Article de méthode

Méthodes d'étude Les modifications lipidiques de neutrophiles et de la formation subséquente des neutrophiles pièges extracellulaires

DOI :

10.3791/54667

⸱

29 mars 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiological Chemistry, University of Veterinary Medicine Hannover, 2Fish Disease Research Unit, University of Veterinary Medicine, 3Department of Clinical Sciences, Biomedical Center, Lund University, 4Research Center for Emerging Infections and Zoonoses (RIZ), University of Veterinary Medicine Hannover

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lipides sont connus pour jouer un rôle important dans les fonctions cellulaires. Nous décrivons ici une méthode pour déterminer la composition lipidique des neutrophiles, en mettant l'accent sur le taux de cholestérol, en utilisant à la fois HPTLC et HPLC pour obtenir une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents de la formation de piège extracellulaire neutrophile.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

l'analyse des lipides effectuée par chromatographie sur couche mince haute performance (CCMHP) est une méthode relativement simple et rentable de l'analyse d'une large gamme de lipides. La fonction des lipides (par exemple, dans les interactions hôte-pathogène ou l' entrée hôte) a été signalé à jouer un rôle crucial dans les processus cellulaires. Ici, nous montrons une méthode pour déterminer la composition des lipides, en mettant l'accent sur le taux de cholestérol des neutrophiles primaires dérivés du sang, par HPTLC en comparaison à une Chromatographie liquide à haute performance (HPLC). L'objectif était d'étudier le rôle des altérations des lipides / cholestérol dans la formation de pièges extracellulaires polynucléaires neutrophiles (TNE). libération NET est connu comme un mécanisme de défense de l'hôte pour empêcher les agents pathogènes de se propager à l'intérieur de l'hôte. Par conséquent, les neutrophiles humains dérivés du sang ont été traités avec du méthyl-β-cyclodextrine (MβCD) pour induire des altérations lipidiques dans les cellules. En utilisant HPTLC et HPLC, nous avons montré que le traitement MβCD des cellules conduit à des lipidesles modifications associées à une réduction significative de la teneur en cholestérol de la cellule. En même temps, le traitement MβCD des neutrophiles a conduit à la formation de TNE, comme le montre la microscopie immunofluorescence. En résumé, nous présentons ici une méthode détaillée pour étudier les modifications lipidiques dans les neutrophiles et la formation de TNE.

Introduction

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Lipids ont été montré à jouer un rôle important dans l' homéostasie cellulaire, la mort cellulaire, les interactions hôte-pathogène et la libération de cytokines 1. Au fil du temps, l'intérêt et les connaissances sur l'impact des lipides dans les interactions hôte-pathogène ou l'inflammation ont augmenté, et plusieurs publications confirment le rôle central de certains lipides, en particulier le cholestérol des stéroïdes, dans les réponses cellulaires. Le traitement pharmacologique avec des statines, qui sont utilisés comme inhibiteurs de la biosynthèse du cholestérol en bloquant 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-coenzyme-A-réductase (HMG-CoA-réductase), peut agir comme agents anti-inflammatoires en abaissant les taux sériques d'interleukine 6 et de la protéine C-réactive 2. Cholesterol et de structures enrichi glycosphingolipides peuvent être utilisés par plusieurs agents pathogènes tels que des bactéries et des virus, comme une passerelle vers l'hôte 3, 4, 5,class = "xref"> 6. Sphingolipides (par exemple, sphingomyéline) ont été montrées à utiliser par des agents pathogènes pour favoriser leur pathogénicité 7. Dans les macrophages, l'utilisation des mycobactéries domaines enrichi en cholestérol pour pénétrer dans les cellules; une diminution du cholestérol inhibe l' absorption de mycobactéries 8. En outre, l' infection des macrophages avec Francisella tularensis, un agent zoonotique responsable de la tularémie (également connu sous le nom de fièvre de lapin) 9, a conduit à une infection qui a été aboli lorsque le cholestérol a été appauvri des membranes 10. De même, l'invasion de cellules hôtes de Escherichia coli par l' intermédiaire de structures riches en lipides a été démontrée comme dépendante de cholestérol 4. De plus, Salmonella expériences d'infection typhimurium des cellules épithéliales ont montré que le cholestérol est essentiel pour l' entrée des agents pathogènes dans les cellules 11. épuisement du cholestérol inhibited l'absorption de Salmonella 11. De plus, une étude récente de Gilk et al. a démontré que le cholestérol joue un rôle important dans l'adoption de Coxiella burnetii 12. De plus, Tuong et al. a révélé que 25 hydroxycholestérol joue un rôle crucial dans la phagocytose par lipopolysaccharide (LPS) 13 macrophages stimulées. Phagocytose a été réduite lorsque les macrophages ont été traités sur le plan pharmacologique pour appauvrir le cholestérol 14. , Semblent cholestérol et d' autres lipides ainsi jouer un rôle important dans l' infection et l' inflammation, car leur épuisement peut réduire le risque d'invasion de plusieurs agents pathogènes 10, 11, 12.

Récemment, nous avons pu montrer que les altérations lipidiques, en particulier l'épuisement du cholestérol de la cellule, induire la formation de neutrophile milieu extracellulairepièges r (TNE) dans les neutrophiles du sang d'origine humaine 15. Depuis la découverte de TNE en 2004, ils ont démontré qu'ils jouent un rôle essentiel dans le piégeage des bactéries, et donc à entraver la propagation de l' infection 16, 17. TNE sont constitués d'un squelette d'ADN associée à des histones, des protéases, et des peptides antimicrobiens 16. La libération des EVF par des neutrophiles peut être induite par des agents pathogènes envahissant 18, 19 et des substances chimiques telles que le phorbol-myristate-acétate (PMA) ou les statines 16, 20. Cependant, les mécanismes cellulaires détaillés, et en particulier le rôle des lipides dans ce processus, ne sont pas encore tout à fait clair. L'analyse des lipides peut conduire à une meilleure compréhension des mécanismes impliqués dans une grande variété de processus cellulaires et les interactions, telles que la libération de TNE. CholesteROL et sphingomyéline sont des constituants essentiels des membranes cellulaires et des lipides, microdomaines où ils ajoutent la stabilité et facilitent le regroupement des protéines impliquées dans le trafic des protéines et des événements de signalisation 21. Pour étudier le rôle mécanique de certains lipides amphiphiles, des agents pharmacologiques, tels que la méthyl-β-cyclodextrine oligosaccharide cyclique (MβCD), peut être utilisé pour modifier la composition lipidique d'une cellule et pour réduire le cholestérol in vitro 15. Nous présentons ici une méthode pour utiliser HPTLC pour analyser la composition lipidique des neutrophiles en réponse à MβCD. HPLC a été utilisé pour confirmer le taux de cholestérol dans la population neutrophile. De plus, nous décrivons une méthode pour visualiser la formation de TNE par microscopie immunofluorescence dans les neutrophiles dérivés du sang humain en réponse à MβCD.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La collection du sang périphérique dans ce protocole a été approuvé par la commission d'éthique de la recherche humaine locale. Tous les sujets humains ont donné leur consentement éclairé.

1. Isolement du sang Neutrophiles dérivés humain par gradient de densité Centrifugation

  1. Isolement des neutrophiles dérivés du sang humain
    1. Couche ~ 20 ml de sang sur 20 ml de diatrizoate de sodium / solution de dextrane à proximité d'une flamme et sans mélange.
    2. Centrifuger pendant 30 min à 470 sans frein xg.
    3. Retirer les cellules mononucléaires et la couche de plasma jaunâtre. Transférer la phase cellules polymorphonucléaires (PMN) (deuxième phase avec des cellules d' accumulation; les figures 1 et 2) dans un nouveau tube de 50 ml et de le remplir jusqu'à 50 ml avec une solution saline tamponnée au phosphate 1x (PBS).
    4. Centrifuger pendant 10 minutes à 470 xg avec frein.
    5. Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans 5 ml d'eau stérile for 5 s pour lyser les erythrocytes.
    6. Immédiatement remplir jusqu'à 50 mL avec 1 x PBS et centrifuger pendant 10 min à 470 x g.
    7. Retirer le surnageant. Le culot doit être blanc. Si elle est toujours rouge, répétez les étapes 1.1.5 et 1.1.6.
    8. Remettre en suspension le culot dans 1000 pi de Roswell Park Memorial Institute (RPMI) de moyenne. Comptez le nombre de cellules en utilisant une coloration au bleu trypan dans un hémocytomètre sous un microscope optique.
    9. Préparer une suspension cellulaire dans du milieu RPMI à une concentration de 2 x 10 6 / ml. Environ 2,5 x 10 7 cellules neutrophiles peuvent être récoltées à partir de 20 ml de sang.
  2. Le traitement pharmacologique des neutrophiles pour l' analyse des lipides
    1. Utiliser 5 x 10 7 cellules de l' étape 1.1.9. Ajuster le nombre de cellules en milieu pur Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) en présence ou en l'absence de 10 mM MβCD ou 25 nM de PMA dans un volume total de 300 pi dans un tube réactionnel de 1,5 ml.
    2. Incuber les échantillons dans lades tubes de réaction pendant 2 h à 37 ° C et 5% de CO 2.
    3. Centrifuger pendant 10 minutes à 470 xg avec frein.
    4. Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire dans 300 pi de HBSS.
    5. Centrifuger pendant 10 minutes à 470 xg avec frein.
    6. Remettre en suspension le culot cellulaire dans 1 ml de chloroforme / méthanol (1: 1), homogénéiser avec une canule 26-G en aspirant l'échantillon dans et hors d'une seringue de 1 ml de 10 fois, et stocker les échantillons à -20 ° C.
  3. Le traitement pharmacologique des neutrophiles pour la quantification NET par immunofluorescence
    1. Préparer poly-L-Lysine-revêtu des plaques à 48 puits avec des lamelles de verre.
      1. Placer une lamelle de verre de 8 mm dans chaque puits, ajouter 55 ul de solution stérile à 0,01% de poly-L-Lysine, et incuber pendant ~ 20 min à température ambiante (RT).
    2. Laver deux fois avec 200 ul de 1 x PBS. Conserver les plaques avec 200 pi de PBS 1x par puits dans un réfrigérateur jusqu'au moment.
    3. Voitureefully ajouter 100 ul de suspension cellulaire (2 x 10 5/100 ul) provenant de l' étape 1.1.9 par puits dans le centre de chaque lamelle.
    4. Ajouter 100 pi par puits soit 10 mM finale MβCD ou PMA 25 nM finale.
    5. Centrifuger pendant 5 minutes à 370 xg avec frein.
    6. Incuber pendant 2 heures à 37 ° C et 5% de CO 2.
    7. Centrifuger pendant 5 minutes à 370 xg avec frein.
    8. Fixer les cellules avec 155 pl de 4% de PFA, les envelopper dans un film de paraffine plastique, et de les stocker pendant une nuit à 4 ° C ou pendant 10 min à température ambiante.
      NOTE: Pour les données sur la formation NET induite par MβCD, voir Neumann et al. 15.

2. Isolement et analyse de Lipid des neutrophiles dérivés du sang humain

  1. Isoler les lipides à partir des neutrophiles dérivé du sang périphérique humain en fonction de Bligh et Dyer et 22 Brogden et al. 23
    1. Prenez neutrophiles de l'étape 1.2.6 et placez-les sur la glace.
    2. Sur de la glace, une pipette les neutrophiles (présents dans du methanol et une solution de chloroforme) pour un tube de verre à bouchon à vis de 15 ml avec un joint d'étanchéité en polytétrafluoroéthylène (PTFE) et de les homogénéiser par agitation par secousses pendant 1 min. Utiliser des tubes en verre pour empêcher les lipides de se lier à des surfaces plastiques. Utilisation bouchons en PTFE pour empêcher la contamination de caoutchouc / plastique.
    3. Ajouter 2 ml de méthanol, puis 1 min plus tard par 1 ml de chloroforme. Bien agiter à nouveau pendant 1 min.
    4. Faire tourner les tubes en verre à la température ambiante et 50 tours par minute pendant 30 min.
    5. Pellet la fraction protéique par centrifugation de la solution à 7 ° C et 1 952 xg pendant 10 min.
    6. Soigneusement décanter le surnageant dans un nouveau tube de 15 ml à bouchon à vis en verre, en laissant le culot contenant des protéines derrière. Conservez le culot à -20 ° C pour la quantification future.
    7. Ajouter 1 ml de chloroforme, attendez 1 min, ajouter 1 ml d'eau bidistillée, et inverser le tube-bouchon à vis en verre avec l'échantillon pendant 30 s.
    8. Centrifuger à 7 ° C et 1 952 xg pendant 10 minutes et on élimine la phase supérieure, jusqu'à, mais sans inclure, la couche nuageuse.
    9. Si nécessaire, effectuer une option autre étape de purification en répétant l'étape 2.1.8.
    10. Sécher les échantillons dans un concentrateur sous vide à 60 ° C et de les stocker à -20 ° C jusqu'à utilisation.
  2. La Chromatographie sur couche mince à haute performance (HPTLC) à semi-quantifier la quantité de plusieurs lipides, y compris le cholestérol, les phospholipides, et la sphingomyéline
    1. Préparer les quatre solutions de fonctionnement suivantes et solution de coloration.
      1. Solution 1: Mélanger l'acétate d'éthyle (26,6%), de 1-propanol (26,6%), du chloroforme (26,6%), de methanol (26,6%), et du chlorure de potassium (9,6%). Préparer KCl en dissolvant 0,25 g de KCl dans 100 mL d'eau de qualité HPLC.
      2. Solution 2: Mélanger le n-hexane (73%), de l'éther de diéthyle (23%), et d'acide citrique (2%).
      3. Solution 3: 100% de n-hexane.
      4. Préparer la solution de coloration parmélanger de l'eau distillée (90 ml) avec 7,5 g de sulfate de cuivre, puis ajouter 10 ml d'acide phosphorique.
    2. Remplir jusqu'à 5 mm de chaque solution dans une chambre de verre séparée. Ajouter tout type de papier filtre pour augmenter la vitesse de défilement dans chaque chambre.
    3. Pré-incuber 20 x 10 cm de gel de silice HPTLC 60 plaque de verre dans la première solution en cours d'exécution jusqu'à ce que la solution en cours d'exécution atteint le sommet de la plaque. Puis le sécher pendant 10 minutes à 110 ° C.
      REMARQUE: Ces plaques peuvent être stockées pour une utilisation future dans une feuille d'aluminium et on les sèche pendant 10 minutes à 110 ° C avant utilisation.
    4. On dissout le culot de lipide obtenue à l'étape 01.02.10 dans 200 ul de chloroforme / méthanol (1: 1) solution et incuber pendant 15 min à 37 ° C pour dissoudre.
    5. Utiliser une règle et un marqueur pour indiquer les points de chargement pour le nombre désiré d'échantillons, plus au moins un standard. Sélectionnez la distance de déplacement à environ 4 cm et 6 cm pour la première et la deuxième solution en cours d'exécution, respectivement.
    6. Pour charger les échantillons, laver la seringue de 10 ul 3 fois dans du chloroforme / méthanol: avant de charger chaque nouvel échantillon (1 1). Charge 10 pi de chaque goutte à goutte échantillon, en essayant de se concentrer sur l'échantillon une zone aussi petite que possible. Les échantillons doivent être chargés au moins en double.
    7. Placer la plaque verticalement dans la première chambre avec une solution courante 1 (étape 2.2.1.1). Assurez-vous que la plaque est parallèle à la paroi de la chambre de verre pour obtenir une vitesse de migration uniforme.
    8. Une fois que la ligne de solvant a atteint la première marque, retirer la plaque, la sécher et la placer dans la deuxième solution. Répétez les étapes similaires pour le deuxième et troisième pour les solutions en cours d'exécution; laisser la plaque dans la solution jusqu'à ce que le front de solvant atteigne le haut de la plaque, puis retirer et le sécher à température ambiante pendant 1 min.
    9. Placer la plaque dans une solution de sulfate de cuivre pour 7 s. Retirer la plaque, le sécher à fond, et le faire cuire dans un four pendant 7 min à 170 ° C. Attendre que la plaque se refroidir.
    10. USIng une Chromatographie en couche mince et un logiciel d'analyse de gel, ainsi que d' un logiciel de traitement d'image, numériser et analyser comme décrit précédemment par Brogden et al. 23.
  3. Chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC) pour quantifier la quantité de cholestérol
    1. Attacher une colonne de 100 x 4,6 mm pour une cartouche de garde 5 um / 4,6 mm et on chauffe à 32 ° C. Utiliser le methanol comme phase mobile à un débit de 1 mL / min à 65 bars et à une mesure de détecteur UV à 202 nm pour quantifier la quantité de cholestérol dans chaque échantillon.
    2. Laver la machine de HPLC avec soin avant l'analyse des échantillons, d'effectuer les étapes suivantes: nettoyage de la pompe, le lavage de l'aiguille, le rinçage du pot, la purge de la seringue, et le lavage de la purge de la pompe. Laver tous avec de l'eau. Enfin, effectuer une purge du système avec du methanol à un débit de 5 ml / min pendant 5 min.
    3. Pour établir une courbe étalon de cholestérol, préparer au moins 4 concentrations allantde 0,05 mg / ml à 2 mg / ml de cholestérol dans du chloroforme / méthanol (1: 1) 24.
    4. Remettre en suspension les échantillons obtenus à partir de l'étape 02.01.10 dans 500 ul de chloroforme / méthanol (1: 1) en couleur ambre bouteilles en verre de 1,5 ml avec bouchon à vis en PTFE / couvercles de silicone blanc rouge.
    5. Quantifier les concentrations de cholestérol en utilisant le standard préparé à l'étape 2.3.3.
      REMARQUE: Remplir le protocole d'échantillonnage, à partir d'au moins un type et un contrôle négatif, puis les échantillons.
    6. Exprimer les résultats de la zone sous la courbe et de comparer entre les échantillons appropriés en utilisant un logiciel statistique.
      REMARQUE: Les résultats peuvent également être quantifiés contre une courbe standard et peut être présentée comme la quantité de cholestérol total par ml, g, ou le nombre de cellules. L'équation de la courbe d'étalonnage doit être calculé en utilisant les valeurs obtenues dans l'étape 2.3.3.

3. Visualisation et quantification des TNE

  1. visualization NTE
    REMARQUE: est basé sur les travaux précédemment publiés par Neumann et al La visualisation de TNE. 15.
    1. Laver les échantillons fixés dans l'étape 1.3.8 3 fois avec 200 ul de 1 x PBS.
    2. Block et perméabiliser avec 100 uL de 2% de BSA, 0,2% de Triton X-100 dans du PBS par puits pendant 45 minutes à température ambiante.
    3. Ajouter 100 ul d'anticorps primaires: l'anti ADN-histone 1-anticorps monoclonal de souris (dilué le bouillon avec 2,2 mg / mL 1: 5000 dans du PBS contenant 2% de BSA et 0,2% de Triton X-100) ou un anticorps polyclonal contre la myéloperoxydase (MPO; de lapin anti-MPO; diluer 1: 300 dans du PBS contenant 2% de BSA et 0,2% de Triton X-100). Incuber pendant une nuit à 4 ° C.
    4. Laver 3 fois avec 200 ul de PBS 1x.
    5. Ajouter 100 ul de l'anticorps secondaire (chèvre anti-souris marqué par fluorescence; 1: 1000 dans BSA-PBS-Triton X-100 et de chèvre anti-lapin, 1: 1000 BSA-PBS-Triton X-100) pendant 1 h à RT dans l'obscurité.
    6. Laver 3 fois avec 200 & #181; L de PBS 1x.
    7. Retirer les lamelles en utilisant des pinces et les placer face vers le bas avec 3 pi de milieu de montage contenant DAPI sur des lames de verre.
    8. Examiner les échantillons en utilisant un microscope confocal à fluorescence à base inversé équipé d'un objectif à immersion d'huile HCX PL APO 40X 0,75-1,25 15.
  2. Quantification des noyaux de libération NET
    1. Ouvrez un logiciel de traitement d'image (par exemple, ImageJ) et glisser-déposer l' image d'intérêt dans la barre d'outils.
    2. Cliquez sur "Plugins", "Analyze," et "contre Cell".
    3. Appuyez sur le bouton « Initialiser » dans la fenêtre du compteur et choisissez un type de compteur (par exemple, cliquez sur 7 en rouge pour les cellules NET libération et 8 en jaune pour les cellules non-libération, comme indiqué dans la figure 6B-i et ii).
      NOTE: Les critères pour les cellules NET positif: noyau vert teinté + un Positivement nucleu moins denses (perte de lobulation) ou une perte de la forme ronde du noyau + une augmentation de la taille du noyau, ou une occurrence d'un extracellulaire distinct rejeton.
    4. Cliquez adhérait cellulaire aux critères ci-dessus et d'écrire le nombre de cellules comptées dans une feuille de données d'un logiciel d'analyse.
    5. Calculer le pourcentage de cellules NET libérant en utilisant les nombres de cellules comptées de NET de libération et des cellules non-libération.

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Résultats

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Neutrophiles du sang d'origine humaine ont été isolées par centrifugation en gradient de densité (Figure 2). Pour étudier l'effet des modifications lipidiques sur les neutrophiles, les cellules ont été traitées avec 10 mM MβCD, qui appauvrit le cholestérol de la cellule. Par la suite, les lipides ont été isolés des échantillons par Bligh et Dyer (Figure 1, panneau de gauche), comme décrit par Brogden et al. 23. Les échant...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les méthodes décrites ici peuvent être utilisés pour analyser les lipides spécifiques, tels que le cholestérol, par HPTLC ou HPLC et d'étudier les effets des modifications lipidiques pharmacologiques sur la formation de TNE (voir Neumann et al. 15).

HPTLC est une méthode relativement rentable et simple d'analyser une large gamme de lipides dans un grand nombre d'échantillons. Cette méthode a été utilisée dans de nombreux domaines de recherche, y c...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à dévoiler.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par une bourse de l'Akademie für Tiergesundheit (AFT) et une bourse du programme de doctorat, « animale et infections zoonotiques » de l'Université de médecine vétérinaire de Hanovre, en Allemagne, fourni à Ariane Neumann.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Isolement des neutrophiles, coloration et quantification des
Alexa Flour 633 chèvre anti-lapin IgGInvitrogenA-21070
Anti-MPO&alphaanticorps DakoA0398
BSASigma-Aldrich3912-100G
Marienfeld-Neubauer chambre de comptage amélioréeCéléromiqueMF-0640010
Microscope confocal TCS SP5 AOBS avec scanner tandemLeicaDMI6000CS
Dulbecco´ ; s PBS 10xSigma-AldrichP5493-1LDilué 1:10 dans l’eau pour 1x solution de travail
Dy Light 488 conjugué hautement absorbé ThermoFisher Scientific35503
ExcelMicrosoft2010
ADN/Histone 1 anticorpsMilliporeMAB3864
ImageJNIH1.8http://imagej.nih.gov/ij/
Microscope optiqueVWR630-1554
Méthyl-&bêta ;-cyclodextrineSigma-AldrichC4555-1G
PFACarl Roth0335.3dissoudre dans l’eau, chauffer jusqu’à 65 ° ; C et ajouter 1 N NaOH à la solution claire
PMASigma-AldrichP8139-1MGStock 16 µ ; M, dissous dans 1x PBS
Poly-L-lysineSigma-AldrichP4707
PolymorphprepAXIS-SHIELDAN1114683
ProLong Gold réactif anti-décoloration avec DAPIInvitrogenP7481
Quant-iT PicoGreen dsDNA RéactifInvitrogenP7581
RPMI1640PAAE 15-848
HBSS avec CaCl et MgSigmaH6648
Triton X-100Sigma-AldrichT8787-50ml
TrypanblueInvitrogen15250-061solution à 0,4 %
EauCarl Roth3255.1sans endotoxines
NomEntrepriseNuméro de catalogue  ; Comments
Isolation et analyse des lipides
1-propanolSigma-Aldrich33538
10 µ ; Seringue LHamilton701 NR 10 & micro ;
Éther diéthyliqueSigma-Aldrich346136
Acétate d’éthyleCarl Roth7336.2
Canullla 26 GBraun4657683
Sulfate de cuivre(II)pentahydratéMerck1027805000
ChloroformeCarl Roth7331.1
CP ATLAS softwareLazarsoftware2.0
Chromolith Haute résolution RP-18 Colonne 100-4,6 mmMerck152022
Chromatographe liquide haute performance ChromasterHitachi HITA892-0080-30Yparamètres dépendent de chaque machine HPLC
Détecteur UV HPLCHitachi5410
HPLC Four à colonneHitachi5310
HPLC Auto ÉchantillonneurHitachi5260
Pompe HPLCHitachi5160
MéthanolCarl Roth7342.1
n-HexaneCarl Roth7339.1
Acide phosphoriqueSigma-Aldrich30417
Chlorure de potassiumMerck49 361 000
PottersLAT Garbsen5 ml
FDSCarl RothCN30.3
HPTLC gel de silice 60Merck105553
Vacufuge plus dispositif de baseEppendorf22820001
Corning Costar culture cellulaire 48 puits plaque, fond platSigmaCLS3548
CoverslipThermo Fisher Scientific1198882
Lame de verreCarl Roth1879
BD Seringue à tuberculine Seulement 1 mLBD Bioscience309659
 ; l Les

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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