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Article de méthode

Fémur Fenêtre Chambre Modèle pour

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DOI :

10.3791/54205

⸱

28 juillet 2016

 ,  ,  , 
1Princess Margaret Cancer Centre, 2Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 3Techna Institute, University Health Network

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le protocole décrit un nouveau modèle de chambre fenêtre du fémur murin qui peut être utilisé pour suivre le mouvement des cellules dans la moelle osseuse fémorale in vivo. La microscopie à fluorescence multiphotonique intravitale est utilisée pour imager trois composants de la moelle osseuse fémorale (système vasculaire, matrice de collagène et neutrophiles) au fil du temps.

Résumé

La moelle osseuse est un organe complexe qui contient diverses cellules hématopoïétiques et non hématopoïétiques. Ces cellules sont impliquées dans de nombreux processus biologiques, notamment l’hématopoïèse, la régulation immunitaire et la régulation tumorale. Les méthodes couramment utilisées pour comprendre les actions cellulaires dans la moelle osseuse, telles que l’histologie et la numération globulaire, fournissent des informations statiques plutôt que de capturer l’action dynamique de plusieurs composants cellulaires in vivo. Pour compléter les méthodes standard, un modèle basé sur une chambre fenêtre (WC) a été développé pour permettre l’imagerie in vivo en série des cellules et des structures de la moelle osseuse murine. Ce protocole décrit une intervention chirurgicale pour l’installation du WC dans le fémur, afin de faciliter l’accès optique à long terme à la moelle osseuse fémorale. En particulier, pour démontrer son utilité expérimentale, cette approche WC a été utilisée pour imager et suivre les neutrophiles dans le réseau vasculaire du fémur, fournissant ainsi une nouvelle méthode pour visualiser et quantifier le trafic et la régulation des cellules immunitaires dans la moelle osseuse. Cette méthode peut être appliquée pour étudier divers processus biologiques dans la moelle osseuse murine, tels que l’hématopoïèse, la greffe de cellules souches et les réponses immunitaires dans des conditions pathologiques, y compris le cancer.

Introduction

La moelle osseuse est un organe important impliqué dans l'hématopoïèse et la régulation immunitaire. Il se compose d'un composant hématopoïétique contenant des cellules souches et progénitrices hématopoïétiques (hspC), et un composant de stroma contenant des cellules progénitrices non hématopoïétiques qui donnent naissance à des cellules mésenchymateuses 1. Deux tiers de l' activité hématopoïétique est dédié à la génération de cellules myéloïdes 2. En particulier, un grand nombre de neutrophiles sont produites dans la moelle osseuse, avec 1-2 x 10 cellules 11 produites par jour chez un humain adulte normal 2. Les neutrophiles sont la première ligne de défense contre les infections microbiennes et sont principalement réservés dans la moelle osseuse jusqu'à ce que le stress déclenche leur mobilisation pour compléter les neutrophiles périphériques 1,3. En plus de leurs effets anti-microbiens, des études récentes suggèrent un rôle important de neutrophiles dans la biologie du cancer, ayant à la fois pro- et anti- tumorigène phénotypes en fonction de la croissance transformantfacteur bêta (TGF-β) de signalisation dans le 4,5 microenvironnement de la tumeur. Par ailleurs, des études ont montré que les neutrophiles qui accumulent dans les tumeurs primaires exercent des effets pro-tumorigènes et métastatiques en supprimant la fonction cytotoxique des lymphocytes T 6,7, tandis que les neutrophiles en circulation exercent un cytotoxique, un effet anti-métastatique 8. En tant que tel, enquête sur les cellules hématopoïétiques de la moelle osseuse, en particulier des neutrophiles, est cruciale pour élucider leur rôle dans la régulation immunitaire et la tumeur.

Histopathologie et un dénombrement complet du sang périphérique sont couramment utilisés pour évaluer les altérations cellulaires et structurelles dans la moelle osseuse 9. Cependant, ces procédés ne fournissent que des informations statiques de différentes populations cellulaires ou des microstructures de tissu. Longitudinale imagerie in vivo peut être utilisé en combinaison avec les méthodes standard pour évaluer la dynamique de plusieurs cellules, vasculaires et stromales, ainsi que des composants de cellule à cinteractions ell de manière longitudinale. Microscopie intravitale (IVM), définie comme l' imagerie d'animaux vivants à une résolution microscopique 10 est particulièrement utile pour l' évaluation des processus cellulaires dynamiques au cours du temps dans un même échantillon, ce qui réduit le nombre d'animaux d' expérimentation nécessaire. IVM est souvent combiné avec une chambre de fenêtre chroniquement transplanté (WC) pour accéder à l'organe d'intérêt pour l'imagerie sur une durée de quelques semaines ou mois. modèles WC crâniennes et dorsale-skinfold ont la plus longue histoire d'utilisation qui remonte au milieu des années 1990. Plus récemment, d' autres modèles de WC spécifiques d'organes , tels que ceux du coussinet adipeux mammaire et les divers organes de l' abdomen ont été développés 11.

L'approche typique pour l' imagerie de la moelle osseuse in vivo est exposée principalement impliquée de la calvaria de souris, où l'os amincie permet la visualisation directe des cellules individuelles avec une intervention chirurgicale minimale 12-14. Cependant, l'os calvarial osseuse peut be distinct de celui des autres os, tels que l'os long, tel que démontré par un nombre inférieur de HSPCs et les cellules hypoxiques dans calvaria, qui indique le maintien et le développement de HSPCs 15 réduite. Par conséquent, des approches alternatives pour l'évaluation des composants cellulaires dans l'os long ont été étudiés. Ceux - ci comprennent l' exposition directe de l'os fémoral osseuse 16 et de la transplantation ectopique du fémur scission du dorsale skinfold WC 17. Cependant, la première est une procédure de terminal qui ne permet pas le suivi des altérations cellulaires, structurelles et fonctionnelles sur des périodes de temps plus longues, et le second probablement perturbe le fonctionnement normal de la moelle osseuse en raison de la transplantation du fémur à un site ectopique à l'intérieur du WC dorsale du pli cutané. Une autre méthode qui permet une imagerie en série orthotopique de la moelle osseuse du fémur au cours du temps est l'utilisation d'un WC dans l'os du fémur. Un rapport précédent a démontré l'imagerie à long terme de la microcirculation dans l'os fémoral osseuse au moyen d'unfémur WC chez les souris 18. En outre, les auteurs ont démontré la visualisation des cellules tumorales dans le fémur, ce qui indique son utilité dans la métastase de la moelle osseuse de surveillance. Cependant, cette conception de WC est limitée par sa grande taille (1,2 cm de diamètre) et relativement petite surface d'imagerie (4 mm de diamètre), qui est uniquement pour la grande souris (26-34 g, 3-6 mois), ce qui rend le approche pratique pour une utilisation de routine.

Par conséquent, un nouveau WC avec une taille globale plus petite et la plus grande surface d'imagerie interne a été conçue dans le but de la présente étude. Le but de cette étude était de fournir un procédé pour imager différents types de cellules dans la moelle osseuse du fémur. Le modèle de WC du fémur a été développé en interne et a été utilisé pour visualiser et suivre neutrophiles dans le réseau vasculaire 3D. En utilisant ce modèle, MIV de la moelle osseuse peut être réalisée en série sur 40 jours. Cette approche peut être appliquée à une variété de domaines pour élucider les processus de l'hématopoïèse, une régulation immunitairele développement de la tumeur nd.

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Protocole

NOTE: Tous les travaux des animaux a été effectuée dans le protocole # 2615 approuvé par le Comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux University Health Network.

1. Préparation chirurgicale de la souris

  1. Avant la chirurgie, stériliser les instruments chirurgicaux et la chambre à fenêtre (WC) par autoclavage. Compléter l'eau potable avec 50 mg / kg de poids corporel de l'amoxicilline 2 jours avant l'intervention chirurgicale. Injecter de la souris avec 0,1 mg / kg de poids corporel de la buprénorphine par voie intrapéritonéale 4 heures avant l'intervention chirurgicale.
  2. Anesthetize la souris nude athymiques par injection intrapéritonéale d'une solution saline 350-400 ul contenant 80 mg / kg de kétamine et 13 mg / kg de xylazine (Note: Ceci a été approuvé par le Comité de protection des animaux dans les institutions, et nous avons pas eu une expérience avec des effets indésirables ). Confirmer l'anesthésie correcte en testant pied réflexe. Continuer d'observation du rythme respiratoire, la couleur des muqueuses et réflexes du pied au cours de la procédure.
  3. Effectuer la pr chirurgicaleocedures sous une enceinte de sécurité biologique pour maintenir des conditions stériles au cours de la chirurgie. Placer la souris sur un coussin chauffant électrique recouverte d'un drap chirurgical pour maintenir la température du corps pendant l'intervention chirurgicale. Effectuer toutes les interventions chirurgicales sous la loupe binoculaire.
  4. Appliquer une pommade oculaire pour garder les yeux humides pendant la chirurgie. Répéter si nécessaire pendant la procédure chirurgicale. La stérilisation de la zone de fonctionnement de la souris en essuyant avec 7,5% de povidone-iode, 70% d'alcool isopropylique et 10% de povidone-iode consécutivement, et répéter deux fois cette procédure.
  5. Faire une incision longitudinale de la peau de 10 mm en utilisant un scalpel avec une lame (# 15), se rapprochant du fémur du côté latéral. Exposer le fémur entre les muscles fléchisseurs et extenseurs par dissection en utilisant des pinces hémostatiques et pour assurer la fonctionnalité musculaire.
  6. Insérez la barre en forme de U sous l'os, et installer le WC (Figure 1). Fixer la barre à la fenêtre en utilisant deux écrous, et serrer les écrous avec pourCèpes. Remplir l'espace entre l'os et le WC avec du ciment dentaire.
  7. Broyer l'os cortical dans une région de 2 mm x 2 6 avec un micro-foret pour obtenir un accès optique à la cavité médullaire.
    Remarque: Inspectez soigneusement l'amincissement de l'os cortical sous le microscope pendant cette procédure. Laissez une couche de périoste intact, presque transparent de l'os.
  8. Placez le 8 mm lamelle sur la fenêtre, et fixer la lamelle avec un anneau élastique pour le maintenir en place.
  9. Réajuster la musculature des muscles fléchisseurs et extenseurs de retour à leur emplacement d'origine en utilisant des pinces pour maintenir leur fonction après la chirurgie. Suturer le derme à l'aide de fil de suture 5-0 et un porte-aiguille.
  10. Surveiller la souris pour la récupération, jusqu'à ce qu'il soit conscient et est en mesure de se déplacer librement. Mettre l'animal dans une nouvelle cage lorsqu'ils ont été récupérés.
  11. Après la récupération, effectuer l'acquisition d'images sur l'animal le même jour ou les jours suivants (voir la section 2). Surveiller la phyétat cal de la souris quotidienne.
    Note: Surveiller les conditions physiques, telles que le poids portant sur le membre, courbant, respiration rapide ou superficielle, gonflement des membres postérieurs, l'auto-mutilation, la cellulite et la dermatite sévère.
  12. Donner une injection intrapéritonéale de 0,1 mg / kg de poids corporel de la buprénorphine pendant 3 jours et 1 mg / kg de poids corporel du méloxicame pendant 5 jours après la chirurgie pour le traitement de la douleur et de l'inflammation post-opératoire. Continuer à fournir l'eau amoxicilline supplémenté pendant 5 jours.
  13. Au point limite expérimental, euthanasier l'animal par le CO 2 narcose suivie d'une méthode secondaire (par exemple, la dislocation cervicale).

2. Acquisition d'image à l'aide combinée multi-photon et microscopie confocale

  1. Avant l'imagerie, anesthésier les souris par injection intraperitoneale d'une solution saline 350 à 400 pi contenant 80 mg / kg de kétamine et 13 mg / kg de xylazine. Vous pouvez également utiliser un anesthésique inhalable, lorsqu'il est disponible.Appliquer une pommade oculaire.
  2. Injecter le mélange de colorants intravasculaires pour l'étiquetage vasculature (0,65 mg de 2 MDa fluorescéine (FITC) -dextrane) et de neutrophiles (4 ug de allophycocyanine (APC) anticorps Ly6G -anti).
  3. Utiliser un multi-photons combiné en position verticale et confocal équipé d'un laser à photons multiples allant 705-980 nm pour l'excitation à deux photons, ainsi que les lasers à photon unique qui fournit des longueurs d'onde d'excitation du bleu au rouge.
  4. Définir une étape d'imagerie sur mesure sur le microscope (figure 1B). Fixer la souris sur la scène par serrage des deux extrémités du WC avec des pinces crocodiles.
    Remarque: Les composants critiques de la scène sont: deux pinces crocodile pour maintenir le WC, et un élément de chauffage pour maintenir la température physiologique (37 ° C) de la souris lors de l'imagerie.
  5. Allumez le laser à deux photons et le système confocal, et lancer le logiciel d'acquisition d'image en cliquant sur "Start System". Une fenêtre avec 4 onglets (Localiser,Acquisition, traitement, et maintenir) ouvrira.
  6. Mettre en place les canaux d'imagerie. Cliquez sur «Smart Setup» sous l'onglet Acquisition et choisissez les colorants qui seront utilisés pour l'imagerie: FITC (excitation à 488 nm, 493-588 nm émission) et APC (633 nm excitation et 638-743 nm émission). Choisissez "Meilleur Signal" et cliquez sur "Appliquer".
  7. Ajouter la deuxième génération d'harmoniques (SHG) canal d'acquisition d'image manuellement. Allumez le laser à deux photons dans la fenêtre "Laser" dans l'onglet Acquisition. Sous la fenêtre Canaux, cliquez sur le signe "+" pour ajouter une piste.
  8. Mettre en place la piste SHG. Changer la longueur d'onde de 840 nm sous la fenêtre des canaux en utilisant les flèches vers le haut et vers le bas, et choisissez la plage de détection à être 415-425 nm sous la fenêtre "Path Light" en utilisant la barre de défilement.
  9. Cliquez sur "Oculaires en ligne" sous l'onglet Locate. Cliquez sur FITC sous le réglage de filtre pour FITC pour afficher la région d'intérêt et d'ajuster la mise au point manuellement en tournant til se concentre bouton sur le côté du microscope. Lorsque la région d'intérêt se trouve, cliquez sur "Oculaires Hors ligne" sous l'onglet Locate.
  10. Cliquez sur l'onglet Acquisition. Sélectionnez la piste FITC sous la fenêtre des canaux et cliquez sur "Live" pour prévisualiser l'image de FITC-dextran avec l'objectif 5X. Réglez la mise au point, si nécessaire, et cliquez sur "Stop" sous l'onglet Acquisition pour arrêter la prévisualisation.
  11. Tourner manuellement à 20X objective de l'eau en déplaçant une roue au-dessus des lentilles. Voir l'image à nouveau pour FITC-dextran en utilisant l'objectif 20X, et ajuster Master Gain et sténopé sous la fenêtre des canaux pour obtenir un signal optimal et le contraste. Répéter pour les autres canaux en sélectionnant APC et SHG pistes sous la fenêtre des canaux.
  12. Choisissez les paramètres d'imagerie. Cliquez sur "Mode d'acquisition" pour ouvrir sa fenêtre. Définissez la taille de l'image soit 1.024 x 1.024 pixels, et la moyenne de 4X pour obtenir des images de haute qualité.
  13. Acquérir un instantané 2D. Sélectionnez tous les canaux sous les canaux gagnentdow et cliquez sur "Snap" sous l'onglet Acquisition. Vérifiez la qualité de l'image et de modifier les paramètres d'imagerie si nécessaire.
  14. Acquérir image 2D time-lapse.
    1. Cochez "Time Series" dans l'onglet Acquisition pour ouvrir la fenêtre Time Series. Tapez 0 dans les intervalles, et 40 pour le nombre total de balayages de prendre 40 images en continu, sans intervalle de temps.
      Note: 40 scans génère environ 5 minutes de temps-série avec une vitesse de balayage de 7,5 sec / cadre et la taille de l'image de 600 um x 600 um. Ajuster l'intervalle et le nombre de balayages en fonction du microscope, les paramètres d'acquisition d'image et la vitesse de l'appareil de trame. Un intervalle de temps fixe (> 0 sec) peut être utilisé pour comparer les images time-lapse acquises à différents moments. Une durée plus longue d'imagerie time-lapse peut être nécessaire en fonction de la vitesse moyenne attendue des neutrophiles (ou d'autres cellules d'intérêt) dans la condition expérimentale.
  15. Acquérir image 3D.
    1. Cochez "Z-Stack" dans l'onglet Acquisition pour ouvrir la fenêtre Z-Stack. Démarrez le "Live" mode de prévisualisation pour FITC-dextran. Focus sur la partie supérieure de l'échantillon et cliquez sur "Définir d'abord», et se concentrer sur l'autre extrémité de l'échantillon et cliquez sur "Définir Last" dans la fenêtre Z-stack.
    2. Réglez l'intervalle de 10 um sous la fenêtre Z-stack. En fonction de la première et de la dernière tranche optique sélectionné à l'étape précédente, cela va générer 10-20 tranches, avec une épaisseur optique globale de 90 à 180 um.
      Remarque: L'intervalle z pile dépend de la taille du trou d'épingle, qui détermine l'épaisseur de la tranche optique. Régler l'intervalle soit inférieure à l'épaisseur de la tranche optique.
    3. Cliquez sur "Démarrer Experiment" sous l'onglet Acquisition de commencer à recueillir des images.
  16. Acquérir image 3D time-lapse.
    1. Cochez "Time Series" et "Z-stack" dans l'onglet Acquisition pour ouvrir la série chronologiqueet les fenêtres Z-stack.
    2. Mettre en place la série Le temps et les paramètres d'acquisition Z-stack comme décrit dans les étapes 2.14 et 2.15. Cliquez sur "Démarrer Experiment" sous l'onglet Acquisition de commencer à recueillir des images.
  17. Surveiller la souris lors de l'imagerie pour vous assurer qu'il est stable et inconscient. Si la souris est instable et / ou consciente lors de l'imagerie, retirez la souris de la scène, l'injection supplémentaire de 100-150 ul de la solution anesthésique par voie intrapéritonéale, et continuer l'imagerie.
    Remarque: Les signes d'instabilité comprennent une respiration rapide et le mouvement de la souris, qui peut être vu comme déplacer des objets dans les images acquises.
  18. Après l'acquisition d'image, prenez la souris hors de la scène et le retourner à la cage. Utilisez une lampe chauffante pour le garder au chaud, et de surveiller la souris jusqu'à ce qu'il soit conscient.

Analyse et Quantification 3. image

  1. Utilisez un logiciel d'analyse d'images pour analyser les données 3D et de séries chronologiques. Ouvrez le logiciel etajouter des images en les faisant glisser dans l'écran ouvert, qui est appelé vue "Arena". Double-cliquez sur un fichier image pour l'ouvrir; l'image sera ouverte sous "Surpass" vue.
  2. Créer une image 2D / 3D.
    1. Dans la barre «Plus» qui se trouve sur le coin en haut à droite, cliquez sur "Modifier / Afficher Réglage de l'affichage" pour ouvrir "Réglage de l'affichage" fenêtre. Optimiser l'affichage de la fluorescence en ajustant les seuils pour chaque canal, et prendre une photo pour enregistrer l'image.
  3. Générer des pistes d'objets en utilisant des images de time-lapse.
    1. Ouvrez l'image à analyser sous "Surpass" vue. Cliquez sur l'icône avec une image de points orange, trouvé sous l'icône "Surpass". Cela va ouvrir une nouvelle fenêtre "Spots".
    2. Cochez "Spots de piste (dans le temps)" et cliquez sur la flèche bleue pour aller à l'étape suivante. Sélectionnez le canal contenant les objets à suivre sous "Source Channel", et définir le Diamet objet estiméer sous "estimée Diamètre XY" en tapant un numéro. Cliquez sur la flèche bleue pour aller à l'étape suivante.
      Remarque: Pour le suivi des neutrophiles, sélectionnez le canal contenant APC fluorescence pour les neutrophiles et régler le diamètre de l'objet à 12 pm en fonction de la taille connue de neutrophiles.
    3. Dans la fenêtre, recherchez et sélectionnez "Qualité" filtre en cliquant sur la flèche vers le bas. Observer les points définis par le logiciel et régler le seuil manuellement pour inclure ou exclure des taches. Une fois que le seuil est défini, cliquez sur la flèche bleue pour passer à l'étape "Suivi".
    4. Avec l'algorithme, trouver et sélectionner "Autoregressive Mouvement Algorithm" en cliquant sur la flèche vers le bas. Tapez 10 pm pour "Max Distance" et 3 pour "Taille Max Gap" trouvé sous Paramètres. Cochez «Combler les lacunes avec tous les objets détectés" pour commencer le suivi, et cliquez sur la flèche bleue pour aller à l'étape suivante.
      Note: "algorithme de mouvement Autoregressive» est utilisé fou des objets qui ont dirigé le mouvement, car il génère des pistes basées sur l'emplacement prévu du mouvement précédent. "Max Distance" et "Max Gap Size" peut être ajustée en fonction de la dimension attendue et la vitesse de l'objet suivi, ainsi que la durée globale de l'image time-lapse.
    5. Sous Type de filtre, sélectionnez le "Track Durée" filtre. Cliquez sur la flèche verte pour terminer le suivi et vérifier les pistes qui ont été générés. Retour à l'étape précédente si nécessaire pour trier manuellement les pistes.
  4. Si l'image dérives time-lapse générés, corriger la dérive de la traduction.
    1. Cliquez sur l'icône avec une image d'un crayon. Ceci est un onglet d'édition qui ouvre "Modifier Tracks" fenêtre. Examinez l'image time-lapse et trouver une place de référence qui ne devrait pas être en mouvement pour toutes les images.
    2. Dans le coin supérieur gauche de l'écran, trouver "Pointer" fenêtre et cocher "Sélectionner" pour activer le cursor pour sélectionner un endroit. Cliquez sur le point de référence.
    3. Cliquez sur "Drift correcte" dans la fenêtre "Modifier Tracks". Cochez "Translational Drift". Le logiciel génère automatiquement la série corrigée des images.
  5. Mesurer le mouvement cellulaire défini par les traces d'objets dans les images de time-lapse.
    1. Sous la fenêtre "Modifier Tracks", cochez "Tracks" et sélectionnez une piste qui représente le mouvement d'une cellule. La piste sélectionnée sera surlignée en jaune dans l'image des séries chronologiques.
    2. Cliquez sur l'icône avec une image d'un graphique pour ouvrir la fenêtre (onglet statistiques) "Statistiques".
    3. Sous "Sélection", sélectionnez "Track Vitesse moyenne" en cliquant sur la flèche vers le bas pour générer la vitesse de la piste signifie pour la piste sélectionnée. Choisissez différentes pistes et répétez les étapes pour mesurer la vitesse de la piste signifie pour toutes les cellules d'intérêt.

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Résultats

Murine fémorale de la moelle osseuse est accédé avec succès à l' aide du WC pour permettre la visualisation des neutrophiles et des réseaux individuels vasculaires. La figure 1 montre l'instrument WC et décrit la procédure chirurgicale, qui comprend une exposition de l'os du fémur et de l' amincissement de la corticale pour avoir accès optique à l' intérieur du OS. La chirurgie est bien tolérée chez la souris; ils ont été évalués pour des réactions ph...

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Discussion

En temps réel, l'imagerie en série des processus cellulaires dynamiques dans la moelle osseuse contient des informations qui est par ailleurs difficile à obtenir en utilisant des techniques classiques telles que l'histologie et la numération totale du sang. Le modèle de WC du fémur décrit ici offre des occasions uniques pour enquêter sur des altérations cellulaires et structurelles dans la moelle osseuse au fil du temps. Bien qu'un modèle fémur WC a été indiqué précédemment, notre nouvelle conception fournit...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Fonds avancée Microscopie optique (de www.aomf.ca) au Réseau universitaire de santé de l'aide à la microscopie, et M. Jason Ellis de la princesse Margaret Cancer Center Machine Shop pour la fabrication du WC et l'étape d'imagerie. Nous tenons également à remercier le Dr Iris Kulbatski pour l'édition de manuscrits.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
NRCNU-F souris nues athymiquesTaconicNcr nude8-10 semaines, femelles
SalineBaxterJB1302P
chlorhydrate de kétamineBioniche Santé animale Canada, Inc.DIN 01989529
XylazineBayer HealthCare, Bayer Inc.DIN 02169592
Champ chirurgicalProximaDYNJP2405
Coussin chauffant électriqueLife Brand57800827375
StéréomicroscopeLeicaLeica M60
Pommade pour les yeux (gel lacrymal)Novartis  ;T296/2
7,5 % de bétadinePurdue Frederick Co67618-151-16
70 % d’alcool isopropyliqueGreenFieldP010IP7P
10 % de bétadinePurdue Frederick Co67618-150-05
Manche de scalpelFine Science Tools10003-12
Lame de scalpel (#15)VWR89176-368
Ciseaux à ressort courbésOutils pour les sciences fines15023-10
Baby-Mixter HemostatOutils pour les sciences fines13013-14
Ciseaux finsOutils pour les sciences fines14094-11
Pince Graefe extra fineOutils pour les sciences fines11151-10
Halsted-Mosquito HemostatsOutils pour les sciences fines13008-12
Micro-foretHarvard Apparaus72-6065
Fraises de micro-foretOutils de science fine19007-14
Chambre de fenêtre fémurPMCC atelierd’usinage conception sur mesure9,1 mm- 8,5 mm- 7,5 mm (diamètre extérieur à intérieur), 2,16 mm (rayon de deux trous), 13,9 mm (distance entre deux trous), 0,7 mm (épaisseur)
Barre en forme de UPMCC atelierd’usinage conceptionsur mesure13,8 mm (longueur), 1,6 mm (largeur), 3,7 mm (hauteur)
Verre de protection (8 mm)Warner Instruments  ;HBIO 64-0701 CS-8R
Bague de retenue (8 mm)ACKLANDS GRAINGERUNSPSC #
Écrous (hexagone en acier inoxydable)Fastenal70701
Ciment dentaire3MRelyX U200
Suture (5-0 Monosof noir)CovioienSN-5698
HalseyOutils de science fine12501-13
Buprénorphine (Temgesic)Reckitt BenckiserDIN 0281251
Meloxicam (Metacam)Boehringer IngelheimDIN 02240463
Amoxicilline (Clamavox)PfizerDIN 02027879
FITC-DextranSigma-AldrichFD2000S
APC- Anti-souris Ly-6G (Gr-1)  ;eBioscience17-9668
Microscope à deux photons LSM 710Carl ZeissZeiss LSM 710 NLO
Platine d’imageriePMCC atelierd’usinage conception sur mesure15,9 cm (longueur), 11 cm (largeur), 0,9 cm (hauteur)
Logiciel ImarisBitplaneImaris 8.0Logiciel d’analyse d’images décrit à la section 3 du protocole  ;
Zen 2012ZeissZen 2012Logiciel d’acquisition d’images décrit à la Section 2 du Protocole  ;
31163202 Porte-aiguille

Références

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