Mesure de la distribution granulométrique en turbides Solutions par Dynamic Light Scattering Microscopie

Résumé

Un protocole pour la mesure directe de la distribution des tailles des particules dans des solutions concentrées en utilisant la microscopie de diffusion dynamique de la lumière est présenté.

Résumé

Un protocole de mesure de la polydispersité de solutions de polymères concentrés à l’aide de la diffusion dynamique de la lumière est décrit. La diffusion dynamique de la lumière est une technique utilisée pour mesurer la distribution granulométrique des solutions de polymères ou des particules colloïdales. Bien que cette technique soit largement utilisée pour l’évaluation des solutions polymères, il est difficile de mesurer la taille des particules dans les solutions concentrées en raison de l’effet de diffusion multiple ou de la forte absorption de la lumière. Par conséquent, les solutions concentrées doivent être diluées avant la mesure. La mise en œuvre de la composante optique confocale dans un microscope à diffusion dynamique de la lumière¹ permet de surmonter cet obstacle. En utilisant un tel système microscopique, les systèmes transparents et troubles peuvent être analysés dans le même dispositif expérimental sans dilution. À titre d’exemple représentatif, une mesure de la distribution granulométrique d’une solution de polymère sensible à la température a été effectuée. La taille des chaînes polymères dans une solution aqueuse était de plusieurs dizaines de nanomètres à une température inférieure à la température critique inférieure de la solution (LCST). En revanche, les tailles augmentaient à plus de 1,0 μm au-dessus du LCST. Ce résultat est cohérent avec l’observation selon laquelle la solution est devenue trouble au-dessus du LCST.

Introduction

La taille des particules est l’une des propriétés les plus fondamentales des solutions colloïdales et polymères. De nombreuses techniques sont utilisées pour mesurer la taille des particules. Les particules de 1,0 m ou plus peuvent être mesurées directement à l’aide d’un microscope optique. Pour les particules plus petites, d’autres techniques, telles que la diffraction laser, la microscopie électronique ou la microscopie à force atomique, sont utilisées^2,3. La diffusion dynamique de la lumière est une technique couramment utilisée pour mesurer les distributions granulométriques dans les solutions⁴. Les résultats obtenus à l’aide de cette technique ne sont pas dérivés d’images des particules mais du temps caractéristique des fluctuations de l’intensité de la lumière diffusée. Ces fluctuations proviennent du mouvement brownien, qui est caractérisé par une constante de diffusion. La distribution granulométrique est obtenue à partir de la distribution des constantes de diffusion à l’aide de l’équation d’Einstein-Stokes. En raison de sa simplicité, la diffusion dynamique de la lumière est largement utilisée pour l’évaluation de routine de solutions, telles que les peintures et les colloïdes alimentaires.

Un prétraitement est nécessaire pour la plupart des techniques utilisées pour la mesure de la taille des particules d’échantillons de solution. Dans le cas de la microscopie électronique et de la microscopie à force atomique, l’échantillon doit être analysé sous vide. Par conséquent, il est difficile d’observer les échantillons dans leurs formes natives. De plus, pour la diffraction laser et la diffusion dynamique de la lumière, seuls les échantillons dilués exempts de diffusion multiple et d’absorption de lumière peuvent être mesurés. Pour surmonter cette difficulté, plusieurs nouvelles techniques ont été proposées pour la mesure de la diffusion dynamique de la lumière à partir de solutions concentrées non diluées, telles que la spectroscopie de corrélation croisée^5,6, la diffusion dynamique de la lumière à faible cohérence^7,8, la spectroscopie d’ondes diffusantes^9,10 et la microscopie dynamique différentielle^11,12.

Nous avons développé un nouvel appareil appelé microscope à diffusion dynamique de la lumière¹. Cet appareil nous permet de mesurer des échantillons troubles sans dilution au moyen d’un système optique confocal dans lequel la diffusion multiple est éliminée à l’aide d’un sténopé. Cependant, la procédure de mesure et l’analyse des données sont légèrement plus compliquées que celles des instruments disponibles dans le commerce. Cette vidéo explique en détail la procédure de mesure et l’analyse des données à l’aide de l’analyse du polymère sensible à la température, le poly(N-isopropylacrylamide), à titre d’exemple.

Protocole

Préparation 1. Echantillon

1. La purification de monomères sensibles à la température
   1. Dissoudre 20 g de N -isopropylacrylamide (NIPA) dans 100 ml de toluène.
   2. Filtrer la solution sous vide pour éliminer la poussière.
   3. Mélanger le filtrat avec 500 ml d'éther de pétrole.
   4. Placer le récipient réactionnel dans un bain d'eau glacée.
   5. Agiter la solution jusqu'à ce que les monomères sont précipités (généralement 30 minutes).
   6. Filtrer la solution sous aspiration pour obtenir les monomères précipitées.
   7. Sécher les monomères sous pression réduite (100 Pa) pendant la nuit.
2. Préparation de la solution de polymère sensible à la température
   1. Dégazer 20 mL d'eau déminéralisée pendant 1,0 min en utilisant une pompe à membrane.
   2. Dissoudre 780,8 mg du PNIA purifié dans 9,5 ml d'eau dégazée et désionisée.
   3. Placer le récipient réactionnel dans un bain d'eau glacée.
   4. Bouclier de la réaction dela lumière en recouvrant l'appareil avec du papier d'aluminium.
   5. Agiter la solution doucement pendant 10 min tout en introduisant un flux modéré de gaz Ar doucement par une pointe de pipette attachée à la bouteille de gaz avec un tube.
   6. Ajouter 11,9 ul de N, N, N ', N' -tétraméthyléthylènediamine à la solution via une micropipette.
   7. Agiter la solution pendant 1,0 min, tout en introduisant du gaz Ar, tel que mentionné à l'étape 1.2.5.
   8. Tout en agitant l'échantillon, on dissout 4,0 mg de persulfate d'ammonium dans 0,5 ml d'eau dégazée et déionisée.
   9. Mélanger la solution d'échantillon (étape 1.2.7) et une solution de persulfate d'ammonium (étape 1.2.8).
   10. Agiter la solution pendant 30 s, tout en introduisant du gaz Ar, tel que mentionné à l'étape 1.2.5.
   11. Couvrir la solution avec du papier d'aluminium et de le conserver au réfrigérateur (4 ° C) pendant la nuit.
3. Préparation des supports d'échantillons
   1. Placer 60 ul de la solution d'échantillon (à partir deétape 1.2.11) dans une glissière de la cavité.
   2. Couvrir la solution avec un couvercle en verre circulaire. Veillez à ne pas les bulles d'air de piège.
   3. Retirer l'excès de solution à l'aide d'une micropipette et de laboratoire lingettes.
   4. Sceller l'échantillon avec de la colle. Laisser sécher la colle à la température ambiante (typiquement 6 h).
   5. Préparer une autre lame remplie de 0,1% en poids de latex de polystyrène (diamètre de particule de 100 nm) de suspension en suivant les étapes 1.3.1-1.3.4. Cette diapositive est utilisée comme standard.

2. Mesure des particules de taille avec un microscope Scattering Dynamic Light

1. Optimisation de l'instrument
   1. Placer la lame de suspension de latex de polystyrène (étape 1.3.5) sur la platine du microscope inversé. Le côté du verre de couverture doit faire face vers le bas.
   2. Placer un amortisseur de faisceau devant le détecteur (une photodiode à avalanche et d'un autocorrélateur).
   3. Appliquer un faisceau laser (laser à l'état solide, λ = 488 nm, 30 mW, continueonde) à l'échantillon à travers un objectif (10 ×). Une partie de la lumière réfléchie passe par un miroir de lancement du microscope et est observée par une caméra CCD montée à l'orifice latéral du microscope (Figure 1).
   4. Réglez la hauteur de lentille d'objectif pour régler le point focal à la suspension de l'échantillon en déplaçant la hauteur de lentille de l'objectif de la position basse à élevée. Au cours de cette procédure, l'image réfléchie est focalisée à trois reprises, à la surface du couvercle en verre, à l'interface entre le verre de protection et l'échantillon, et à l'interface entre l'échantillon et le verre de trous glissière. Réglez le point focal entre les deuxième et troisième points.
   5. Atténuer l'intensité de la lumière diffusée en modifiant la puissance du laser.
   6. Introduire la lumière diffusée dans le détecteur en supprimant l'amortisseur de faisceau devant le détecteur. Cette unité mesure la corrélation temporelle de l'intensité lumineuse.
   7. Définir un sténopé (φ = 50 pm) entreen le microscope et le détecteur pour obtenir l'effet confocale. Ajuster la position du trou d'épingle afin de maximiser l'intensité de la lumière au niveau du détecteur.
   8. Mesurer la fonction de corrélation temporelle de l'intensité de la lumière diffusée pendant 30 secondes en initiant l'opération de corrélateur par l'intermédiaire d'un ordinateur. La fonction de corrélation mesurée est souvent exprimée en g ⁽²⁾ (t) - 1, où t est le temps de corrélation et ⁴ . Ici, I (t) est l'intensité de la lumière diffusée à l'instant t et (•••) _T est la moyenne de temps. Le temps de décroissance sera d'environ 0,1 ms.
   9. Réglez le point focal pour obtenir une large gamme pour l'amplitude initiale de la fonction de corrélation temporelle (g ⁽²⁾ (t = 0) - 1).
      NOTE: L'amplitude initiale est fortement affectée par la quantité de lumière réfléchie. En déplaçant le point focal de remorquageard l'interface entre le verre de protection et l'échantillon, la quantité de lumière réfléchie augmente. Pour les diffuseurs de lumière forte, comme du latex de polystyrène, dont l'amplitude initiale peut être modifiée entre 0 et 1. Cependant, il est difficile de régler l'amplitude initiale proche de 1 pour les solutions de polymères les plus courants, car l'intensité de la lumière réfléchie est beaucoup plus élevé que celle de la lumière diffusée.
   10. Appliquer la transformation de Laplace inverse ( en utilisant le programme de régularisation contraint CONTIN ^13,14) à la fonction de corrélation temporelle obtenue pour obtenir la fonction de distribution de taille. Dans les cas où l'amplitude initiale est fixée à moins de 0,2, la fonction de distribution du rayon hydrodynamique montrera un pic pointu autour de 100 nm, ce qui est deux fois le rayon réel (voir la discussion pour plus de détails).
2. Mesure de l' échantillon
   1. Réglez la température de l'étape à 25 ° C.
   2. Placez une diapositive préparée avec poly-PNIA (PNIPA) solution (étape 1.3.4) sur la platine du microscope.
   3. Mesurer la fonction de corrélation temporelle de l'intensité de la lumière diffusée en suivant les étapes 2.1.4-2.1.8. Si l'amplitude initiale est supérieure à 0,2, ajuster le point focal pour rendre l'amplitude initiale de la fonction de corrélation temporelle inférieure à 0,2 en suivant l'étape 2.1.9. Une petite amplitude initiale simplifie l'analyse.
   4. Réglez la température de l'étape à 35 ° C et attendre jusqu'à ce que la solution devient trouble. La température de solution critique inférieure (LCST) de solution de PNIPA est de 32 ° C ^15.
   5. Mesurer la fonction de corrélation temporelle par les étapes suivantes 2.1.4-2.1.8. Si possible, régler la position du point focal pour rendre l'amplitude initiale de la fonction de corrélation temporelle inférieure à 0,2. Pour les solutions turbides, leurs amplitudes initiales ont tendance à augmenter, étant donné que l'intensité de la lumière diffusée augmente, tandis que celle de la lumière réfléchie reste constante.
   6. Appliquer l'inverse de Laplace transformatisur les fonctions de corrélation temporelle obtenue pour obtenir les fonctions de distribution de taille. Notez que la taille est la moitié de la valeur obtenue dans le cas où l'amplitude initiale est inférieur à 0,2.

Résultats

Les fonctions de temps de corrélation de l' intensité de lumière diffusée pour une suspension de latex de polystyrène (rayon des particules: 50 nm) ont été mesurés à différents points de contact, comme représenté sur la figure 2 (a). Ces fonctions de corrélation ont été transformés en les fonctions de distribution du rayon hydrodynamique par la transformation de Laplace inverse (voir figure 2 (b) et (c)). En utilisant la même procédure, les fonctions de corrélation temporelle et les fonctions de distribution du rayon hydrodynamique de la solution PNIPA ont été obtenus à 25 ° C et 35 ° C, respectivement. Figures 3 (a) et (b) montrent les fonctions de corrélation temporelle de l'intensité de la lumière diffusée et les fonctions de distribution de taille correspondantes de la solution de PNIPA ci - dessous (25 ° C) et au- dessus (35 ° C) la LCST. Les fonctions de distribution granulométrique ont été obtenus par la transformation de Laplace inverse suivie par lacorrection de la hétérodyne partielle. Le rayon hydrodynamique moyen inférieur à la LCST est de plusieurs dizaines de nanomètres, ce qui est typique pour des solutions de polymère. En revanche, le rayon hydrodynamique au-dessus de la LCST est d'environ 1,0 pm. Ce résultat est cohérent avec le fait que la solution est trouble au-dessus de la LCST. Les lignes bleues et rouges sur la figure 3 représentent la répartition granulométrique des solutions obtenues PNIPA immédiatement après et 20 minutes après que la solution devienne turbide, respectivement. La figure 3 (b) montre clairement la croissance de l'agrégat.

Figure 1. Schéma du microscope dynamique de diffusion de lumière. Sténopé (PH), diviseur de faisceau (BS), polariseur (Pol), et photodiode à avalanche (APD). S'il vous plaît cliquer ici pour voirune version plus grande de cette figure.

Figure 2. Les résultats représentatifs pour une suspension de latex de polystyrène. (A) fonctions temps de corrélation de l'intensité de la lumière diffusée pour la suspension de latex de polystyrène. Le rayon nominal est de 50 nm et la concentration est de 0,1% en poids. Deux ensembles de données ont été obtenues à partir de différents points de diffusion. (B), (c) les fonctions de distribution de taille correspondante de la suspension de latex de polystyrène obtenus par la transformation de Laplace inverse de (a). La ligne rouge correspond à la fonction de corrélation temporelle, dont l'amplitude initiale est d'environ 1,0, et la ligne bleue correspond à celle d'une amplitude initiale qui est d'environ 0,2. L'axe horizontal a été calculé sans (b) et (c) compte tenu de l'effet de hétérodynage partiel (PHD) lorsque A << ; 1. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3. Les résultats représentatifs pour une solution de PNIPA. (A) les fonctions Temps de corrélation d'intensité de la lumière diffusée pour la solution de PNIPA. (B) des fonctions de distribution de dimensions correspondantes pour la solution de PNIPA obtenue par la transformation de Laplace inverse de (a). L'axe horizontal a été calculée en tenant compte de l'effet de hétérodynage partielle pour chaque ensemble de données. La ligne noire représente les données obtenues à 25 ° C. La ligne rouge représente les données obtenues juste après que la solution devienne turbide (35 ° C). La ligne bleue représente les données obtenues après une mesure de 20 min de la ligne rouge./54885/54885fig3large.jpg "Target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

L'amplitude initiale de la fonction de corrélation temporelle dépend fortement du point focal, comme représenté sur la figure 2 (a). Cela contredit apparemment le fait que la solution soit homogène ( à l' exception de la couche mince à l'interface) ^8. Cette variation de l'amplitude initiale est attribuée à une variation de la quantité de lumière réfléchie. Théorie hétérodyne partielle ¹⁶ prévoit que l'amplitude initiale, A, l'intensité de la lumière diffusée, je _s, et l'intensité de la lumière réfléchie, I _r, satisfait l'équation suivante ¹

Cette équation montre que la plus grande I _r devient plus petit A devient. Par conséquent, A est réduit en réglant la position du foyer à proximité de l'interface. La diffusion apparente D constante _A can est obtenue en ajustant la fonction de corrélation temporelle dans le cas des solutions monodisperses:

où . Ici, n est l'indice de réfraction du solvant (eau, 1,33), θ est l'angle dispersé (180 °) et λ est la longueur d' onde de la lumière (514,5 nm). Depuis , nous avons appliqué la géométrie de rétrodiffusion, la valeur de q est fixé. Toutefois, ce point est résolu en utilisant des longueurs d'onde différentes de la lumière. S'il vous plaît noter que tout type de source laser à onde continue est disponible pour construire le microscope DLS. Merci au petit volume irradié, le facteur de cohérence ¹⁷ est estimée à plus de 0,99 et est négligeable. Pour les solutions polydispersées, la fonction de distribution D _A est obtenue par la transformation de Laplace inverse. e hétérodynes partielsEory prédit aussi que D _A ne soit pas la même que la diffusion effective D constante. Ces deux constantes de diffusion satisfont à l'équation suivante:

La constante de diffusion D est converti en le rayon hydrodynamique R _h en utilisant l'équation de Stokes-Einstein ^4. Lorsque A = 1, cette relation devient D _A = D. Dans ce cas, le processus de conversion de données est le même que celui de la diffusion dynamique de la lumière commune. La ligne rouge montre la figure 2 (b) correspond à ce cas. En revanche, cette relation devient D _A D = 0,5 à la limite de A → 0. Par conséquent, la taille est estimée être deux fois plus grande que la taille réelle lorsque A est faible ( en pratique, inférieure à 0,2), comme le montre la ligne bleue de la figure 2 (b) A est significativement plus faible, l'axe horizontal peut être déplacé, comme représenté sur la figure 2 (c). En principe, nous pouvons convertir D _A en D pour toute valeur de A. Dans la pratique, cependant, il est préférable de définir l'amplitude initiale inférieure à 0,2, puisque simple approximation D _A ~ 0,5 D est vrai.

Les traits saillants de la technique de diffusion de lumière dynamique microscope ont été démontrées en utilisant une solution de PNIPA. La conformation de PNIPA ci - dessous et au- dessus du LCST a été largement étudiée en utilisant un petit angle de diffusion de neutrons ^15,18. En revanche, la diffusion de lumière dynamique n'a pas été utilisée pour l'analyse des PNIPA au- dessus de la LCST en raison de sa turbidité ^19. Ce problème est résolu par le microscope de diffusion dynamique de la lumière, comme représenté sur les figures 3 (a) et (b). La taille de ces agrégats est plusieurs &# 181; m, qui ne peut être obtenu soit par un petit angle X-ray / diffusion des neutrons ou des techniques de diffusion de la lumière classiques. Les mesures de résolution temporelle à l'aide de ce système donnent des informations sur le processus d'agrégation au cours du changement de température.

L'inconvénient du microscope dynamique de dispersion de la lumière est également illustré sur la figure 3. Pour que le résultat ci - dessous de la LCST, la fonction de corrélation temporelle est fortement affectée par la très petite quantité de poussière présente (les lignes noires en figure 3). Par exemple, la fonction de corrélation de temps ne se dégrade pas complètement, même avec des temps de corrélation de l'ordre de 1,0 s. En effet, le volume irradié avec cet appareil (environ 1,0 um) est nettement plus faible que celle irradiée par le dispositif de diffusion de lumière dynamique habituelle (environ 100 pm). Dans le cas où l'intensité de la lumière dispersée est faible, le signal est masqué par le bruit, telle que celle causée par l'artles montants du centre commercial de la poussière dans la solution. Par conséquent, les trois pics représentés sur la figure 3 (b) peuvent ne pas avoir d' importance quantitative , bien que l'ordre général de la taille est significative. A noter qu'un tel disperseur faible peut être mesurée par un appareil classique de diffusion de lumière dynamique.

Nous avons démontré que le microscope dynamique de diffusion de la lumière nous permet de mesurer des échantillons à la fois transparents et turbides avec la même configuration. Etant donné que la longueur du trajet optique dans les échantillons est courte, cette technique peut être appliquée à des échantillons de solides absorbant la lumière, tels que des suspensions de nanotubes de carbone ^20. En outre, en raison de sa haute résolution spatiale, cette technique peut être appliquée à des cellules biologiques. Pour son application à la biologie, ce procédé peut également être combiné avec d'autres techniques d'imagerie, telles que la fluorescence et l'imagerie Raman. Ainsi, nous pensons que le microscope dynamique de diffusion de la lumière est un outil puissant pour un large éventail de domaines de recherche.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
N-isopropylacrylamide, 98 %	Tokyo Chemical Industry Co., Ltd.	I0401
toluène, 99 %	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	201-01876
Éther de pétrole, température de distillation 30 ~ 60 ° ; C	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	169-22565
N,N,N',N'-tétraméthyléthylènediamine, 99	d’ammonium Sigma	T9281
, 98 %	Sigma	248614
suspension de latex de polystyrène, 1 % poids %	Duke Scientific Corporation	3500A
argon	Koike Sanso Kogyo Co., Ltd.		pureté > 99.999 vol. %
cavity slide	Matsunami Glass Ind.,Ltd.	83-0336
microscope inversé	Nikon Instech Co., Ltd.	ECLIPSE Ti-U
Thermo Plate	Tokai Hit CO.,Ltd	TP-108R-C
Laser à semi-conducteurs	Cohérent	OBIS 488LX
photodiode d’avalanche	ALV-GmbH	ALV-High Q.E. Photodiode
corrélateur	ALV-GmbH	ALV-5000/EPP