lavements pulmonaires répétées chez les porcs anesthésiés induisent des lésions pulmonaires ressemblant à des aspects importants du syndrome de détresse respiratoire aiguë humaine (SDRA). A cet effet, les poumons sont à plusieurs reprises lavaged avec 0,9% de solution saline à 37 ° C. L'objectif du protocole est une atténuation reproductible d'échange de gaz et hémodynamique pour la recherche dans le SDRA.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
induite Lavage-Surfactant Épuisement dans Pigs comme un modèle de syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
Il existe divers modèles animaux de lésion pulmonaire pour étudier les mécanismes physiopathologiques complexes du syndrome de détresse respiratoire aiguë humaine (SDRA) et évaluer les thérapies futures. lésion pulmonaire sévère avec une détérioration reproductible de l'échange et l'hémodynamique de gaz pulmonaire peut être induite chez les porcs anesthésiés à l'aide répétés lavages pulmonaires avec réchauffé 0,9% de solution saline (50 ml / kg de poids corporel). Y compris respiratoire standard et la surveillance hémodynamique avec des dispositifs appliqués cliniquement dans ce modèle permet l'évaluation des stratégies nouvelles thérapeutiques (médicaments, ventilateurs modernes, oxygénateurs à membrane extracorporelle, ECMO), et comble le fossé entre banc et chevet. En outre, l'induction d'une lésion pulmonaire avec des lavages pulmonaires ne nécessite pas l'injection d'agents pathogènes / endotoxines qui ont un impact sur les mesures de cytokines pro- et anti-inflammatoires. Un inconvénient de ce modèle est la forte recrutabilité du tissu pulmonaire atélectasique. La normalisation du modèle permet d'éviter les pièges, pour assurer comparability entre les expériences, et de réduire le nombre d'animaux nécessaires.
Introduction
La mortalité du syndrome de détresse respiratoire aiguë humaine (SDRA) reste élevée avec des valeurs comprises entre 40 et 50% 1 en dépit de plus de 4 décennies de recherche intense. Les modèles animaux de lésions pulmonaires jouent un rôle majeur dans l'étude des mécanismes physiopathologiques complexes ou de nouvelles approches thérapeutiques pour réduire la mortalité et de limiter un handicap à long terme.
Différents modèles ont été établis pour induire des lésions pulmonaires qui simule les aspects de SDRA humains soit dans les grandes (par exemple , porcs) ou de petits animaux (par exemple rongeurs). Les méthodes diffèrent fortement, notamment la perfusion artérielle pulmonaire d'acide oléique, intraveineuse (iv) la perfusion de bactéries et les endotoxines ou la ligature caecale et ponction (CLP) modélise provoquant ARDS induit par la septicémie. En outre, les lésions pulmonaires directes dues à de grands volumes de marée et de haute pointe pressions inspiratoire (lésion pulmonaire induite par la ventilation; IVL), la fumée / de brûlures ou pulmonaire ischémie / reperfusion (I / R) modèles sont souvent utilisés2. Un inconvénient majeur des modèles CLP, ainsi que des modèles de travail avec les endotoxines, est l'inflammation sous - jacente qui empêche l'analyse de biotrauma causée par une lésion pulmonaire seul. En outre, il peut prendre des heures à jours pour entraîner des lésions pulmonaires, comme cela est le cas pour l'IVL chez les grands animaux.
L'induction de la lésion pulmonaire par surfactant lavage avec des lavages répétés du poumon, comme il a été d' abord décrit par Lachmann et al. chez des cobayes 3, est une méthode efficace de temps pour induire des lésions pulmonaires avec des compromis fonctionnels mécaniques et reproductibles, ainsi que des changements dans la résistance vasculaire pulmonaire. L'adaptation de ce modèle à ventilation mécanique des porcs d'environ 30-60 kg de poids corporel soutient la recherche fondamentale avec utilisés cliniquement mécaniques des ventilateurs, des cathéters et des moniteurs, tandis que les compromis en échange et hémodynamique gaz sont hautement reproductibles dans le même temps 4. En outre, l'induction d'une lésion pulmonaire par lavements neexigent des équipements spécifiques qui ne sont pas généralement disponibles dans les laboratoires respiratoires conçus pour des expériences dans les grands animaux. Le modèle présenté dans cet article est adapté à la recherche exigeant des équipements (par exemple des ventilateurs) qui est conçu pour une utilisation chez l' homme, et en outre assure une reproductibilité élevée dans les altérations survenant dans la fonction pulmonaire. La normalisation de ce modèle permet d'assurer la comparabilité entre les expériences et réduire le nombre d'animaux nécessaires. Le recrutabilité potentiel des régions pulmonaires atélectasiées avec des manœuvres de recrutement délibérées ou inconnus est une limitation sévère de ce modèle spécifique. Dans l'article suivant, nous donnons une description détaillée du modèle de lavage pour l'induction des lésions pulmonaires et de fournir des données représentatives pour caractériser la stabilité des compromis de la fonction pulmonaire.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Les expériences ont été menées au Département de médecine expérimentale, Charité - Universitätsmedizin, Berlin, Allemagne (ed fi cat selon la norme EN DIN ISO 9001: 2000), et ont été approuvés par les autorités fédérales pour la recherche animale à Berlin, Allemagne avant les expériences. Les principes de protection des animaux de laboratoire, qui ont été utilisés dans toutes les expériences, étaient en conformité avec les directives de la Société européenne et allemande du laboratoire des sciences animales.
1. Bien-être des animaux et les animaux de laboratoire
- Toutes les expériences ont été menées chez les porcs mâles complètement anesthésiés (Landrace allemand × Large White) de 3-4 mois d'âge, d'un poids de 30-60 kg.
2. Anesthésie, intubation et ventilation mécanique
- Abstention nourriture pendant 12 heures avant l'anesthésie pour éviter un estomac plein du porc, mais permettre l'accès libre à l'eau pour minimiser le stress.
- Pour prémédication, injecter un combination de azaperone (3 mg / kg), l'atropine (0,03 mg / kg), la kétamine (25 mg / kg) et de xylazine (3,5 mg / kg) dans les muscles du cou du porc alors que l'animal est toujours conservé dans sa boîte pour minimiser le stress.
- Placez l'animal sur une civière et couvrir les yeux avec un chiffon pour le transport une fois un niveau adéquat d'anesthésie est atteint.
- Transporter le porc au théâtre chirurgical et d'assurer la respiration spontanée suffisante en tout temps en gardant le museau dégagée.
- Placer le porc dans la position couchée et PRÉOXYGÉNER avec un masque qui convient le museau de l'animal à l' aide d' un flux élevé de l' oxygène (par exemple , 10 L / min).
- Commencer à surveiller la saturation en oxygène périphérique (S p O 2) par clipsage du capteur respectif de l'écran sur l' une des oreilles. Accédez veineuse avec une veine périphérique cathéter utilisé cliniquement (généralement 18 ou 20 G) placé dans l'une des veines de l'oreille après une procédure essuyez avec swaps d'alcool.
- Démarrer une infusion avec une solution cristalloïde équilibrée avec un bol de 500 ml, suivie d'une perfusion continue d'environ 4 ml / kg / h (lorsque cela est jugé médicalement nécessaire en fonction de l'expérience) et d'assurer le positionnement correct du cathéter pour perfusion ultérieure des anesthésiques.
NOTE: L'infusion de plus grands volumes de solution saline normale à la place d'une solution cristalloïde équilibrée peut entraîner une acidose hyperchlorémique, alors que la perfusion d'une solution contenant du lactate peut entraîner une augmentation des concentrations de lactate de sérum, et donc interférer avec l'interprétation de l'analyse des gaz du sang ou de la résultats des expériences ultérieures.
- Démarrer une infusion avec une solution cristalloïde équilibrée avec un bol de 500 ml, suivie d'une perfusion continue d'environ 4 ml / kg / h (lorsque cela est jugé médicalement nécessaire en fonction de l'expérience) et d'assurer le positionnement correct du cathéter pour perfusion ultérieure des anesthésiques.
- Après préoxygénation suffisante (préoxygénation pendant le temps complet pour l' accès de la veine périphérique, mesurée S p O 2 de 95-100%) injecter du propofol (environ 5-10 mg / kg de poids corporel - la dose exacte dépend de l'effet de la prémédication et diffère d'un animal à) en utilisant le cathéter de la veine périphérique.
- Intuber le cochon dans la position couchée à l'aide d'une sonde endotrachéale pour une application clinique (7,5-8,5 ID) et un laryngoscope conçu pour les grands animaux (lame droite d'environ 25 cm de longueur).
- Strap deux bandages à travers le museau de l'animal (premier enquêteur). Tirez un bandage vers le haut pour déplacer la tête dans la position correcte et redresser les structures oropharyngés, tirez l'autre bandage vers le bas pour ouvrir le museau. Tirez la languette d'un côté (deuxième enquêteur).
- Appuyez sur la languette vers le bas avec la lame du laryngoscope et de faire avancer la lame vers l'épiglotte. Remarque, dans cette position, l'épiglotte est souvent coincée derrière le palais mou des porcs.
- Mobilisez l'épiglotte avec le tube, appuyez vers le bas avec la lame du laryngoscope et de visualiser les cordes vocales pour intubation.
- Faire avancer le tube à travers les cordes vocales tout en tournant le tube vers le haut et bloquer la manchette comme décrit en détail par Theisen et al. 5 .
NOTE: L'intubation peut également être possible en position couchée, en fonction de la formation de l'enquêteur ainsi que les procédures standard d'une certaine institution. Un grand diamètre de tube supporte le lavage de surfactant en raison de flux plus rapide et la sortie du liquide de lavage. - Vérifier le placement correct du tube en utilisant la capnographie et l'auscultation. Pour cela, assurer la capnogramme est «normalement» en forme et ausculter les poumons pour les sons égaux souffle comme cela se fait dans la clinique.
NOTE: Ventiler mécaniquement le porc avec des compressions thoraciques en cas d'intubation a échoué ou retardé. Cela nécessite une compression manuelle de la cage thoracique des deux côtés tout en fournissant de l'oxygène avec un débit élevé via un raccord masque serré.
- Démarrer la ventilation mécanique, le réglage de la fraction d'oxygène inspiré (F I O 2) à 1, la fréquence respiratoire à 15 à 20 / min, le volume courant de 8-9 ml / kg de poids corporel, de l' inspiration à l' expiration de rapport (I: E)1: 1,5, et appliquer une pression expiratoire positive (PEEP) de 5 cm H 2 O. Ajuster les paramètres pour cibler une pression expiratoire partielle du dioxyde de carbone (CO et P 2) de 35 à 40 mm de Hg et un S p O 2 supérieure à 95%.
- Maintenir une anesthésie par perfusion continue par voie intraveineuse de thiopental (20 mg / kg / h) et de fentanyl (7 ug / kg / h).
NOTE: La dose nécessaire peut varier d'un animal à animal. Ne pas laisser l'animal sans surveillance. Assurer une anesthésie suffisante en tout temps pendant l'expérience pour le bien-être des animaux et des raisons scientifiques. - Vérifier l'absence de réflexes cornéens et de surveiller de près l'animal pour des réactions de stress / douleur au cours de l'instrumentation. Instrumentation devrait être possible sans l'administration d'un myorelaxant si l'anesthésie est suffisante. Administrera bromure de pancuronium (0,15 mg / kg de poids corporel par voie intraveineuse en bolus suivie d'une perfusion continue de 0,15 mg / kg de poids corporel / h) si la relaxation musculaire est nécessaire pour l'expérience (par exemple , Mesures de conformité du poumon).
- Maintenir une anesthésie par perfusion continue par voie intraveineuse de thiopental (20 mg / kg / h) et de fentanyl (7 ug / kg / h).
3. Techniques d'instrumentation
- Placez l'animal dans la position couchée et rétracter les jambes au moyen de bandages pour étirer la peau au-dessus des sites d'incision prévus. Stériliser les zones d'exploitation à l'aide d'un désinfectant de la peau pré-opératoire comme une solution / 1% d'iode de l'alcool.
NOTE: Nous utilisons une procédure essuyez pour stériliser la zone d'exploitation, mais ne pas utiliser des techniques aseptiques complètes, car cela est un modèle non-survie. Le niveau d'asepsie chirurgicale dépend de l'enquête suite à l'induction d'une lésion pulmonaire. - Faire une incision de 10 cm sur la ligne reliant la mandibule et le sternum (côté gauche ou à droite possible) coupant à travers la peau à l'aide d'un scalpel pour le placement de la ligne veineuse centrale et la gaine d'introduction du cathéter de l'artère pulmonaire. Réévaluer la profondeur de l'anesthésie et augmenter la dose si nécessaire.
- Séparer le tissu sous-cutané et l'lamellairesma en utilisant une pince de tissus et ciseaux chirurgicaux. Une fois que le brachiocéphalique et les muscles sternocephalic sont visibles effectuer un blunt coupé la procédure de séparation du fascia entre les muscles jusqu'à ce que la veine jugulaire externe est visible à l'aide d'instruments tels que des pinces ou des doigts.
- Cathétériser la veine jugulaire externe avec le cathéter veineux central et la gaine d'introduction au moyen d'une technique de Seldinger modifiée. Rincer tous les cathéters avec une solution saline normale avant de les introduire.
- Pour cela, faire avancer l'aiguille respective de l'ensemble introducteur dans la veine jusqu'à ce que le sang veineux (sombre, pas de pulsation) peut être aspiré. Faire avancer le fil de guidage à travers la canule dans la veine pendant environ 15 cm. Retirez l'aiguille et de faire avancer la gaine d'introduction dans la veine. Retirez le fil de guidage. Répétez la même procédure pour le placement d'un cathéter veineux central si nécessaire pour l'expérience.
- Contrôler le placement correct des cathéters par aspiration de vsang Enous. Fermez avec des sutures standards.
REMARQUE: Ne pas dilater la veine avec un vasodilatateur comme vous le feriez dans le cas d'une approche percutanée, parce que cela va déchirer la veine (Figure 1). Une approche guidée par échographie est également possible si l'enquêteur est formé aux techniques de cannulization échoguidées chez les porcs. - Identifier le pli entre le gracilis et sartorius muscle de la patte arrière (gauche ou droite est possible) pour le placement du cathéter artériel. Ceci est le pli où la pulsation de l'artère fémorale peut être palpé.
- Faire un 5 cm incision le long de la coupe pli à travers la peau à l'aide d'un scalpel.
- Séparez le tissu sous-cutané en utilisant une pince de tissus et ciseaux chirurgicaux. Utilisez un blunt coupé la procédure de séparation du fascia entre les muscles au niveau de l'artère fémorale. Remarque, éviter de couper les vaisseaux saphènes en effectuant la procédure crânienne réduire d'entre eux.
- Cathétériser l'artère fémorale au moyen d'une technique de Seldinger modifiée telle que décrite au point 3.2. Une ligature peut être enroulée autour de l'artère et fermée en cas de saignement au site de ponction. Cette étape doit être évitée, si possible, car elle compromet le flux sanguin vers la patte arrière. Fermez avec des sutures standards.
- Connecter le cathéter artériel et veineux central au système de transducteur et calibrer à la fois contre l'atmosphère (zéro) et soit 200 mmHg (ligne artérielle) ou 50 mmHg (ligne veineuse centrale) pour commencer la surveillance.
- Placez tous les transducteurs de pression à la hauteur de l'oreillette droite (chez les porcs en position couchée près de la moitié de la hauteur du thorax).
- Effectuer un petit (4-5 cm) incision coupant à travers la peau au-dessus de la vessie à l'aide d'un scalpel pour cathétérisme de la vessie. Encore une fois, séparer le tissu sous-cutané en utilisant des instruments contondants.
- Effectuer une suture en bourse (1-2 cm de diamètre) dans la paroi de la vessie une fois qu'il est visualisé.
NOTE: Les sutures devraient not pénétrer à travers toutes les couches de la paroi de la vessie car cela entraînerait la perte d'urine à travers les perforations. - Faire une incision minimale au milieu de la suture, introduire le cathéter urinaire, bloquer le ballon avec 10 ml d'eau distillée, tirez le cathéter de retour jusqu'à ce qu'une résistance à la lumière se fait sentir, et fermer la suture en bourse autour du cathéter. Fermez la peau en utilisant des sutures standards.
4. L'introduction du cathéter dans l'artère pulmonaire
- Injecter 0,5-1 ml d'air dans le ballon du cathéter de l'artère pulmonaire (en fonction de la taille du cathéter) et vérifier d'éventuels dommages du ballon. Dégonfler à nouveau le ballon.
- Connecter le cathéter de l' artère pulmonaire du système de transducteur de pression et de calibrer le CCP contre l'atmosphère (zéro) et 100 mm Hg (figure 2 et 3).
- Introduire le cathéter dans l'artère pulmonaire à travers l'introducteur (ballon dégonflé) destiné à 10-15 cm, en fonction de la longueur de la gaine.
- Gonflez le ballon (le ballon doit avoir quitté la gaine pour cela) et de faire avancer le cathéter de l'artère pulmonaire en outre, tout en surveillant la pression et les formes d'onde typiques sur le moniteur hémodynamique.
- Faire avancer la PAC alors que les formes d'onde qui sont typiques pour l'oreillette droite, le ventricule droit et l' artère pulmonaire apparaissent et cesser d' avancer lorsque la courbe de pression capillaire pulmonaire (PCP) apparaît (Figure 4). Dégonfler le ballon.
NOTE: Une fois que le ballon est dégonflé le GCP-forme d'onde doit disparaître et la pression artérielle pulmonaire forme d'onde doit être visible. Sinon, le cathéter est très probablement inséré trop loin dans une artère pulmonaire entraînant une occlusion permanente de l'artère (position de coin auto). Dans ce cas, tirez le cathéter de retour jusqu'à ce que la forme d' onde pulmonaire de la pression artérielle réapparaît pour éviter des complications graves (par exemple la rupture du vaisseau sanguin) 6. - Assurez-vous que le ballon est dégonflé lorsque le cathéter est tiré vers l'arrière pour éviter des complications graves.
NOTE: cathéters artériels pulmonaires sont souvent accidentellement avancé dans les veines du foie par la veine cave inférieure chez les porcs. Ainsi, retirer le cathéter et tout recommencer, si le ventricule droit ne soit pas atteint au bout d'environ 30 cm.
5. Artère pulmonaire Thermodilution Technique et mesures hémodynamiques
- Copiez toutes les valeurs hémodynamiques comme la fréquence cardiaque, systolique, diastolique et la pression artérielle moyenne (MAP), pression artérielle pulmonaire et la pression veineuse centrale (CVP) du moniteur hémodynamique.
- Mesurer la PCPB rapidement. Pour ce faire , gonfler le ballon du cathéter d'artère pulmonaire et faire en sorte que la courbe de GCP affichée est correcte (figure 4). Copiez la pression capillaire pulmonaire (PCP) en fin d'expiration du moniteur. dégonfler immédiatement le ballon après (voir 4.2.4). Defla mangé le ballon, tirer le cathéter en arrière et repositionner si vous êtes incapable de voir une courbe de GCP correcte comme décrit au point 4.2.2.
- Connecter la thermistance et un débit approprié à travers le boîtier à la lumière veineuse centrale du cathéter d'artère pulmonaire et le moniteur pour mesurer le débit cardiaque (CO). Ensuite, connecter le port de température distale du cathéter (bouchon rouge) avec le moniteur.
- Démarrez le moniteur et sélectionnez «bolus CO» pour surveiller les courbes temps-température et mesurer ainsi le débit cardiaque (CO) avec la technique de thermodilution artérielle pulmonaire 7.
- Appuyez sur 'Inj Vol' et sélectionnez le volume de solution saline refroidie (5 ml dans les expériences présentées ici). Retour à l'écran précédent. Appuyez sur le cathéter 'et sélectionnez la taille du cathéter artériel pulmonaire qui est utilisé. Retour à l'écran précédent.
- Sélectionnez «start bolus» et injecter 5 ml de solution saline normale d'une température de 4 ° C le plus rapidement possible en utilisantl'écoulement à travers le logement. Attendez jusqu'à ce que la mesure est terminée et la courbe temps-température respective apparaît sur le moniteur. Copiez la valeur de CO du moniteur.
- Effectuer 5 mesures en succession rapide dans un ordre aléatoire au cours du cycle respiratoire du ventilateur comme décrit dans 5.3.4. Ignorez le et la valeur la plus élevée et la plus basse utiliser les trois autres pour calculer la valeur moyenne du débit cardiaque.
NOTE: Cette installation de surveillance est décrite pour un moniteur Edwards Vigilance, modèle VGS1. La configuration peut varier en fonction du moniteur. Néanmoins, il est essentiel de choisir le volume d'injection correcte de solution saline ainsi que la taille du cathéter. Certains écrans nécessitent la sélection d'une constante de calcul qui code la quantité correspondante de solution saline et la taille du cathéter. Les constantes se trouvent généralement dans un dépliant à l'intérieur de l'emballage du cathéter. Gardez la solution saline à la même température pendant toute l'expérience (<5 ° C) pour assurer correct mesurements. Utiliser 5% des solutions de glucose au lieu d'une solution saline pour des études portant sur des mesures exactes de la consommation d'électrolyte et de l'homéostasie.
- Assurez-vous que tous les paramètres ont été enregistrés et que artérielle et des échantillons de sang veineux mixtes ont été prises pour permettre le calcul du shunt intra-pulmonaire droite à gauche.
- Enregistrer toutes les données nécessaires respiratoires rapidement comme pointe et plateau pression inspiratoire du respirateur, ou effectuer des mesures supplémentaires, comme la mesure de la pression transpulmonaire pour compléter les données à tout instant donné de l'expérience.
6. Lung Lavages à Induire Lung Injury
- Faire en sorte que l'animal est ventilé avec un groupe F I O 2 de 1,0 et la PEEP réglé à 2-4 cm H 2 O pendant la procédure de lavage. Débranchez l'animal du respirateur.
- Remplir les poumons avec une solution saline stérile normale réchauffé (37 ° C, 50 ml / kg de poids corporel). Pour cela, préremplir un entonnoir et le connecter àle tube trachéal comportant un tube élastique de montage. Soulever l'entonnoir 1 m au-dessus de l'animal et verser la solution saline dans les poumons aussi rapidement que possible. La pression hydrostatique allouera la solution saline dans toutes les sections pulmonaires.
REMARQUE: une solution saline normale stérile est utilisé pour éviter le lavage pulmonaire chez des agents pathogènes et possible, décompensation septique de l'animal. L'utilisation de 0,9% de solution saline est crucial, car les fluides hypotoniques se traduira par un œdème pulmonaire immédiate, un déséquilibre électrolytique et de la mort de l'animal. Ne pas réutiliser la solution saline après un lavage à maximiser surfactant wash out. - Arrêter le remplissage lorsque MAP tombe en dessous de 50 mmHg.
REMARQUE: Seuls les paramètres hémodynamiques et S p O 2 peut être utilisé pour surveiller l'animal pour décompensation, étant donné que l'animal est déconnecté du respirateur pendant les lavages pulmonaires. - Abaisser l'entonnoir manuellement au niveau du sol, drainer le liquide de lavage passivement et rebrancher l'animal au ventilateur pour l'oxygénation.
- Attendez nontil les compense animales (augmentation de la PAM et S p O 2) et répéter le lavage le plus tôt possible. Le laps de temps pour re-lavage ne doit pas dépasser 5 min.
NOTE: La stabilisation de l'animal entre deux lavages dans le cas de décompensation hémodynamique permet d'éviter l'utilisation de vasopresseurs pour traiter l'hypotension systémique, et pour éviter de nouvelles manoeuvres de recrutement pour rencontrer hypoxémie. Les animaux sont ventilés avec un F I O 2 de 1,0 pendant les lavages et les expériences suivantes pour maintenir l' oxygénation malgré P réduite un O 2 / F I O 2 rapports. Réglage de la PEEP à 2-4 cm H 2 O au cours des lavages va favoriser la formation rapide de atélectasie. Mais, PEEP doit être fixé à ou au- dessus de 5 cm H 2 O après l'induction des lésions pulmonaires à remplir la définition Berlin du SDRA. Pendant l'expérience, aucune manœuvre de recrutement ou de changement de PEP est autorisé, pour éviter toute distorsion induite par l'investigateur en ce qui concernes à la sévérité des lésions pulmonaires. - Prendre un échantillon de gaz du sang artériel après la deuxième ou troisième lavage en fonction de la détérioration hémodynamique et de compromis dans S p O 2.
- Répéter les lavages jusqu'à ce que la P a O 2 / F I rapport O 2 (indice Horowitz) est constamment mesurée en dessous de 100 mm Hg pendant au moins 60 min à F I O 2 1.0 et PEEP ≥ 5 cmH 2 O.
- Régler le débit du ventilateur pendant la période de lavages pour maintenir le pH artériel au-dessus de 7,25, afin d'éviter une décompensation hémodynamique.
- Commencez l'expérience / traitement basé sur le modèle de lavage tensioactif une fois que la P a O 2 / rapport F I O 2 (index Horowitz) est constamment mesurée en dessous de 100 mm Hg pendant 60 min.
NOTE: Après l'induction de la lésion pulmonaire comme décrit, les changements dans la fonction pulmonaire resteront stables pendant des heures, se détériorer, ou même d'améliorer en fonction des réglages du ventilateur.
NOTE: Ce modèle animal est basé sur délavage tensioactif et la formation conséquente de atélectasie. Par conséquent, tout écart par rapport aux paramètres de ventilation spécifiés, ce qui peut conduire au recrutement des régions pulmonaires atélectasiées (augmentation de PIP ou PEEP), sera partiellement inverser l'effet délétère des lavages et d'entraver la normalisation de ce modèle.
7. Fin de l'expérience et l'euthanasie
- Veiller à ce que toutes les mesures sont effectuées et les données sont sécurisées avant la fin de l'expérience.
- Injecter 0,5 mg de fentanyl en outre à l'anesthésie continue et attendre au moins 5 min. Injecter une surdose de thiopental (au moins 1000 mg) rapidement suivie d'au moins 60 mmol de potassium en utilisant la ligne centrale.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
P a O 2 / F I O 2 -ratio diminue au cours de lavages pulmonaires, mais l'impact exact d'un seul lavage est difficile à prévoir. Nous commençons à prendre artérielles échantillons de gaz du sang à partir de la troisième lavage partir pour détecter une diminution de la P a O 2 / F I O 2 -ratio inférieure à 100 mmHg. Une fois qu'une diminution de la P a O 2 / O 2
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Cet article décrit un instructions étape par étape pour induire des lésions pulmonaires graves chez les porcs en raison de lavage surfactant par lavages répétés du poumon. Cette méthode spécifique permet une détérioration reproductibles et comparables de la fonction pulmonaire et de la résistance vasculaire pulmonaire. Il est impératif d' effectuer un lavage des porcs jusqu'à ce que la P a O 2 / F I O rapport 2 a diminué en dessous de 100 mm Hg et reste en dessous de 1...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Nous remercions le professeur Burkhard Lachmann pour son aide lorsqu’il a envisagé les subtilités de la mise en place de la PEP pendant le lavage du tensioactif, ainsi que pour l’excellente assistance technique de Birgit Brandt et Sabine Molling.
Remerciements
Tous les auteurs ne divulguent aucun conflit d’intérêts financier ou autre.
SUBVENTIONS :
Cette étude a été financée par une subvention de la Deutsche Forschungsgemeinschaft à P. Pickerodt et W. Boemke (Pi795/2-2).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Evita Infinity V500 | Drä ; ventilateur de | soins intensifs | |
| Vigilance | Moniteur Edwards | ||
| Vasofix Braunü ; le 20G | B Braun | 4268113B | cathéter veineux périphérique |
| Mallinckrodt Tube trachéal Cuffed | Covidien | 107-80 | ; 8,0 mm ID |
| MultiCath3 | Vygon | 157,300 | Cathéter veineux central 3 lumières, longueur 20 cm |
| Set de cathéter artériel | Vygon | 115,805 | Gathéter |
| Percutaneus Gaine introductrice | Arrow | SI-09600 | Gaine introductrice pour cathéter artériel pulmonaire de 4-6 Fr., longueur 10 cm |
| Cathéter de thermodilution Swan-Ganz True Size | Edwards | 132F5 | cathéter artériel pulmonaire, longueur 75 cm |
| Thermistance à chambre d’écoulement | Baxter | 93-505 | pour la mesure du débit cardiaque |
| cathéter | pas de modèle spécifique requis |
Références
- Rubenfeld, G. D., et al. Incidence and Outcomes of Acute Lung Injury. N Engl J Med. 353 (16), 1685-1693 (2005).
- Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. Ann Thorac Surg. 93 (4), 1331-1339 (2012).
- Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiol Scand. 24 (3), 231-236 (1980).
- Donaubauer, B., et al. Low-dose inhalation of an endothelin-A receptor antagonist in experimental acute lung injury: ET-1 plasma concentration and pulmonary inflammation. Exp Biol Med (Maywood). 231 (6), 960-969 (2006).
- Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).
- Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. N Engl J Med. 369 (25), 35(2013).
- Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. Am Heart J. 83 (3), 306-311 (1972).
- Deja, M., et al. The inhaled ET(A) receptor antagonist LU-135252 acts as a selective pulmonary vasodilator. Clin Sci (Lond). 103, Suppl 48 21-24 (2002).
- Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
- Kloot, T. E., et al. Recruitment maneuvers in three experimental models of acute lung injury. Effect on lung volume and gas exchange. Am J Respir Crit Care Med. 161 (5), 1485-1494 (2000).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
