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Article de méthode

Haute teneur en graisses Alimentation Paradigm pour larvaire Zebrafish: Alimentation, imagerie en direct, et la quantification de la prise alimentaire

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DOI :

10.3791/54735

⸱

27 octobre 2016

 , 
1Department of Embryology, Carnegie Institution for Science, 2Department of Biology, Johns Hopkins University

Dans cet article

Résumé

Les poissons-zèbres sont en train de devenir un modèle précieux de traitement des lipides alimentaires et de maladies métaboliques. Il décrit des protocoles d’alimentation des larves riches en lipides, l’imagerie en direct d’analogues lipidiques fluorescents alimentaires et la quantification de l’apport alimentaire. Ces techniques peuvent être appliquées à une variété de techniques de dépistage, d’imagerie et d’enquête basée sur des hypothèses.

Résumé

Les poissons-zèbres sont en train d’émerger comme un modèle de traitement des lipides alimentaires et de maladies métaboliques. Ce protocole décrit comment nourrir les larves de poisson-zèbre avec un repas riche en lipides, qui consiste en une émulsion de liposomes de jaune d’œuf de poule créée par sonication de jaune d’œuf dans un milieu embryonnaire. Des instructions détaillées sont fournies pour dépister la consommation de jaune d’œuf chez les larves afin que les larves qui ne se nourrissent pas ne faussent pas les résultats expérimentaux. Les liposomes du jaune d’œuf de poule peuvent être enrichis avec des analogues lipidiques fluorescents, y compris les acides gras et le cholestérol, permettant une visualisation systémique et subcellulaire du traitement des lipides alimentaires. Plusieurs méthodes sont décrites pour monter les larves qui sont propices à l’imagerie en direct à court et à long terme avec des objectifs droits et inversés à fort et faible grossissement. De plus, il présente un test permettant de quantifier l’ingestion alimentaire des larves en extrayant les lipides des larves nourries avec des analogues lipidiques fluorescents, en repérant les lipides sur une plaque de chromatographie à couche mince et en quantifiant la fluorescence. Enfin, les aspects critiques des procédures, les contrôles importants, les options de modification des protocoles pour répondre à des questions expérimentales spécifiques et les limites potentielles sont discutés. Ces techniques peuvent être appliquées non seulement à des enquêtes ciblées et fondées sur des hypothèses, mais aussi à une variété de dépistages et de techniques d’imagerie en direct pour étudier le métabolisme des lipides alimentaires et le contrôle de l’apport alimentaire.

Introduction

Les mécanismes par lesquels l'intestin réglemente le traitement des lipides alimentaires, le foie contrôle la synthèse des lipides et des lipoprotéines de métabolisme complexe, et comment ces organes fonctionnent avec le système nerveux central pour contrôler la prise alimentaire sont encore mal compris. Il est d'intérêt biomédical pour élucider cette biologie à la lumière des épidémies actuelles de l'obésité, les maladies cardiovasculaires, le diabète, et non alcoolisées maladie du foie gras. Des études en culture cellulaire et les souris ont fourni la majorité de notre compréhension des relations mécanistes entre les lipides et les maladies alimentaires, et le poisson zèbre (Danio rerio) sont en train de devenir un modèle idéal pour compléter ce travail.

Zebrafish ont gastrointestinal similaire (GI) organes, le métabolisme des lipides, et le transport des lipoprotéines de vertébrés supérieurs 1,2, se développent rapidement, et sont génétiquement traitable. La clarté optique du poisson zèbre larvaire facilite les études in vivo, une particular avantage pour l' étude du système gastro - intestinal comme son milieu extracellulaire (ie, la bile, le microbiote, la signalisation endocrine) est pratiquement impossible de modéliser ex vivo. Conformément, un organisme de recherche combinant la traçabilité génétique et favorables à l' imagerie active des larves de poisson zèbre avec une variété de manipulations diététiques (riches en matières grasses 3,4, -cholestérol 5, et les régimes alimentaires 6,7), hydrate de carbone et des modèles de maladies cardio - vasculaires 8, le diabète 9,10, stéatose hépatique 11-13, 14-16 et de l' obésité, émergent de fournir une foule d'idées métaboliques.

Un aspect essentiel de la transition du poisson zèbre larvaire dans la recherche métabolique est l'optimisation des techniques développées dans d'autres modèles animaux au poisson zèbre et le développement de nouveaux tests qui exploitent les atouts uniques du poisson zèbre. Ce protocole présente les techniques développées et optimisées pour nourrir le poisson zèbre larvaire un lipid-repas riche, visualisent alimentaire traitement lipidique du corps entier à la résolution subcellulaire, et de mesurer l'apport alimentaire. jaune d'oeufs de poules a été choisi pour composer le repas riche en lipides, car il contient des niveaux élevés de graisses et de cholestérol (lipides composent ~ 58% de jaune d'oeuf de poulet, dont ~ 5% est le taux de cholestérol, 60% sont des triglycérides, et 35% sont des phospholipides ). Jaune poulet oeuf fournit plus de matières grasses que les aliments typiques commerciaux de poisson zèbre de micropellets (~ 15% de lipides) et l'avantage qu'il est un aliment normalisé avec des pourcentages connus d'espèces d'acides gras spécifiques, comme les régimes de poisson zèbre et régiments d'alimentation ne sont pas normalisées dans les laboratoires 17. En outre, les analogues de lipides fluorescents prévus dans le jaune d'oeuf visualiser le transport et l' accumulation de lipides alimentaires 18, les composants cellulaires d'image , y compris gouttelettes lipidiques en agissant les deux colorants vitaux 3 et par liaison covalente incorporation dans des lipides complexes, l' étude du métabolisme par chromatographie sur couche mince (CCM) 19 Et la chromatographie à haute performance liquide (HPLC) (SAF données non publiées), et de fournir une analyse quantitative pour l' apport alimentaire totale 20.

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Protocole

Ces protocoles ont été approuvés par la Carnegie Institution for Science Institutional Animal Care et utilisation Comité (protocole no. 139).

1. Préparation d'un animal

  1. Maintenir les adultes et les larves à 28 ° C sur un 14 heures: la lumière de 10 h: cycle d'obscurité. Nourrir les adultes deux fois par jour avec Artemia shell libre (decapsulated, non-éclosion, à partir de 14 dpf) et micropellets commerciales.
  2. Ces protocoles sont optimisés pour l'utilisation des larves de 6-7 dpf recueillies par la reproduction naturelle du fond de l'AB. Les protocoles peuvent être modifiés pour les larves d'autres âges et origines. Ne pas fournir la nourriture exogène avant le 6 dpf.
  3. Anesthetize larves avec Tricaine dans les milieux de l'embryon (EM) (4,2 ml de 4 mg / Tricaine ml par 100 ml EM) à la température ambiante (RT).

2. Préparation de Lipid riche Egg Yolk RSS

  1. Préparer et stocker les jaunes d'œufs de poulet. Séparez le jaune et le blanc de 12 œufs de poule. Réunir les jaunes, aliquote de 1 ml dans 1,5tubes ml, et conserver à -80 ° C jusqu'à 1 an (12 jaunes feront ~ 80 aliquotes). Rassembler les blancs, stocker et utiliser comme un aliment riche en protéines pauvre en lipides.
  2. Préparer fluorescent analogique (s) lipide à ajouter à la charge de jaune d'oeuf, si désiré.
    1. Suspendre le acheté, poudre analogue lipidique fluorescent dans 100% d'éthanol ou 100% de chloroforme à 0,1 pg / pl (voir note suivante discuter des solvants), aliquote dans des tubes de verre opaque, sceller avec du parafilm, et stocker selon les instructions du fabricant. En raison de l'évaporation rapide des solvants organiques ne pas utiliser des volumes de moins de ~ 400 pi pour le stockage à long terme aliquotes.
      Remarque: Si l'analogue de lipide est mis en suspension dans de l' éthanol, des volumes importants de l'analogue de lipide sera utilisé car il sèche rapidement sous N2 de chloroforme. Si l'analogue de lipide est mis en suspension dans de l'éthanol, il n'a pas besoin d'être séché et remis en suspension avant de l'ajouter à la charge des liposomes à l'étape 2.2.4, mais la concentration totale d'éthanol ne doit pas dépasser 0.1% dans l'alimentation du liposome pour éviter les effets physiologiques potentiellement confondants de l'éthanol.
    2. Fluorescentes pour les analogues d'acides gras: préparer un volume total de 20 ml de 5% de jaune d'oeuf dans l'émulsion EM. A partir de ce préparer aliquotes de 5 ml avec une concentration finale de 6,4 pM de 4,4-difluoro-4-bora-3a, 4a-diaza-s-indacène (BODIPY C 16) pour l' imagerie confocale en temps réel et la consommation alimentaire des dosages ou 1 pg / ml BODIPY C 12 pour l' imagerie stéréoscopique. Transférer la quantité désirée de l'analogue de lipide fluorescent dans un tube en plastique de 1,5 ml. Sécher le lipide sous un courant de N 2, en prenant soin de ne pas souffler le lipide du tube.
    3. Immédiatement, remettre en suspension dans 5 ul éthanol à 100% par pipetage un flux sur les côtés du tube, ajouter 95 ul EM, et bien mélanger.
      Remarque: Le mélange doit apparaître homogène; si lipide de couleur se dépose sur les parois du tube ou le liquide soit grumeleux, le lipide n'a pas complètement solubilisé et nécessite plus d'éthanol. Protéger le tube from de lumière et de stocker sur la glace.
    4. Pour fluorescent analogue de cholestérol: préparer une concentration finale de 2,4 pg / ml de cholestérol dans 5 ml d'émulsion de 0,5 à 5% de jaune d'oeuf pour des études d'imagerie en direct. Transférer la quantité désirée de cholestérol dans un tube en plastique de 1,5 ml. Sécher le lipide sous un courant de N 2, en prenant soin de ne pas souffler le lipide du tube.
    5. Immédiatement, remettre en suspension dans 15 pi de RT éthanol à 100% par pipetage un flux sur les côtés du tube et mélanger avec 85 pl de RT 1% de BSA sans acide gras dans H 2 O. purifié Protéger le tube de la lumière et de stocker sur la glace.
  3. Préparer Egg Yolk liposome RSS.
    1. Ajouter un aliquote décongelé de jaune d'oeuf à EM dans un tube conique de 50 ml. Vortex le mélange de jaune d'oeuf dilué pendant 1-2 min; le mélange doit apparaître comme une émulsion homogène.
    2. Verser le mélange à travers une passoire fine pour éliminer les conglomérats de protéines et de recueillir dans un nouveau 50 ml tube conique, frais.
    3. Pulse sonicatE le mélange d'oeuf avec une micropointe conique un quart de pouce (5 fois (5 x 1 sec sur, 1 sec off) arrêtant 5-10 secondes entre chaque série, l'intensité de sortie: 6 W) à la température ambiante pour créer des liposomes. les paramètres d'alimentation de sonicateur sont dépendants instrument et nécessitent donc l'optimisation pour chaque instrument et micropointe.
      Remarque: la roche en continu le mélange de liposomes à température ambiante pour maintenir l'homogénéité jusqu'à utilisation.
  4. Ajouter l'analogue de lipide fluorescent aux liposomes de jaune d'oeuf, si désiré. Immédiatement après sonication, pipeter les lipides préparés dans le mélange de liposome et vortex à grande vitesse pendant 30 secondes à incorporer dans des liposomes. Protéger le mélange de la lumière en enveloppant le tube en aluminium et continuer à bascule à la température ambiante.

3. Alimentation Paradigm

  1. Préparer le Larves pour l'alimentation.
    1. Avant de commencer l'alimentation, les larves d'écran pour des défauts évidents morphologiques qui peuvent entraver l'alimentation. Transfert des larves à 60 mm x 15 mm des boîtes de Pétri ou 6 ou 12 puits plates, réduire EM à un minimum, et le remplacer par 5 ml de la solution de liposomes préparée.
    2. Si nécessaire, transférer les larves de contrôle unfed à 5 ml EM et / ou 5 ml 5% de blanc d'oeuf dans EM et de traiter en parallèle.
  2. Agitez doucement les larves dans un rocker incubés (29-31 ° C à 30 tours par minute) tout au long de l'alimentation pour encourager l'apport alimentaire tout en continuant à protéger de la lumière si les analogues de lipides fluorescents sont présents. Si les larves ont besoin d'être exposé à la lumière, minimiser l'exposition avec un couvercle de l'incubateur de verre teinté.
  3. A la fin de la période d'alimentation, rincer les larves nageant librement dans EM 3 fois.
    Remarque: Les larves peuvent commencer à consommer des liposomes à tout moment au cours de l'alimentation. S'il est essentiel que les larves commencent à alimenter en même temps, l'écran de la prise alimentaire (voir 3.4) après 1 heure de l'alimentation et de retour seules les larves qui ont commencé l'alimentation à l'émulsion de jaune d'oeuf pour compléter l'alimentation.
  4. Screen les larves à ce stade pour la prise alimentaire comme un petit nombre ne peut pas eat (en général ~ 0-5%). Examiner l'intestin des larves qui ont été anesthésiés ou légèrement refroidies sur un bloc de métal sur de la glace pour déterminer si elles sont alimentées: des larves qui ont consommé des liposomes aura un intestin sombre (figure 1).
  5. Image ou processus larves pour la prise de nourriture immédiatement. Alternativement, le lieu des larves dans l'eau douce EM et incuber à 28 ° C pour permettre la transformation métabolique de se produire.

4. Larves de montage pour l'imagerie en direct

  1. Préparer le milieu de montage.
    1. Pour 3% de méthylcellulose: ajouter 0,75 g de cellulose de méthyle à 25 ml de près ébullition EM, vortex, roche à RT 2-3 jours jusqu'à dissolution complète, et conserver à 4 ° C pour les années à -20 ° C. Des cycles répétés de gel et de dégel à 4 ° C va supprimer les bulles d'air. Rangez 3% de méthylcellulose sur la glace lors du montage des larves.
    2. Pour 1,2% low-mount agarose: ajouter 0,3 g de faible fondre agarose à 25 mL EM et dissoudre en amenant à ébullition, aliquote dans 2 ml tubes, et maintenir à 26-28 ° C sur un bloc thermique. inutilisées des aliquotes peuvent être stockées à température ambiante ou à -20 ° C et on fait bouillir à nouveau au moment de l'utilisation. Assurez-vous que l'agarose est suffisamment refroidi avant d'exposer à des larves ou ils peuvent être trop chauffé.
  2. Pour un faible grossissement, à débit moyen d'imagerie en direct, placez une lame de verre sur un tissu sur un bloc de métal sur la glace et attendre la diapositive à refroidir. Appliquer une quantité généreuse de 3% de méthylcellulose (qui a été maintenu à 4 ° C sur la glace) sur la lame, transférer une larve sur la cellulose de méthyle de 3%, en utilisant un poker de ligne de pêche (ligne de pêche de diamètre 0,41 mm collé à la extrémité d'un tube capillaire en verre) créer une troth pour drainer l'excès EM (de sorte que la méthylcellulose ne sera pas dilué) et positionner les larves comme on le souhaite.
  3. Pour court terme (<20 min), à fort grossissement imagerie en temps réel avec un objectif verticale d'émersion de l'huile, les larves avec la lamelle méthode appentis pour monter.
    1. Utilisez de la colle cyanoacrylate à base (superglue) àattacher aa 22 mm x 30 mm, la lamelle à une extrémité d'une lame de verre. Utilisez un tisonnier pour mettre une fine ligne de 3% de méthylcellulose sur la diapositive à côté de la lamelle et transférer les larves à la diapositive avec un large trou Pasteur pipette. Enlever l'excès EM afin de ne pas diluer la cellulose de méthyle.
    2. L'utilisation d'un poker, placer délicatement les larves dans la cellulose de méthyle sur leurs côtés (côté gauche jusqu'à l'image plus du foie, côté droit jusqu'à l'image de la vésicule biliaire) avec leurs têtes à côté de la lamelle.
    3. Coin superglue dans les coins d'une seconde lamelle couvre-objet et placez doucement un bord de la lamelle couvre-objet sur la lamelle montée et l'autre sur le coulisseau, en comblant les larves. Prenez soin de ne pas appliquer une pression excessive au cours de cette étape ou avec l'objectif tout en imagerie de sorte que les larves restent indemne.
  4. Pour le long terme, l'imagerie à fort grossissement avec un objectif à immersion verticale, les larves de montage dans l'agarose. Ajouter une larve à une petite aliquote de 1,2% à faible masse fondue agarose puis transférer lelarve dans un petit volume d'agarose dans une boîte de pétri.
    1. Placez rapidement les larves avec un tisonnier avant la solidification d'agarose. Permettre l'agarose à sécher pendant 2-3 min et couvre entièrement l'agarose avec des produits frais EM pour l'empêcher de sécher.
  5. Pour le long terme, l'imagerie à fort grossissement avec un objectif inversé, les larves monter sur un plat à fond de verre dans l'agarose.
    1. Refroidir un bloc de métal sur la glace. Placer le récipient sur le bloc de métal séparé par un tissu pour empêcher un refroidissement excessif et la congélation des larves. Transférer une larve à l'antenne et retirez le EM en évacuant avec un tissu.
    2. Déposer une goutte de 28 ° C à faible masse fondue agarose (1,2%) au-dessus de la larve et de positionner immédiatement avec un tisonnier (côté gauche vers le bas pour meilleure image du foie, côté droit vers le bas à l'image de la vésicule biliaire). Retirer le plat du bloc froid, laisser sécher pendant 2-3 min, et ajouter un volume suffisant de EM frais pour couvrir l'agarose (~ 2-5 ml).

Apport 5. alimentaireEssai

  1. A la fin d'une charge de liposome de jaune d'oeuf contenant 6,4 uM BODIPY C 16, en commun un minimum de 10 larves lavé dans un tube de 1,5 ou 2 ml en plastique, retirez EM, et enclenchez gel. Les échantillons peuvent être conservés à -80 ° C, à l'abri de la lumière pendant plusieurs mois.
    Remarque: Si possible, recueillir des multiples répétitions. Il est important de recueillir les larves unfed à cette étape pour normaliser fond lipidique fluorescence (idéalement les larves de la même embrayage sont utilisés).
  2. Effectuer une extraction des lipides Bligh-Dyer modifiée 3,21.
    1. Ajouter 100 ul de tampon d'homogénéisation (20 mM de Tris-Cl, 1 mM EDTA) à l'échantillon sur la glace (H 2 O alternativement purifié peut être utilisé). Homogénéiser sur la glace avec un sonicateur à micropointes (5 sec total: 1 sec sur 1 sec off). Vérifiez que les larves sont totalement homogénéisé; sinon, répéter. Transfert à un tube 13 ml de culture en verre jetable (autres tubes de verre peuvent être utilisés).
      Remarque: Le chloroforme est dangereux; effectuer tous les ex lipidique ultérieureles étapes de traction à la température ambiante dans une hotte chimique.
    2. Pour chaque 100 pi de tampon d'homogénéisation utilisé, ajouter 375 ul de 1: 2 (chloroforme: methanol). Vortex 30-60 sec, incuber 10 min, ajouter 125 ul de chloroforme pour 100 tampon d'homogénéisation ul utilisé, et le vortex 30 sec.
    3. Ajouter 125 ul de 200 mM Tris pH 7,5 par 100 tampon d'homogénéisation ul utilisé, vortex 30 sec, et centrifuger (2000 x g, 5 min, RT, protégé de la lumière). Retirez délicatement les échantillons de la centrifugeuse. Ils seront séparés en deux phases: une phase aqueuse supérieure est une interface de débris des larves, et une phase organique inférieure (contient des lipides).
    4. Avec une pipette en verre propre recueillir le fond, la phase organique et le transférer dans un tube de verre de 13 ml propre.
      Remarque: Prenez soin d'éviter la phase aqueuse et les débris des larves à l'interface; si la contamination se produit, répétez l'étape de centrifugation et de se souvenir. Jeter la phase aqueuse supérieure; il peut être utile pour enlever et jeter cephase précédant la collecte de la phase organique. L'échantillon peut être conservé à -80 ° C pendant jusqu'à 1 mois.
    5. Sécher la phase organique sous vide (0,12 atm), tout en protégeant de la lumière. Ne pas continuer à sécher les échantillons après évaporation du liquide car il permettra de réduire la solubilité des lipides. Resuspendre les lipides dans 2: 1 (chloroforme: méthanol) et de stocker sur la glace. Le volume optimal du chloroforme et une solution de methanol dépend de la méthode de détection utilisée; commencer bas et continuer à diluer au besoin. Une ligne directrice générale est d'utiliser 10 pi pour 10 larves groupé.
  3. Découvrir les volumes d'échantillons entiers dans des intervalles espacés uniformément sur une plaque de CCM canalisé et balayer la plaque avec un scanner laser couramment utilisé pour l' imagerie biomoléculaire (par exemple, un lecteur de plaque fluorescente). Pour les analogues de lipides fluorescents inclus dans la liste des matériaux qui ont un maximum d'excitation 500-650 maxima nm et émission 510-665 nm, utiliser un laser à 488 nm et à la collecte d'émission à 520 nm.
    1. Quantifier la fluorescence totale de chaque tache avec un logiciel d'imagerie.
      Note: Correct pour le fond lipidique fluorescence naturelle en soustrayant la fluorescence des paires, des échantillons larvaires à jeun.

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Résultats

Lorsque alimenté sur une bascule à 29-31 ° C, la majorité des larves saines (≥95%) sera manger dans 1 h. À consommer l'émulsion de jaune d'oeuf, l'intestin des larves obscurcit en couleur. Très intestins sombres peuvent être observés à 2 h (figure 1). Si les larves sont unfed ou ne parviennent pas à se nourrir, l'intestin reste claire. Larves oeuf nourri d'exposition blanche un distendus de lumière intestinale qui ne noircissent pas en couleur.

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Discussion

Les techniques décrites ici permettent aux chercheurs de traiter des larves de poisson zèbre avec une alimentation riche en lipides, visualiser le traitement des lipides alimentaires dans des larves vivantes, et de quantifier l'apport alimentaire des larves. Pour assurer le succès, une attention particulière devrait être accordée à plusieurs étapes critiques. œufs de poule commerciales varient; pour réduire au minimum la variabilité potentielle que nous effectuons tous les tests sur les oeufs organiques des poulets ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs remercient Meng-Chieh Shen pour les images, Jennifer Anderson pour ses commentaires utiles sur le manuscrit et les membres du laboratoire Farber pour leur contribution au développement de ces techniques. Cette étude a été financée par les RO1DK093399 de prix NIDDK-NIH (S.A.F.), RO1GM63904 (The Zebrafish Functional Genomics Consortium : PI Stephen Ekker et Co-PI S.A.F), et F32DK096786 (J.P.O.). Ce contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des NIH. Un soutien supplémentaire a été fourni par la G. Harold and Leila Y. Mathers Charitable Foundation au laboratoire de la S.A.F. et à la dotation de la Carnegie Institution for Science.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tricaïne (sel de méthanesulofnate d’éthyle 3-aminobenzoate)Sigma-AldrichA5040-25GAnesthésie pour larves de poisson-zèbre
Oeufs de pouleN/AN/A N/AOeufs biologiques, sans cage, non enrichis pour acides gras omege-3
Processeur à ultrasons 3000 sonicateurMisonix, Inc.S-3000Pour fabriquer des liposomes de jaune d’œuf
Sonabox enceinte acoustiqueMisonix, Inc.432BPour fabriquer des liposomes de jaune d’œuf
1/8" à micro-pointe coniqueMisonix, Inc.419Pour fabriquer des liposomes de jaune d’œuf
Flacons ambrés (4 ml, verre)National Scientific13-425Stockage des lipides ; comprend les flacons, les bouchons ouverts et les septos de capuchon
Incu-Shaker Mini  ;Benchmark1222U12Agitateur incubé pour aliments
BODIPY FL C16  ;Thermo Fisher ScientificD3821Analogue lipidique fluorescent ; (Acide 4,4-difluoro-5,7-diméthyl-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacéne-3-hexadécanoïque)
BODIPY FL C12  ;Thermo Fisher ScientificD3822Analogue lipidique fluorescent ; (Acide 4,4-difluoro-5,7-diméthyl-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacène-3-dodécanoïque)
BODIPY FL C5  ;Thermo Fisher ScientificD3834Analogue lipidique fluorescent ; (Acide 4,4-difluoro-5,7-diméthyl-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacène-3-pentanoïque)
BODIPY FL C5Thermo Fisher ScientificD2183Analogue lipidique fluorescent ; (Acide 4,4-difluoro-5,7-diméthyl-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacéne-3-propionique)
Cholestérol topFluor  ;Avanti Polar Lipids Inc.810255Analogue lipidique fluorescent ; 23-(difluorure de dipyrrothéthénon)-24-norcholestérol
BSA sans acides grasSigma-AldrichA0281-1GPour la solubilisation du cholestérol TopFluor
MéthylcelluloseSigma-AldrichM0387Supports de montage pour l’imagerie des larves vivantes ; 75 x 25 x 1 mm
Agarose à bas point de fusionThermo Fisher ScientificBP165-25Supports de montage pour les larves vivantes imagerie; 22 x 30
lames de microscope VWR  ;VWR  ;16004-422Montage des larves pour l’imagerie en direct
Coverslips  ;Verre de couverture12-544AMontage des larves pour l’imagerie en direct
Super glueLoctiteLOC01-30379Montage des larves pour l’imagerie en direct
FluoroDish (plat à fond en verre)World Precision Instruments, Inc.  ;FD35-100 Montage deslarves pour l’imagerie en direct ; parabole de 35 mm, verre de 23 mm, épaisseur de verre de 0,17 mm.   ;
Microscope confocalLeica MicrosytemsSP-2, SP-5Microscope pour l’imagerie en direct à fort grossissement
StéréoscopeSM21500Nikon pour l’imagerie en direct à faible grossissement
Tubes de culture en verre  ;Kimble73500-13100Extraction des lipides ; (13 x 100 mm ; 13 ml)
Savant SpeedVac Plus  ;ThermoQuestSC210AExtraction des lipides
Plaques CCM canaliséesWhatman ScientificWC4855-821Dosage de l’ingestion alimentaire ; LK5D Gel de silice 150 A, 20 x 20 cm, 250 um d’épaisseur ;
Plaques CCM canaliséesAnaltech, Inc.66911Dosage de l’ingestion alimentaire ; Remplacement direct des plaques TLC Whatman Scientific
Typhoon 9410 Imager en mode variableGE Healthcare9410Lecteur de plaques fluorescentes pour le dosage de l’apport alimentaire
Logiciel ImageQuantHealthcare29000605Analyse du dosage de l’apport alimentaire
5 3/4' Pipettes pasteur jetables en borosilicate de large calibre  ;   ;   ;Kimble63A53WTTransfert des larves
Microscope GE

Références

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