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Article de méthode

Ex Vivo optogénétiques Dissection de circuits Peur en tranches cérébrales

16.4K vues

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DOI :

10.3791/53628

⸱

5 avril 2016

 ,  , 
1Hertie Institute for Clinical Brain Research and Werner Reichardt Centre for Integrative Neuroscience, University of Tuebingen, 2Max Planck Florida Institute for Neuroscience

Dans cet article

Résumé

approches optogénétiques sont largement utilisés pour manipuler l'activité neuronale et d'évaluer les conséquences pour le fonctionnement du cerveau. Ici, une technique est décrit que , lors de l' expression in vivo de l'activateur optique channelrhodopsin, permet une analyse ex vivo des propriétés synaptiques de longue portée spécifique et les connexions locales dans les circuits neuronaux liés à la peur.

Résumé

approches optogénétiques sont maintenant largement utilisées pour étudier la fonction des populations de neurones et les circuits en combinant l'expression ciblée des protéines activées par la lumière et la manipulation ultérieure de l'activité neuronale par la lumière. Channelrhodopsins (CHRS) sont de cations canaux de lumière-dépendants et quand fusionné à une protéine fluorescente permet leur expression pour la visualisation et l'activation simultanée de types cellulaires spécifiques et leurs projections axonales dans les zones définies du cerveau. Par injection stéréotaxique de vecteurs viraux, des protéines de fusion peuvent être constitutivement Chr ou sous certaines conditions exprimées dans des cellules spécifiques d'une région du cerveau définie, et leurs projections axonales peuvent ensuite être étudiées anatomiquement et fonctionnellement par l' intermédiaire de l' activation ex vivo optogenetic dans des tranches de cerveau. Ceci est d'une importance particulière lorsque l'on cherche à comprendre les propriétés synaptiques des connexions qui ne pouvaient pas être traitées avec des approches classiques de stimulation électrique, ou dans l'identification roman affele loyer et la connectivité efférente qui a déjà été mal comprise. Ici, quelques exemples illustrent comment cette technique peut être utilisée pour étudier ces questions à élucider les circuits liés à la peur dans l'amygdale. L'amygdale est une région clé pour l'acquisition et l'expression de la peur, et le stockage de la peur et de souvenirs émotionnels. De nombreuses preuves suggèrent que le cortex préfrontal médian (CPFm) participe à différents aspects de l'acquisition de la peur et de l'extinction, mais sa connectivité précise avec l'amygdale commence à peine à être compris. Tout d' abord, il est montré comment ex vivo activation optogenetic peut être utilisée pour étudier les aspects de la communication synaptique entre les afférences MPFC et les cellules cibles dans l'amygdale basolatérale (BLA). En outre, il est illustré comment cette approche ex vivo optogenetic peut être utilisé pour évaluer les nouveaux modèles de connectivité à l' aide d' un groupe de neurones GABAergiques dans l'amygdale, le pôle paracapsular intercalation de cellules (mpITC), à titre d'exemple.

Introduction

des outils précis pour la visualisation et l'activation simultanée de connexions spécifiques entre les zones du cerveau et des types spécifiques de neurones sont de plus en plus important dans la compréhension des fonctions cérébrales et des maladies connectivité fonctionnelle états sains sous-jacents. Idéalement, cela implique une enquête physiologique des propriétés synaptiques précises avec lesquelles identifiés neurones communiquent. Cela est particulièrement vrai pour les connexions entre les zones du cerveau qui ne peuvent être conservés dans une seule tranche de cerveau aiguë. Dans le passé, cela a été réalisé en grande partie dans des expériences séparées. D'une part, les traceurs neuronaux injectés in vivo ont été employés combinée à la lumière ultérieure ou de l' analyse au microscope électronique des partenaires pré- et post - synaptiques. D'autre part, lorsque des faisceaux de fibres à partir de la région d'origine sont conservées et accessibles dans la préparation de tranches, la stimulation électrique a été utilisé pour évaluer les mécanismes de communication synaptiques avec des cellules dans la région cible,.

Avec l'avènement de l' optogénétique, l'expression ciblée de cations-canaux de lumière-gated, comme Channelrhodopsins (CHRS) fusionnée à des protéines fluorescentes, permet désormais l' activation des neurones et de leurs trajectoires axonales tout en permettant leur visualisation et l' analyse post-hoc anatomique 1- 4. Parce que les axones ChR exprimant peuvent être stimulés même quand il est coupé du parent somata 5, il est possible dans le cerveau des tranches à: 1) évaluer les contributions des régions du cerveau qui ne sont pas accessibles avec une stimulation électrique classique parce que des faisceaux de fibres ne sont pas séparables ou la trajectoire spécifique On ne sait pas; 2) d'identifier sans équivoque la région d'origine pour les entrées spécifiques qui ont été postulées mais incomplètement comprises; et 3) étudier la connectivité fonctionnelle entre les types cellulaires définis, à la fois localement et dans les projections à long terme. En raison d'un certain nombre d'avantages, cette cartographie optogenetic de circuits dans des tranches de cerveau est devenu largely utilisé dans les dernières années, et une variété de vecteurs viraux pour l'expression de CHRS fluorescence marqués sont facilement disponibles auprès de fournisseurs commerciaux. Quelques avantages clés d'activation optogenetic sur la stimulation électrique conventionnelle ne sont pas des dommages aux tissus en raison de placement des électrodes de stimulation, la spécificité de la stimulation de la fibre parce que la stimulation électrique peut également recruter des fibres de passage ou d'autres cellules voisines, et une stimulation aussi rapide et temporellement précis. En outre, l' injection stéréotaxique de vecteurs viraux peut facilement être ciblée sur des zones spécifiques du cerveau 6 et une expression spécifique conditionnelle ou de type cellulaire peuvent être réalisés en utilisant l' expression Cre dépendant et / ou des promoteurs spécifiques 7. Ici, cette technique est appliquée pour la cartographie de longue portée et de circuits locaux dans le système de la peur.

L'amygdale est une région clé pour l' acquisition et l' expression de la peur, et le stockage de la peur et de souvenirs émotionnels 8,9. Outre from l'amygdale, le cortex médial préfrontal (CPFm) et de l' hippocampe (HC), des structures qui sont réciproquement connectés à l'amygdale, sont impliqués dans les aspects de l' acquisition, la consolidation et la récupération de la peur et d' extinction des souvenirs 10,11. L' activité dans les subdivisions de la CPFm semble jouer un double rôle dans le contrôle de la peur à la fois haute et basse déclare 12,13. Cela pourrait être en partie médiée par des liaisons directes de CPFm à l'amygdale qui permettrait de contrôler l'activité de l'amygdale et de sortie. Par conséquent, au cours des dernières années, plusieurs études ont commencé en ex vivo des expériences de tranche pour étudier les interactions synaptiques entre afférences MPFC et les cellules cibles spécifiques dans l'amygdale 14-17.

Au cours de l'apprentissage de la peur, l'information sensorielle au sujet conditionné et inconditionné stimuli atteint l'amygdale via des projections des régions thalamiques et corticales spécifiques. Plasticité de ces entrées pour les neurones dans la partie latérale (LA) du BASOLamygdale ateral (BLA) est un mécanisme important qui sous - tend la peur conditionné 9,18. Des preuves croissantes suggèrent que les processus de plastique parallèles dans l'amygdale impliquent des éléments inhibiteurs pour contrôler la peur mémoire 19. Un groupe de neurones inhibiteurs en cluster sont les GABAergiques paracapsular intercalés cellules médiales (de mpITCs), mais leur connectivité et la fonction précise est incomplètement compris 20-22. Ici, la cartographie du circuit optogenetic est utilisé pour évaluer afférentes et efférentes la connectivité de ces cellules et leur impact sur ​​les neurones cibles dans l'amygdale, ce qui démontre que mpITCs reçoivent l' entrée sensorielle directe des stations de relais thalamiques et corticales 23. expression spécifique de ChR en mpITCs ou neurones BLA permet la cartographie des interactions locales, révélant que mpITCs inhibent, mais sont également mutuellement activé par, BLA principaux neurones, les plaçant dans des circuits inhibiteurs feed-forward et de rétroaction nouvelles qui contrôlent efficacement l'activité de BLA23.

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Protocole

déclaration éthique: Toutes les procédures expérimentales étaient conformes à la directive européenne sur l'utilisation des animaux dans la recherche et ont été approuvés par le soin des animaux locaux et utilisation Comité (Regierungspräsidium Tübingen, état de Baden-Württemberg, Allemagne) responsable de l'Université de Tübingen.

1. Procédure d'injection stéréotaxique

  1. Préparer des outils stériles (ciseaux, scalpel, pinces, forage, aiguilles, matériel de suture) en utilisant un stérilisateur. Disposer des outils stériles et d' autres solutions nécessaires et les fournitures de chirurgie tels que les swaps stériles de coton, désinfectant, stérile tampon phosphate salin (PBS, pH 7,4), et H 2 O 2 sur un champ opératoire stérile.
  2. Pull micropipettes de verre pour les injections (figure 1A, encart) en utilisant une largeur de 3 mm boîte filament sur ​​un microélectrodes horizontal extracteur selon les instructions du fabricant.
    Remarque: Pour les injections profondes, le cône de l'électrode doit être suffisammentlong pour atteindre les ventrales la plupart des coordonnées (environ 5 mm;. pour les coordonnées, voir 1.10).
  3. Premix 1 pl de solution de virus et 0,2 pi de solution vert rapide de 0,1% dans du PBS stérile (pour une meilleure visibilité de la solution dans la pipette en verre). Remplissez pipettes en verre avec un mélange de solution de virus et vert rapide à l' aide d' une pipette microlitre avec une pointe fine (figure 1A, encart).
    Remarque: Travailler avec des vecteurs viraux adéno-associés recombinants (rAAV) est considéré comme le niveau de biosécurité 1 (BSL 1) travail et doit être exécuté dans un BSL 1 laboratoire. rAAV utilisés dans cette étude (figure 1C) étaient les suivants : 1) CPFm: rAAV-Hsyn-ChR2 (H134R) -eYFP (sérotype 2/9) 16; 2) MGm / PIN: rAAV-CAGH-ChR2 (H134R) -mCherry (sérotype 2/9) 23; 3) mpITC / BLA: rAAV-EF1a-DIOhChR2 (H134R) YFP (sérotype 2/1) 23
  4. Anesthésier une souris à l'aide d'une petite machine d'anesthésie des animaux (isoflurane: 3% dans de l'oxygène pour l'induction).
    Remarque: Les souris utilisées dans cette étude étaient 4 -7 semaines et des souches suivantes et génotypes: C57BL6 / J de type sauvage (expérience sur les figures 2A et 3A-D); GAD67-GFP 24 (expérience dans les figures 2B et 3E-H); TAC2-Cre 25 (expérience dans les figures 2C et 3I-J).
  5. Raser la tête entre les oreilles et les yeux. Appliquer un désinfectant (providone-à base d'iode) à la tête rasée en utilisant des cotons-tiges.
  6. Appliquer une pommade oculaire pour éviter le dessèchement des yeux pendant l'anesthésie. Injecter par voie sous- cutanée à la souris avec analgésique (0,1 ml d'une solution de 5 mg à base de méloxicam-/ ml).
  7. Placer la souris dans le cadre stéréotaxique (figure 1A) et maintenir une anesthésie par l' intermédiaire d' un masque d'anesthésie au gaz (isoflurane: 2% dans de l' oxygène pour la maintenance). Contrôler la profondeur d'anesthésie en utilisant le retrait du membre réflexe avant de continuer.
    Remarque: Maintenir des conditions stériles aussi bien que possible pendant toute la procédure chirurgicale; porter un masque facial jetable, go chirurgicalewn, et des gants.
  8. Faire incision de la peau sur le dessus de la tête avec des ciseaux. Tirez doucement sur ​​la peau sur le côté en utilisant des pinces émoussées, fixer avec des pinces pour exposer la surface du crâne, et le crâne propre avec H 2 O 2.
  9. Sites d'injection Marquer sur le crâne à l' aide d' un marqueur fines et percer des trous permanents pointe pour les deux hémisphères (figure 1B). Coordonnées pour les injections dans cette étude sont (de bregma (mm)): CPFm: antérieure 1.9, latérale ± 0,3, 2,1 ventrale; MGm / PIN: 3.0 postérieure, latérale ± 1,8, 3,8 ventrale; mpITC / BLA: 1,45 postérieure, latérale ± 3,35, et 4,75 ventrale.
  10. Monter rempli pipette en verre sur le cadre stéréotaxique relié à un dispositif d'injection de pression et amener la pipette en position bregma.
  11. Casser la pointe de la pipette de verre en utilisant pince fine pointe droite. Pour ce faire, doucement pour éviter la production d'aérosols de solution de virus. Assurez-vous que la pointe de la pipette est ouverte en appliquant quelques impulsions de pression et en observant l'extrusion de gouttes de virus solution.
  12. Aller aux coordonnées d'injection désirées et injecter la moitié du contenu de la pipette (~ 0,5 pi) en utilisant les paramètres suivants sur le dispositif d'injection de pression: Pression: 20 psi, longueur d'impulsion moyenne: 30 ms, le nombre moyen d'impulsions: 50.
  13. Laissez pipette en place pour ~ 1 min avant de lentement (1 mm / min) rétracter.
    Remarque: Assurez-vous que la pipette ne soit pas bloqué avant de répéter la procédure avec la même pipette sur un autre hémisphère. En cas de pointe bloquée, propre ou rompre la pointe et la position zéro de la pipette à bregma à nouveau.
  14. Nettoyer le crâne avec du PBS (pH 7,4), retirer des pinces, tirez doucement la peau ensemble, et suturer l'incision avec bouton individuel suture (3 - 4 nœuds). Appliquer un désinfectant (providone-à base d'iode) autour de la plaie.
  15. Arrêtez l'anesthésie et ne pas laisser la souris sans surveillance jusqu'à ce qu'il soit complètement réveillé. Gardez seule loge ou retourner à la compagnie d'autres animaux que lorsqu'il est complètement récupéré. Après l'opération, continuer à surveiller l'état de santé, et administer analgésique si nécessaire. Suivez les procédures selon les règles formulées par le Comité des soins et l'utilisation des animaux local.

2. Préparation des tranches aiguës

  1. Préparer ACSF, solution de coupe, outils (ciseaux, scalpel, pince, spatule, pipette Pasteur), et des blocs de gélose.
    Note: 1 litre de liquide céphalo-rachidien artificiel (ACSF) est requise par l' expérience, et elle est préparée par dissolution de produits chimiques dans bidistillée H 2 O comme précédemment publiée 16,23. Solution de coupe est préparée en complétant 200 ml de ACSF avec 0,87 ml de M MgSO4 solution mère 2.
  2. ACSF et oxygéner la solution de découpe tout au long de l'expérience avec 95% O 2 et 5% de CO 2.
  3. Profondément anesthésier souris à l'aide d'une petite machine d'anesthésie de l'animal en utilisant l'isoflurane (3% en oxygène). Contrôler la profondeur d'anesthésie en utilisant le retrait du membre réflexe avant de continuer.
  4. Décapitez souris à l'aide de ciseaux et de grandes refroidir immédiatementla tête dans une solution de coupe glacée.
  5. Ouvrir le crâne par une seule incision médiane de caudale à rostre et pousser délicatement des morceaux de crâne sur les côtés à l'aide de forceps. retirer rapidement le cerveau en soulevant doucement hors du crâne à l'aide d'une petite spatule arrondie. Coupez le cervelet avec scalpel. Placez le cerveau dans une solution de coupe glacée.
  6. Pour les sites d'injection MPFC: couper une partie antérieure du cerveau (contenant CPFm) à l'aide d'un scalpel et mis en solution de coupe glacée jusqu'à ce que le tranchage.
  7. Retirer la solution de coupe excédent avec un papier filtre et coller la partie postérieure du cerveau sur la scène vibratome.
  8. Pour les tranches de amygdale inclinées, coller le cerveau sur un bloc de gélose (4%) coupé à un angle de 35 ° (figure 1D, milieu). Pour les tranches de amygdale coronales, sites d'injection MGm / PIN et des sites d'injection MPFC, coller directement le cerveau sur scène (figure 1D, à gauche et à droite). Placez un bloc de gélose supplémentaire derrière le cerveau pour la stabilité tout en tranchage.
  9. Placstade e dans la chambre de coupe avec une solution de coupe oxygénées glacée qui est maintenue à 4 ° C en utilisant une unité de refroidissement. Préparer des tranches aiguës de l'amygdale (320 pm) en utilisant une lame de saphir. Placer les tranches dans une chambre d'interface fourni avec ACSF oxygénée à la température ambiante.
  10. Après la préparation de tranches de amygdale aiguës, placer la chambre d'interface dans un bain-marie à 36 ° C pour récupérer des tranches pour les 35 - 45 min. Par la suite, le retour de la chambre d'interface à RT. Pour l'enregistrement de ces tranches, passez à l'étape 3.2.
  11. Pendant le début de l'étape 2.10, des tranches de sites d'injection coupé comme décrit précédemment pour les tranches de amygdale aiguës (étapes 02/08 à 02/09). Recouvrement des tranches dans le bain d'eau ne soit pas nécessaire ici. Facultatif: Pour estimer rapidement l'emplacement du site d'injection, observer les tranches sur un stéréoscope équipé d'une lampe fluorescente et des filtres appropriés.
  12. Fixer des tranches contenant des sites d'injection pour l'analyse post-hoc en les intercalant entre deux papiers filtres et submerles ging dans 4% de paraformaldehyde (PFA) dans du PBS solution O / N. Pour l'analyse des sites d'injection passez à l'étape 4.1.

3. Visualisation et stimulation des fibres présynaptiques

  1. Préparer Patch microscope pour l'activation optogenetic de fibres et de cellules:
    1. Centre de la diode montée électroluminescente (DEL) sur la voie de livraison lumière.
    2. Mesurer l'intensité de la lumière LED dans le plan focal arrière et à la sortie de chaque objectif avec un compteur de puissance en choisissant la longueur d'onde appropriée de 470 nm.
    3. Calculer l'intensité lumineuse en mW / mm 2 et de créer une courbe d'étalonnage (intensité LED (%) en fonction de la sortie de lumière (mW / mm 2)) pour chaque objectif pour les valeurs mesurées pour 470 nm de longueur d' onde.
  2. Récupérez une amygdale tranche aiguë de la chambre d'interface et dans la chambre de coupe monté sur le microscope droit équipé d'une lampe fluorescente. Prenez soin de positionner la tranche telle que la slicsurface e vers le haut dans la chambre d'interface est également orientée vers le haut dans la chambre d'enregistrement. Perfuser tranche avec des produits frais, FCSA oxygénée à un taux de 1 - 2 ml / min à une température de ~ 31 ° C.
  3. Observer les fibres présynaptiques dans la tranche à l'aide de la lampe fluorescente en combinaison avec des filtres appropriés pour la protéine fluorescente spécifique exprimée. Utilisez objectif 5x pour obtenir une vue d' ensemble (figure 1E) et 60x objective pour l' évaluation de la densité des fibres dans la zone cible.
    Remarque: Pour la GFP et YFP, l'utilisation du filtre réglé "vert" (Excitation 472/20, Beamsplitter 495, émission 490 LP) pour mCherry utiliser le filtre mis en "rouge" (Excitation 560/40, Beamsplitter 585, Emission 630/70) comme spécifié dans la table des matières / équipement.
  4. Ouvrir ou restreindre l'ouverture dans la voie optique du microscope comme on le souhaite pour l'expérience (figure 2D).
  5. Pour obtenir un enregistrement de patch, remplir une pipette de patch avec une solution interne et monte in support d'électrode. Appliquer une pression positive à la pipette de patch et lentement abaisser d'abord dans la solution de bain et sous contrôle visuel dans la tranche à l'aide du micromanipulateur.
    1. Approchez le neurone d'intérêt avec la pipette de patch sur le côté et le dessus. Relâcher la pression positive lorsque la pipette se trouve sur la surface de la cellule (fossette visible sur la surface cellulaire) et d'obtenir un "gigaseal" en appliquant une pression négative.
    2. Appliquer davantage aspiration à la rupture de la pièce de membrane pour obtenir l'enregistrement de cellules entières. Ensuite, à stimuler les fibres marquées avec la LED connectée en utilisant la longueur d'onde appropriée pour activer chr (470 nm) lors de l'enregistrement des réponses électriques provenant de la cellule.
    3. Pour la stimulation synaptique commencer avec une faible intensité LED et augmenter jusqu'à ce que l'amplitude synaptique courant désirée est atteinte. Déclencher la LED en configurant sorties numériques dans le logiciel d'acquisition de données pour contrôler la synchronisation et l' impulsion de longueur (exemples de la figure3).
      Remarque: les appareils d'autres logiciels et / ou TTL génératrices peuvent être utilisées pour déclencher LED.
  6. stimulation de répétition avec l'ouverture ouverte ou restreinte (étape 3.4) dans la voie optique du microscope que désiré pour la cellule suivante enregistrée et / ou en présence de médicaments spécifiques.
  7. Après l'enregistrement, fixer des tranches pour l'analyse post-hoc en les intercalant entre deux papiers filtres et les submergeant dans 4% PFA O / N.
  8. Analyser les données électrophysiologiques.
    Remarque: Utilisez un logiciel approprié pour visualiser les données de balayage enregistrées pour chaque mode hors connexion de stimulation individuelle. Lors de l'analyse des effets de la drogue, utiliser des routines de détection de pointe pour obtenir cours du temps de l'effet du médicament sur les amplitudes de courant synaptiques pour tous les balayages individuels. Déterminer le moment où l'effet du médicament atteint l'état d'équilibre. Pour préparer les réponses moyennes représentatives pour les chiffres, utiliser un logiciel pour la moyenne ≥10 balayages individuels par condition expérimentale (cf Figure 3B-D, FH, J panneau de droite).
    Remarque: plusieurs logiciels alternatifs peuvent être utilisés pour l'analyse des données.

4. Post-hoc Analyse des sites d'injection

  1. Laver des tranches de sites d'injection (étape 2.12) et les sites d'enregistrement (si ré-imagerie est souhaitée, à l'étape 3.7), trois fois dans du PBS. Ceci est réalisé en remplaçant à plusieurs reprises avec la solution PBS frais sur un agitateur rotatif à trois reprises pendant 10 min.
  2. Préparer la solution d'agar-agar 2% dans du PBS, et laissez-le refroidir à ~ 65 ° C. Placer les tranches à plat sur le fond d'un petit 30 mm de diamètre plat de Pétri, incorporer des tranches dans l'agar-agar et laissez-le refroidir jusqu'à ce que solide.
  3. Coller un bloc de gélose avec une tranche ou des tranches intégré à la scène d'un vibratome et placer étape dans la chambre de coupe avec du PBS.
  4. Relèvement des tranches à 70 um d'épaisseur intégré. Facultatif: Après résection, les tranches peuvent être colorées, à savoir, avec Neurotrace pour révéler cytoarchitecture (figure 3A, C), et / ou by coloration par immunofluorescence pour YFP ou mCherry pour booster le signal de la protéine de fusion ChR.
  5. tranches de montage sur des lames et lamelle avec un milieu de montage. Les sites d'injection de l' image et, si on le souhaite, également des tranches d'image contenant des fibres dans les zones de projection en utilisant un microscope à fluorescence ou un microscope confocal à balayage laser microscope (Figure 2A-C).

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Résultats

Cette section présente le flux de travail d'une approche optogenetic ex vivo et des résultats représentatifs de différentes stratégies expérimentales pour étudier les propriétés physiologiques des projections sensorielles et modulateurs de longue portée à BLA et les neurones mpITC ainsi que les propriétés de connectivité locale entre mpITC et BLA.

Après l' injection stéréotactique du vecteur viral sélectionné ...

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Discussion

Ce protocole décrit une méthode ex vivo enquête optogenetic des circuits neuronaux et la connectivité locale qui peuvent être facilement mises en œuvre sur la plupart, sinon tous, debout tranche enregistrement patch-clamp configurations en les dotant d'une ~ 470 LED au port de lumière épifluorescence nm. Un avantage majeur de la stimulation optogenetic des projections axonales en tranches est qu'il permet l'activation et l'investigation des propriétés des connexions qui ne sont pas accessibles a...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Nous remercions Cora Hübner et Andrea Gall pour leur aide dans l’acquisition de certains des résultats représentatifs. Ces travaux ont été soutenus par le Werner Reichardt Centre for Integrative Neuroscience (CIN) de l’Université de Tübingen, une initiative d’excellence financée par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) dans le cadre de l’initiative d’excellence (EXC 307), et par des fonds de la Charitable Hertie Foundation.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Surgery
Cadre stéréotaxiqueStoelting, USA51670peut être remplacé par un autre cadre stéréotaxique pour souris
Steretoxic framemouse adaptor Stoelting, USA51625peut être remplacé par un autre cadre stéréotaxique pour souris
Masque d’anesthésie au gaz pour sourisStoelting, USA50264n’est plus disponible, remplacé par le n° d’article 51609M
Dispositif d’injection sous pression, Toohey SpritzerToohey Company, États-UnisT25-2-900d’autres dispositifs d’injection sous pression (par ex. Picospritzer) peuvent être utilisés
Kwik Fill capillaires en verreWorld Precision Instruments, Allemagne1B150F-4
Appareil d’anesthésie, IsoFloEickemeyer, Allemagne213261
DC Thermocontroler and heatingpad FHC, USA40-90-8D
Extracteur de micropipette horizontal Modèle P-1000Sutter Instruments, USAStérilisateur d’outils chirurgicaux P-1000
, Stérilisateur 75Melag, Allemagne08754200
rAAV-hSyn-ChR2(H134R)-eYFP (sérotype 2/9)Penn Vector Core, États-UnisAV-9-26973P
rAAV-CAGh-ChR2(H134R)-mCherry (sérotype 2/9)  ;Penn Vector Core, États-UnisAV-9-20938M
rAAV-EF1a-DIOhChR2(H134R)-YFP (sérotype 2/1)  ;Penn Vector Core, États-UnisAV-1-20298P
vert rapideRoth, Allemagne0301.1
Anesthésique isoflurane, Isofurane CP (1ml/ml)CP Pharma, Allemagne
Antiseptique, Bétadine (providone iodée)Purdure Products, USABSOL32peut être remplacé par d’autres désinfectants
Analgésique, Solution Metacam (5mg/ml méloxicam)Boehringer Ingelheim, Allemagnepeut être remplacé par d’autres analgésiques
Bepanthen pommade oculaireBayer, Allemagne0191peut être remplacé par d’autres pommade oculaire
Drill NM3000 (SNKG1341 et SNIH1681)Nouvag, Suisse
Sutranox SutureNeedle Fine Science Tools, Allemagne12050-01
Tressed Silk SutureFine Science Tools, Allemagne18020-60
Enregistrements, stimulation lumineuse et analyse
artificial céphalo-rachidien (ACSF)pour la composition, voir les références #16 et #23
Solutions de patch internepour la composition, voir les références #16 et #23
MagnesiumSulfate HeptahydrateRoth, AllemagneP027.1préparer une solution mère de 2M dans purifiée Trancheuse à eau
, Microm HM650VFisher Scientific, Allemagne920120
Unité de refroidissement pour trancheuse à tissus, CU65Fisher Scientific, Allemagne770180
Lame saphirDelaware Diamond Knivescommande personnalisée, renseignez-vous auprès de la société
Stéréoscope, SZX2-RFA16Olympus, Japon
Lampe fluorescente Xcite (XI120Q-1492)Lumen Dynamics Group, Canada2012-12699
Microscope patch, BX51WIOlympus, Japon
Amplificateur patch Multiclamp 700B  ;Dispositifs moléculaires, États-Unis
Digitdata 1440ADispositifs moléculaires, États-Unis
Logiciel PClamp, Version 10Dispositifs moléculaires, États-Unisutilisés pour contrôler l’acquisition et la stimulation
de données Régulateur de température de bain, TC05Luigs & Neumann, Allemagne200-100 500 0145
Micromanipulateur à trois axes Mini 25Luigs & Neumann, Allemagne210-100 000 0010
Contrôleur de micromanipulateur SM7Luigs & Neumann, Allemagne200-100 900 7311
capillaires en verre pour pipettes patchWorld Precision Instruments, AllemagneGB150F-8P
Papier filtre en nitrate de cellulose pour chambre d’interface  ;Satorius Stedim Biotech, Allemagne13006--50----ACN
Unité LED, CoolLED pECoolLED, UK244-1400CoolLED ou USL 70/470 et les adaptateurs appropriés sont deux choix alternatifs pour la stimulation LED
CoolLED 100 Dual AdaptCoolLED, UKpE-ADAPTOR-50ECoolLED ou USL 70/470 et les adaptateurs appropriés sont deux choix alternatifs pour
l’unité LED de stimulation LED, USL 70/470Rapp OptoélectroniqueL70-000CoolLED ou USL 70/470 et les adaptateurs appropriés sont deux choix alternatifs pour la stimulation LED
Adaptateur à double portRapp Optoélectroniquerenseignez-vous auprès de la sociétéCoolLED ou USL 70/470 et les adaptateurs appropriés sont deux choix alternatifs pour la stimulation LED
Jeu de filtres rouge (excitation)AHF, AllemagneF49-560Les filtres peuvent être achetés en kit F46-008
  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; (séparateur de faisceau)AHF, AllemagneF48-585Les filtres peuvent être achetés en kit F46-008
  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; (émissions)AHF, AllemagneF47-630Les filtres peuvent être achetés en kit F46-008
Jeu de filtres vert (excitation)AHF, AllemagneF39-472Alternatives : jeu de filtres F36-149 ou F46-002 (avec émission passe-bande)
  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; (séparateur de faisceau)AHF, AllemagneF43-495WAlternatives : jeu de filtres F36-149 ou F46-002 (avec émission passe-bande)
  ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ;   ; (émissions)AHF, AllemagneF76-490Alternatives : jeu de filtres F36-149 ou F46-002 (avec émission passe-bande)
LaserCheck, wattmètre portableCoherent, États-Unis1098293
IgorPro Software, Version 6Wavemetrics, USApour l’analyse des données électrophysiologiques, d’autres progiciels alternatifs peuvent également être utilisés  ;
Suite neuromatique de macros pour IgorProhttp://www.neuromatic.thinkrandom.compour l’analyse de données électrophysiologiques, d’autres progiciels alternatifs peuvent également être utilisés.
Analyse post hoc des injections et des projections
Poudre de paraformaldéhyde (PFA)Roth, Allemagne0335.2
Neurotrace 435/455 colorant Nissl fluorescent bleuInvitrogenN-21479
agar-agar pour l’enrobage et la résectionRoth, Allemagne5210.3
Boîtes de Pétri 30 x 10 mm pour l’enrobageSPL Life Des alternatives scientifiquespeuvent être utilisées
Slides, Super FrostR. Langenbrinck, Allemagne61303802alternatives peuvent être utilisées
des lamelles de recouvrementR. Langenbrinck, Allemagne3000302alternatives peuvent être utilisées
Milieu de montage Vecta ShieldVector Laboratories, USAH-1000média de montage alternatif peut être utilisé
Filtre en nitrate de cellulose pour l’aplatissement coupes pour fixationSatorius Stedim Biotech, Allemagne11406--25------N
Microscope confocal à balayage laser LSM 710Zeiss, Allemagne

Références

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