène du cycle cellulaire chez le maïs. Enfin, les principes qui doivent être pris en compte lors de l’élaboration d’un SIIR pour d’autres espèces végétales sont discutés.

Introduction

Le système racinaire est crucial pour la croissance des plantes, car il assure l'ancrage et l'absorption de l'eau et les nutriments du sol. Étant donné que l'expansion d'un système racinaire repose principalement sur la production de racines latérales, leur initiation et de la formation ont été largement étudiées. Les racines latérales sont lancés dans un sous-ensemble spécifique de cellules péricycle, appelées cellules fondateurs 1. Dans la plupart des dicotylédones, telles que Arabidopsis thaliana, ces cellules se trouvent au niveau des pôles de protoxylème 2, alors que dans les monocotylédones telles que le maïs, ils se trouvent au niveau des pôles du phloème 3. Fondateur de cellules sont marquées par une réponse de l'auxine augmenté de 4, suivie par l'expression de gènes du cycle cellulaire spécifiques (par exemple, la cycline B1; 1 / CYCB1; 1), après quoi ils subissent une première série de divisions anticlinales asymétriques 5. Après une série de divisions anticlinales et périclines coordonnés, une ébauche de racine latérale est formée qui a finalement émergera comme unracine latérale utonomous. Le lieu et le moment de l'initiation des racines latérales ne sont cependant pas prévisible, depuis ces événements ne sont ni abondante ni synchronisées. Cela empêche l'utilisation d'approches moléculaires tels que la transcriptomique pour étudier ce processus.

Pour y remédier, un système latéral inductible Root (SCIF) a été développé 6, 7. Dans ce système, les semis sont d'abord traités avec N -1-naphthylphthalamique (NPA), qui inhibe le transport de l'auxine et l'accumulation par conséquent, bloquer latéral initiation des racines 8. En transférant ensuite le plant de milieu contenant de l'acide acétique 1-naphtalène auxine synthétique (NAA), la couche de péricycle entier répond à des niveaux élevés d'auxine ainsi massivement profondes ouverture divisions cellulaires latérales inducteurs 6. En tant que tel, ce système conduit à rapides, synchrones et de vastes racines latérales initiations, permettant la collecte facile des échantillons de racines enrichis pour une étape spécifique de la finle développement des racines RAL. Par la suite, ces échantillons peuvent être utilisés pour déterminer les profils d'expression du génome entier au cours de la formation de racines latérales. Le SCIF a donné des connaissances déjà important au sujet latérale initiation des racines chez Arabidopsis et le maïs 9-13, mais la nécessité d'appliquer ce système à d'autres espèces de plantes devient plus apparente que plusieurs génomes sont séquencés et il ya un intérêt croissant pour transférer les connaissances aux économique importante espèce.

Ici, les protocoles détaillés de l'Arabidopsis et du maïs LRISs sont donnés. Ensuite, un exemple de l'utilisation du système est prévu, en illustrant la façon dont les données acquises à partir de la transcriptomique LRIS de maïs peuvent être utilisées pour identifier des homologues fonctionnels qui ont une fonction conservée lors de l'initiation de racine latérale dans différentes espèces végétales. Enfin, les lignes directrices pour optimiser la SCIF pour d'autres espèces de plantes sont proposées.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Arabidopsis Protocole SCIF

Note: Le texte se réfère à "petits" ou "grands" expériences à grande échelle. Expériences à petite échelle, telles que l'analyse de la ligne de marqueur et coloration histologique 6, 14, ne nécessitent que quelques échantillons. Expériences à grande échelle, tels que quantitative en temps réel qRT-PCR, micro-arrays 9-11 ou séquençage de l'ARN, exigent une plus grande quantité d'échantillons. En tant que tel, un montant de ~ 1000 plants par échantillon a été utilisé par 11 Vanneste et al. Pour effectuer expérience de puces à ADN après segment de racine dissection.

JOUR 1

  1. Stérilisation des graines d'Arabidopsis
    Remarque: Sélectionnez l'une des procédures suivantes pour la stérilisation des semences. Chacun d'entre eux est adapté pour les prochaines étapes du protocole. La stérilisation de gaz (1.1.2) présente deux principaux avantages sur la stérilisation de liquide (1.1.1): il prend moins de temps lors de la manipulation d'un grand engourdieer de graines, car aucune pipetage doit se produire pour les échantillons individuels; et les graines stérilisées peuvent être stockées pendant une période plus longue. Cependant, elle nécessite un dessiccateur et une manutention prudente.
    1. Liquide de stérilisation
      1. Verser le nombre souhaité de graines dans des tubes de micro-centrifugation. Utilisez jusqu'à 20 mg (~ 800 graines) dans un tube de 1,5 ml ou de 40 mg (~ 1600 graines) dans 2 ml d'un des tubes de micro-centrifugation.
      2. Ajouter 1 ml d'éthanol à 70%. Inversez ou secouer doucement pendant 2 min.
      3. Remplacer l'éthanol avec 1 ml de solution de stérilisation de 70% pendant 15 min. (Préparer la solution de stérilisation frais: 3,85 ml d'hypochlorite de sodium (NaOCl) stock (12%) (ATTENTION: L'utilisation hotte), 5 pi de Tween 20, jusqu'à 10 ml avec de l'eau inverser les tubes à plusieurs reprises pour faire en sorte que toutes les graines viennent. en contact avec la solution.
      4. Dans une hotte à flux d'air laminaire, remplacer la solution de stérilisation avec 1 ml d'eau distillée stérile et rincer les graines 5 fois pendant 5 min répété parLy remplaçant avec 1 ml d'eau fraîche distillée stérile.
    2. Stérilisation de gaz
      1. Verser le nombre souhaité de graines dans un tube de micro-centrifugeuse de 2 ml. Utilisez des tubes individuels lorsque vous travaillez avec plusieurs lignes indépendantes, et les disposer ouverts dans une boîte ou un support de micro-tubes à centrifuger en plastique. Si le nombre de graines dans un tube est supérieure à 500 (12,5 mg), de subdiviser les graines dans le nombre approprié de tubes pour assurer la stérilisation réussie. Assurez-vous que les bouchons des tubes voisins ne couvrent pas l'autre. Assembler le couvercle de la boîte sur le fond, car il a besoin d'être dans le dessiccateur ainsi pour la stérilisation.
      2. Placez la boîte dans le bol d'un dessiccateur, avec un gobelet de verre (ATTENTION: L'utilisation hotte).
      3. Remplir le bécher avec 100 ml de 12% NaOCl (ATTENTION: L'utilisation capot fumées). Mettez le couvercle sur le dessiccateur, mais laisser une petite ouverture où le bécher est placé.
      4. Ajouter 3 ml d'acide chlorhydrique à 37% (fumant) (CAUTION: utilisation hotte) dans le bécher à travers la petite ouverture et fermer rapidement le dessiccateur. La volonté bulle de solution pour un certain temps en raison de la formation Cl 2 -gaz. Laissez le système fermé O / N (ou au moins 8 heures).
      5. Retirer le couvercle du dessiccateur. Sortez la boîte et le couvrir avec le couvercle pour éviter toute contamination pendant le transport.
      6. Mettez la boîte dans une hotte à flux d'air laminaire, retirez le couvercle et laisser les graines pendant environ 1 heure à température ambiante pour permettre la libération de gaz.
        Note: Les graines peuvent être stockés en toute sécurité à sec dans des tubes de micro-centrifugation fermés jusqu'à 2 semaines à 4 ° C.
  2. Induction des racines latérales chez Arabidopsis
    1. Inhibition de racines latérales (traitement NPA)
      1. Préparer un milieu de croissance pour la croissance in vitro. Le milieu contient la moitié de la force mélange Murashige et Skoog 15 sel, 0,1 g / L de myo-inositol, 10 g / L de saccharose, et est tamponnée avec 0,5g / L 2- (N-morpholino) éthanesulfonique (MES).
      2. Ajuster le pH à 5,7 avec KOH 1 M. Ajouter 8 g / L de gélose de tissus végétaux et de l'autoclave le moyen pendant 20 min à 121 ° C.
      3. Préparer un mM solution de NPA 25 dans le diméthylsulfoxyde (DMSO) (ATTENTION: Utiliser des gants). Dans une hotte à flux d'air laminaire, refroidir le milieu autoclave jusqu'à environ 65 ° C (qui est la température à laquelle la bouteille peut être tenu à la main), et d'ajouter mM NPA solution stock 25 pour obtenir une concentration finale de 10 uM NPA.
      4. Homogénéiser lors de l'addition en agitant doucement le flacon pendant 10 secondes. Verser 50 ml de milieu par boîte de Pétri carrée (12 cm x 12 cm).
        Remarque: En cas de grande expérience à grande échelle, appliquer un filet de nylon (20 um) pour assurer le transfert facile. Préparer une maille (9 cm x 9 cm) de l'autoclave (figure 1A). Quand l'autoclave, à appliquer le maillage du milieu de croissance en utilisant des pinces stériles (Figure 1B). Poussez doucement le maillage pour le milieu de croissance en utilisant un sterilized drigalsky pour vous assurer qu'il est en bon contact avec le milieu de croissance (figure 1B) (ATTENTION: travailler dans des conditions stériles).
      5. Semez les graines sur les NPA-plaques.
        Remarque: Dans le cas d'une grande expérience à grande échelle est prévu, sèment 2 lignes denses et bien alignées de 50 graines pour faciliter l'échantillonnage (voir 1.2.2.3).
        1. En cas de stérilisation liquide, semer les graines sur NPA-plaques à l'aide d'une pipette de 200 pi. Coupez 3 - 4 mm de la fin des conseils de pipetage dans des conditions stériles (ou avant la stérilisation des conseils) afin d'être en mesure de pipeter les graines. Pipet monter et descendre une couple de fois pour remettre en suspension les graines, puis de pipettes à aspiration de l'eau à environ 150 pi stérile avec 10 - 20 graines et attendre que les sédiments des semences au bas de la pointe. (ATTENTION: travailler dans des conditions stériles)
          Note: Lorsque vous touchez la agar ou la maille délicatement avec la pointe, une goutte d'eau avec une graine sera libéré de ce (figure 1C).
        2. En cas de stérilisation au gaz, semer les graines à l'aide autoclave toothpicks.Pinch le cure-dent dans la gélose avant de prendre les graines pour assurer une surface collante. Ramassez la graines une à une aide de la cure-dent et de distribuer les graines sur les plaques (figure 1D). Alternativement, ajouter de l'eau stérile pour les graines, et de semer comme décrit dans 1.2.1.5.1 (ATTENTION: travailler dans des conditions stériles).
      6. Sceller les plaques avec du ruban adhésif respirant et rangez-les plaques à 4 ° C dans l'obscurité pendant au moins 2 jours et au maximum une semaine. Ceci est nécessaire pour la stratification et assure la synchronisation et la germination plus efficace.
        Note: Alternativement, les graines peuvent être stratifiés avant le semis, immergés dans de l'eau distillée dans les micro-centrifugeuse tubes, ce qui nécessite moins d'espace de réfrigérateur. Dans ce cas, stocker les tubes pendant au moins une semaine à 4 ° C, et déplacer les plaques à l'armoire de croissance immédiatement après le semis (voir 1.2.1.7).
        JOUR 3
      7. Déplacer les plaques à l'armoire de croissance (lumière continue (110 uE m -2 s -1), 21 ° C) pendant 5 jours (2 jours de germination et 3 jours de croissance) dans une position presque verticale (80 à 90 °) pour assurer la croissance des racines sur, et non dans le milieu.
        JOUR 8
    2. De racines latérales induction (traitement NAA)
      1. Préparer le même milieu de croissance tel que décrit dans 1.2.1.1 1.2.1.2 et. Préparer une solution à 50 mM de NAA dans le DMSO (ATTENTION: Utiliser des gants). Refroidir le milieu à l'autoclave à 65 ° C et ajouter la solution NAA pour le moyen d'obtenir une concentration finale de 10 uM NAA (ATTENTION: travailler dans des conditions stériles).
        1. Homogénéiser lors de l'addition en agitant doucement le flacon pendant 10 secondes. Verser 50 ml de milieu par boîte de Pétri carrée (12 cm x 12 cm).
      2. Transférer les plants provenant des plaques contenant du milieu de croissance supplémenté avec 10 uM de l'APM à celles supplétées avec 10 uM NAA.
        1. Accrocher les bras de pincettes courbes sous les cotylédons de la plantule et retirez-le délicatement de la plaque. Transférer seulement les plants dont les racines sont cultivées dans tout contact avec le milieu de croissance et l'APM de préférence vers le bas.
        2. Écumer la racine sur la surface du milieu de croissance contenant NAA sur une petite distance. Assurez-vous que les racines des plantes sont en bon contact avec le milieu de croissance. Si nécessaire, appuyez sur la racine doucement à la surface du milieu de croissance avec la pince à épiler.
          Remarque: Dans le cas d'une expérience à grande échelle, supprimer tous les plants qui ne sont pas en contact avec la maille et le transfert en soulevant le filet sur les deux coins supérieurs avec des pincettes. Assurez-vous que le maillage est en bon contact avec le milieu contenant NAA par écrémage de la maille sur la surface de la gélose sur une petite distance (figure 1E).
      3. Sceller les nouvelles plaques avec du ruban adhésif respirant et placez-les dans l'armoire de la croissance (conlumière continu (110 uE m -2 s -1), 21 ° C) dans une position verticale pendant le temps désiré après induction jusqu'à ce que l'échantillonnage.
        Remarque: Dans le cas d'une expérience à grande échelle, utiliser un scalpel pour couper les segments de racines à la fois directement sur le maillage et les déguster en grattant délicatement la surface de la maille.

2. SCIF Protocole maïs

  1. Stratification de maïs Kernels
    1. Incuber les grains de maïs à 4 ° C dans l'obscurité pendant au moins une semaine.
      Remarque: Ce protocole a été développé en utilisant la lignée consanguine B73 de maïs.
  2. Stérilisation des des grains de maïs
    JOUR 1
    Remarque: Bien que les semis de maïs ne doivent pas être cultivées dans des conditions stériles, il est recommandé de stériliser les grains de maïs et de travailler avec du matériel stérile pour empêcher la croissance fongique dans le rouleau de papiersystème.
    1. Mettez le nombre nécessaire de grains de maïs dans un bécher en verre stérilisée.
    2. Ajouter 100 ml de solution de stérilisation (6% NaOCl dans l'eau) (ATTENTION: Utiliser hotte fumées).
    3. Ajouter une barre d'agitation magnétique et placer le bécher sur un agitateur magnétique à faible vitesse d'agitation (environ 250 rpm) à température ambiante pendant 5 min.
    4. Rincer cinq fois pendant 5 minutes par le remplacement de la solution avec 100 ml d'eau stérile frais.
  3. Semer des grains de maïs
    1. Mettez des gants afin de réduire le risque de contamination, et de prendre un rouleau de serviettes en papier.
    2. Déchirez deux tronçons de papier essuie-main avec une longueur totale de deux feuilles (environ 92 cm x 24 cm) et de les placer sur le dessus de l'autre sur une surface propre (figure 2A).
    3. Pliez les feuilles de doubler sur la longueur (environ 92 cm x 12 cm) (figure 2A).
    4. Utilisez des pinces à distribuer 10 noyaux à environ 2 cm du haut sur til toute la longueur du papier, tout en gardant un espace de 8 cm entre chaque noyau et 8 cm libre aux deux extrémités (figure 2B). Assurez-vous que la radicule du noyau est orientée vers le bas et vers le papier (figure 2B).
    5. Rouler délicatement le papier sur la longueur, tout en gardant les graines en place (figure 2B). Pour faciliter le roulement, il est facultatif pour pulvériser d'abord le papier avec de l'eau stérile.
    6. Placez les rouleaux de papier en tubes de verre stérilisés d'environ 6 cm de diamètre et 14 cm de hauteur (par exemple, 250 ml tubes de centrifugeuses) et les placer dans un rack (figure 2C).
  4. Induction des racines latérales chez le maïs
    1. Préparer une solution stock mM NPA 50 (dissous dans du DMSO) (ATTENTION: Utiliser des gants).
    2. Pour chaque tube, préparer une solution 50 uM NPA en ajoutant 125 pi du NPA mM solution stock de 50 à 125 ml d'eau stérile dans un récipient en verre stérilisés.
    3. Mélangez bien etversez 125 ml de la solution 50 uM NPA sur le rouleau de papier dans le tube. Le rouleau de papier va absorber la solution et devenir complètement trempé.
      Remarque: Lors de l'utilisation des rouleaux et des tubes de papier avec d'autres dimensions, ajuster le volume en conséquence. Le liquide devrait atteindre la moitié du tube pour assurer l'absorption suffisante.
    4. Placez le système de rouleau de papier dans une armoire de croissance pendant trois jours (27 ° C, éclairage continu, 70% d'humidité relative). Assurez-vous que les rouleaux de papier restent trempés par l'ajout supplémentaire solution à 50 uM NPA, puisque la solution évapore au fil du temps (figure 2D).
      JOUR 4
    5. Préparer une NAA mM solution stock 50 (dissous dans du DMSO) (ATTENTION: Utiliser des gants).
    6. Pour chaque tube, préparer une solution de NAA 50 uM en ajoutant 125 pi de stock mM NAA 50 à 125 ml d'eau stérile dans un récipient en verre stérilisés.
    7. Doucement extraire plus de la solution APM restant des rouleaux de papier et placez lem dans l'eau stérile pendant 5 min à laver sur (ATTENTION: Utiliser des gants). Appuyez doucement sur la plupart de l'eau à partir des rouleaux de papier. Répéter cette étape de lavage à trois reprises.
    8. Mélangez bien et versez la solution de NAA 50 uM sur les rouleaux de papier dans les tubes. Assurez-vous qu'ils sont complètement trempés.
    9. Placer le système de rouleau de papier dans l'armoire de croissance (27 ° C, lumière continue, humidité relative 70%) pendant la durée voulue après l'induction.
  5. Induction de racines latérales dans des racines adventives de la Couronne de maïs
    Remarque: Le SCIF comme décrit ci-dessus induit racines latérales dans la racine primaire. Toutefois, dans le maïs et d'autres monocotylédones, la racine primaire et les racines séminales embryonnaires, avec leurs racines latérales, sont principalement important pendant le développement des semis. A un stade ultérieur de la croissance des plantes, les racines adventives post-embryonnaires posent sur ​​la tige et aussi développent des racines latérales pour former un nouveau système de racine 16. Le SCIF peut également être utiliséd pour induire racines latérales sur ces racines adventives de la Couronne post-embryonnaires en suivant quelques ajustements mineurs à la SCIF sur la racine primaire embryonnaire.
    1. Pour faire les rouleaux de papier, créer un sandwich de papiers avec respectivement deux couches de papier essuie-mains sur le côté extérieur, et deux couches de papier de germination sein. Placez les grains stérilisés (voir les étapes 02/01 au 02/02) entre les deux feuilles de papier de germination. Papier de germination, par rapport au papier essuie-mains, sera moins enclin à être pénétré par les poils absorbants et les racines latérales, ce qui rendra l'ouverture de la rouleaux de papier plus facile plus tard. D'autre part, les deux couches externes de papier essuie-mains vont faciliter l'absorption du liquide.
    2. Insérez les rouleaux dans 700 ml tubes de verre et versez de l'eau stérile sans NPA sur eux. Assurez-vous qu'ils sont complètement trempés.
    3. Germer les grains stérilisés dans l'armoire de la croissance (voir l'étape 2.4.9).
    4. Cultivez les semis jusqu'à ce que les racines adventives de la Couronnecommencer à émerger (6 jours pour les B73). Assurez-vous que les rouleaux de papier sont maintenus humides en tout temps en ajoutant de l'eau stérile si nécessaire.
    5. Transfert à une solution à 25 uM NPA pendant 4 jours (voir les étapes 2.4.1 à 2.4.4), suivie par une induction similaire de latéral initiation des racines en remplaçant la solution APM avec une solution de NAA 50 uM après une étape de lavage (voir l'étape 2.4 0,5 à 2.4.9).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Application de la SCIF à Effectuer transcriptomique comparative des processus racine Initiation latéral

Une application de la LRIS est la comparaison et de corrélation des profils d'expression de gènes au cours de la formation de racines latérales chez différentes espèces. Transcriptomique comparative des approches de créer la possibilité d'identifier les gènes orthologues impliqués dans le processus d...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Dans le protocole d'Arabidopsis LRIS, il est important de transférer uniquement les plants qui ont poussé entièrement en contact avec le milieu de croissance contenant l'APM. Cela garantit que l'initiation de racine latérale est bloquée sur toute la longueur des racines. Afin d'éviter de blesser les plantules pendant le transfert, les bras de la pince courbes peuvent être accrochés sous les cotylédons de la plantule. Lors du transfert, assurez-vous que les racines des plantules sont suffisamment...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs remercient Davy Opdenacker pour son assistance technique et sa photographie. Nous remercions grandement la Dre Annick Bleys pour ses suggestions utiles afin d’améliorer le manuscrit. Ce travail a été financé par le Programme Interuniversitaire des Pôles d’Attraction IUAP P7/29 'MARS' de la Politique scientifique fédérale belge, par le FWO grant G027313N et par l’Agence pour l’Innovation par la Science et la Technologie, IWT (IR).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
ARABIDOPSIS LRIS
Seeds
Arabidopsisseeds Col-0type ecotype
Stérilisation au gaz des graines
de micro-centrifugeuse 1,5 mlSIGMA-ALDRICH0030 125.215Eppendorf microtubes 3810X, PCR clean
micro-centrifugeuses tubes 2 mlSIGMA-ALDRICH0030 120.094Eppendorf Safe-Lock microtubes à centrifuger
acide chlorhydriqueMerck KGaA1,003,171,00037 % (fumant) pour analyse EMSURE ACS,ISO,Reag.
Dessiccateur en verreSIGMA-ALDRICHBécher
micro-tubes à centrifuger en plastique boîte ou support
Stérilisation à l’eau de Javel des graines
éthanolfort Chem-Lab nvCL00.0505.1000Éthanol, abs. 100 % a.r. dilué à 70 %
hypochlorite de sodium (NaOCl)Carl Roth9062.312 %
Tween 20SIGMA-ALDRICHP1379
eau
milieu de croissance
Murashige et Skoog mélange de selsDUCHEFA Biochemie B.V.M0221-0050
myo-inositolSIGMA-ALDRICHI5125-100G
Acide 2-(N-morpholino)éthanesulfonique (MES)DUCHEFA Biochemie B.V.M1503.0100
SaccharoseVWR, International LLC27483.294D(+)-Saccharose Ph. Eur.
KOHMerck KGaA1050211000granulés d’analyse (max. 0,002 % Na) EMSURE ACS,ISO,Reag. Ph Eur
Plant Tissue Culture AgarLabM LimitedMC029
Chemical d’induction latérale des racines
N-1-naphtylphtalamique acid (NPA)DUCHEFA Biochemie B.V.N0926.025010 & micro ; M (Arabidopsis)
Acide 1-naphtalène acétique (NAA)DUCHEFA Biochemie B.V.Réf. N0903.005010 & micro ; M (Arabidopsis)
diméthylsulfoxyde (DMSO)SIGMA-ALDRICH494429-1L
Réalisation d’une maille pour transfert
nylon meshProsep bybaMesh en nylon synthétique 20 µ ; m
Manipulation des semis et des semis
plaques carrées de PétriGOSSELINBP124-0512 x 12 cm
50 ml Tubes DURANSIGMA-ALDRICHCLS430304Corning  ; Tubes à centrifuger de 50 ml
drigalskiCarl RothK732.1
pipette
coupe pointes de pipetteDaslab162001XUniversal 200, coupe 5 mm de pointe avant autoclave
ruban respirant  ;3M Deutschland GmbH, réf. 1530-1
pince à épilerFiers nv/saK342.1 ; K344.1Pince à épiler Dumont type a n° 5 ; Pince à épiler Dumont type e nr 7
Conditions de croissance
croissance room21 ° ; C, continu léger
MatériauxEntrepriseCatalogueCommentaires
MAÏS LRIS
Graines
Noyaux deB-73
Stérilisation à l’eau de Javel des grains
bécher
  ;Fiers nv/saC267.1
hypochlorite de sodium (NaOCl)Carl Roth9062.312 %
Produits chimiques d’induction
N0926.025050 & micro ; M (racine primaire de maïs), 25 & micro ; M (racine adventice du maïs)
Acide acétique 1-naphtalène (NAA)DUCHEFA Biochemie B.V.N0903.005050 & micro ; M (maïs)
diméthylsulfoxyde (DMSO)SIGMA-ALDRICH494429-1L
Semis et manipulation des semis
essuie-mainsen papier Kimberly-Clark Professional*6681SCOTT Essuie-mains - Rouleau / Blanc ; format feuille (24 x 46 cm)
papier de germination des grainesAnchor Paper Company10 X 15 38# papier de germination des graines
pince à épilerFiers nv/saK342.1 ; K344.1Pince à épiler Dumont type a n° 5 ; Pince à épiler Dumont type e n° 7
tubes de 250 ml (centrifugeuse)SCHOTT DURAN2160136environ 5,6 cm de diamètre et 14,7 cm de hauteur
Tubes de 700 mlDURAN GROUP213994609cylindres, tube de pied rond, D 60 x 250
rackpour tubes de maïs,
eau
C, lumière continue, 70 % d’humidité relative
tubes Ph Eu en verre Pyrex stérile, maïs agitateur magnétique à en verre eau stérile latérale des racinesN-1-acide naphtylphtalamique (NPA)DUCHEFA Biochemie B.V. stérile faite maison armoire de croissance 27 ° ;

Références

  1. Van Norman, J. M., Xuan, W., Beeckman, T., Benfey, P. N. To branch or not to branch: the role of pre-patterning in lateral root formation. Development. 140, 4301-4310 (2013).
  2. Dolan, L., et al. Cellular organisation of the Arabidopsis thaliana root. Development. 119, 71-84 (1993).
  3. Bell, J. K., McCully, M. E. A histological study of lateral root initiation and development in Zea mays. Protoplasma. 70, 179-205 (1970).
  4. Benkova, E., et al. Local, efflux-dependent auxin gradients as a common module for plant organ formation. Cell. 115, 591-602 (2003).
  5. Beeckman, T., Burssens, S., Inzé, D. The peri-cell-cycle in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 52, 403-411 (2001).
  6. Himanen, K., Boucheron, E., Vanneste, S., de Almeida Engler, J., Inzé, D., Beeckman, T. Auxin-mediated cell cycle activation during early lateral root initiation. Plant Cell. 14, 2339-2351 (2002).
  7. Jansen, L., Parizot, B., Beeckman, T. Inducible system for lateral roots in Arabidopsis thaliana and maize. Methods Mol Biol. 959, 149-158 (2013).
  8. Casimiro, I., et al. Auxin transport promotes Arabidopsis lateral root initiation. Plant Cell. 13, 843-852 (2001).
  9. Himanen, K., et al. Transcript profiling of early lateral root initiation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101, 5146-5151 (2004).
  10. De Smet, I., et al. Receptor-like kinase ACR4 restricts formative cell divisions in the Arabidopsis root. Science. 322, 594-597 (2008).
  11. Vanneste, S., et al. Cell cycle progression in the pericycle is not sufficient for SOLITARY ROOT/IAA14-mediated lateral root initiation in Arabidopsis thaliana. Plant Cell. 17, 3035-3050 (2005).
  12. De Rybel, B., et al. A role for the root cap in root branching revealed by the non-auxin probe naxillin. Nat. Chem. Biol. 8, 798-805 (2012).
  13. Jansen, L., et al. Comparative transcriptomics as a tool for the identification of root branching genes in maize. Plant Biotechnol. J. 11, 1092-1102 (2013).
  14. Parizot, B., et al. Diarch symmetry of the vascular bundle in Arabidopsis root encompasses the pericycle and is reflected in distich lateral root initiation. Plant Physiol. 146, 140-148 (2008).
  15. Murashige, T., Skoog, F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15, 473-497 (1962).
  16. Bellini, C., Pacurar, D. I., Perrone, I. Adventitious roots and lateral roots: similarities and differences. Annu Rev Plant Biol. 65, 639-666 (2014).
  17. Grunewald, W., Parizot, B., Inzé, D., Gheysen, G., Beeckman, T. Developmental biology of roots: One common pathway for all angiosperms? Int. J. Plant Dev. Biol. 1, 212-225 (2007).
  18. Parizot, B., Beeckman, T. Genomics of root development. Root Genomics and Soil Interactions. Crespi, M. , 3-28 (2012).
  19. Bargmann, B. O., Birnbaum, K. D. Fluorescence activated cell sorting of plant protoplasts. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2010).
  20. Nakazono, M., Qiu, F., Borsuk, L. A., Schnable, P. S. Laser-capture microdissection, a tool for the global analysis of gene expression in specific plant cell types: identification of genes expressed differentially in epidermal cells or vascular tissues of maize. Plant Cell. 15, 583-596 (2003).
  21. Ludwig, Y., Hochholdinger, F. Laser microdissection of plant cells. Methods Mol Biol. 1080, 249-258 (2014).
  22. Beeckman, T., Engler, G. An easy technique for the clearing of histochemically stained plant tissue. Plant Mol. Biol. Rep. 12, 37-42 (1994).
  23. Ditengou, F. A., et al. Mechanical induction of lateral root initiation in Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105, 18818-18823 (2008).
  24. Lucas, M., Godin, C., Jay-Allemand, C., Laplaze, L. Auxin fluxes in the root apex co-regulate gravitropism and lateral root initiation. J. Exp. Bot. 59, 55-66 (2008).
  25. Wang, S., Taketa, S., Ichii, M., Xu, L., Xia, K., Zhou, X. Lateral root formation in rice (Oryza Sativa. L.): differential effects of indole-3-acetic acid and indole-3-butyric acid. Plant Growth Regul. 41, 41-47 (2003).
  26. Martinez-de la Cruz, E., Garcia-Ramirez, E., Vazquez-Ramos, J. M., Reyes de la Cruz, H., Lopez-Bucio, J. Auxins differentially regulate root system architecture and cell cycle protein levels in maize seedlings. J Plant Physiol. 176, 147-156 (2015).
  27. Beyer, E. M., Morgan, P. W. Effect of ethylene on uptake, distribution, and metabolism of indoleacetic acid-1-14C and -2-14C and naphthaleneacetic acid-1-14C. Plant Physiol. 46, 157-162 (1970).
  28. Delbarre, A., Muller, P., Imhoff, V., Guern, J. Comparison of mechanisms controlling uptake and accumulation of 2,4-dichlorophenoxy acetic acid, naphthalene-1-acetic acid, and indole-3-acetic acid in suspension-cultured tobacco cells. Planta. 198, 532-541 (1996).
  29. Bailey-Serres, J. Microgenomics: genome-scale, cell-specific monitoring of multiple gene regulation tiers. Annu Rev Plant Biol. 64, 293-325 (2013).
  30. Perez-Torres, C. A., et al. Phosphate availability alters lateral root development in Arabidopsis by modulating auxin sensitivity via a mechanism involving the TIR1 auxin receptor. Plant Cell. 20, 3258-3272 (2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Arabidopsis thalianaMa s Zea maysTraitement au NPA et l NAATraitements hormonauxSynchronisation de l initiation racinaireMarqueur du cycle cellulaireTranscriptomique comparativeExpression du g ne CYCB1 1D veloppement des racines des plantes
Lateral système inductible Racine dans
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.