Par inoculation avec des billes, la technique décrite permet de stimuler la réponse de mélanisation du moustique dans le système circulant de l’hémolymphe. La quantité de mélanine recouvrant les billes peut être mesurée après la dissection comme mesure de la réponse immunitaire.
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Dans cet article
Résumé
Résumé
La stimulation de la réponse immunitaire est un outil commun dans les études d'invertébrés afin d'examiner l'efficacité et les mécanismes de l'immunité. Cette stimulation est basée sur l'injection de particules non pathogènes dans les insectes, les particules seront détectés par le système immunitaire et induisent la production d'effecteurs immunitaires. Nous nous concentrons ici sur la stimulation de la réponse de la mélanisation chez le moustique Anopheles gambiae. Les résultats de la réponse de la mélanisation dans l'encapsulation de particules étrangères et les parasites avec une couche sombre de la mélanine. Pour stimuler cette réponse, les moustiques sont inoculées avec des billes dans la cavité thoracique à l'aide de tubes en verre microcapillaire. Puis, après 24 h, les moustiques sont disséquées pour récupérer les perles. Le degré de la mélanisation de la bille est mesurée en utilisant un logiciel d'analyse d'image. Perles ne possèdent pas les effets pathogènes des parasites, ou leur capacité à se soustraire ou suppriment la réponse immunitaire. Ces injections sont un moyen de mesure efficacité immunitaire et l'impact des stimulations immunitaires sur d'autres traits d'histoire de vie, tels que la fécondité ou la longévité. Il est pas exactement le même que l'étude directe des interactions hôte-parasite, mais il est un outil intéressant pour étudier l'immunité et de son écologie évolutive.
Introduction
Les insectes se fondent sur les réponses immunitaires pour se protéger contre les parasites et les agents pathogènes 1 - 3 tout abus par leur cuticule ou leur intestin épithélium 4. Dans les moustiques, ces réponses sont efficaces contre les bactéries, les virus 5 6, les nématodes filariens 7, et les parasites du paludisme 1,8,9. Dans les moustiques, une réponse immunitaire clé est l'encapsulation des particules étrangères avec la mélanine 10-12. Cette encapsulation peut se produire dans l'intestin ou dans le système de circulation hémolymphe 10-12. Cette réponse de mélanisation est le résultat de la pro-phenoloxidase cascade 10-12, et elle peut conduire à la mort des parasites ou à leur phagocytose. Dans les moustiques adultes, où le nombre de cellules hémocytes est limitée, mélanisation est une réponse humorale, comme contre les parasites Plasmodium ou nématodes filariens 7.Dans d'autres insectes, il est directement les cellules hémocytes qui se rassemblent autour du parasite pour les 7 melanize. En outre, la mélanine est également essentielle pour plusieurs autres processus physiologiques comme la production d'œufs et les plaies de la cuticule guérison 7.
La stimulation de la réponse immunitaire est utilisé comme un outil pour étudier l' immunité des insectes dans plusieurs systèmes modèles de santé publique agricole et 13 - 18. Il est utilisé dans Anopheles gambiae moustiques, le principal vecteur du paludisme en Afrique, pour étudier les interactions hôte-parasite 14 - 16,19. Ces techniques sont basées sur la capacité des insectes pour détecter des parasites avec leurs récepteurs de reconnaissance des formes (PRR) 2. Les moustiques peuvent également détecter d'autres molécules interférant avec leur biologie tels que les motifs moléculaires associés à des pathogènes (PAMP), ou de détecter leurs propres cellules endommagées en raison de la libération de collagène et d'acides nucléiques. La cellule immunitaire contre les moustiquess tels que les hémocytes sont utilisés pour la détection 20 - 23. Les principales voies de signalisation immunitaires sont Imd, Toll, JAK / STAT 24, et l' interférence de l' acide ribonucléique (ARNi) 25,26. Les deux voies Toll et Imd influencent la réponse de mélanisation et d' interagir avec le pro-phenoloxidase cascade 10-12.
L'outil standard utilisé pour stimuler la réponse de la mélanisation est l'inoculation d'un moustique avec une petite perle dans l'hémolymphe de la cavité thoracique. Le degré de mélanine encapsulation peut ensuite être mesurée 19 après avoir récupéré la perle à travers la dissection du moustique. Dans la plupart des études, une seule perle a été injecté par les moustiques 15,16,27, mais injectant plus de perles est possible afin d'étudier les limites de la réponse de la mélanisation 19. Ces billes sont injectées à l'aide d'une solution d'injection (sérum physiologique) afin de limiter la perturbation de la physiologie du moustique etla dessiccation du moustique 15,16,27. Un colorant est ajouté à cette solution pour faciliter la sélection de perles. Il en est de même pour la solution de dissection utilisé pour récupérer la 15,16,27 de billes.
L'avantage de inoculant insectes avec des stimuli non-pathogène est la capacité de se concentrer sur l'effet direct sur la réponse immunitaire. Il n'y a pas d' effets de complication due à parasite pathogénicité 28, immunosuppression 29-31, ou l' évasion immunitaire 31-34. En outre, les conséquences des stimulations sur d'autres traits d'histoire de vie, tels que la longévité ou la fécondité, peuvent également être étudiés. Ainsi, les chercheurs qui étudient l' écologie évolutive peuvent exiger de tels outils 2,35,36. Par exemple, les bourdons immunodéprimés contesté ont une durée de vie raccourcie sous la famine. effets négatifs similaires de stimulations immunitaires et les déploiements ont été observés dans différents modèles d'invertébrés, ce qui entraîne souvent une courteer la durée de vie ou moins de succès en matière de reproduction 13,27,37. De telles études peuvent être menées dans des environnements différents 2,4,38. Stimuler l' immunité est également d'intérêt pour ceux qui se concentrent directement sur immunopathologie 39,40.
Ce protocole est basé sur l'inoculation de perles avec des moustiques pour stimuler la réponse de la mélanisation et de mesurer directement la quantité de mélanine. Cela permet à l'étude quantitative et qualitative de la réponse mélanisation dans différents contextes expérimentaux. Un tel outil peut être étendue à la stimulation d'autres réponses immunes, telles que la réponse anti - bactérienne à des bactéries 41 tuées par la chaleur. Elle peut également être réalisée dans de nombreux contextes écologiques.
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Protocole
1. Solution saline pour préparation injectable et Dissection
- Préparer la solution saline en y ajoutant du NaCl, KCl et CaCl 2 dans l'eau distillée pour obtenir 1,3 mM de NaCl, 0,5 mM de KCl et 0,2 mM de CaCl2 à pH = 6,8.
- Ajouter 1 ml de solution de vert de méthyle 0,1% à 99 millilitres de la solution saline pour colorer les perles transparentes. Ceci est le vert de méthyle "solution d'injection" de 0,001%.
- Ensuite, ajouter 5 ml de solution verte 0,1% de méthyle à 45 ml de la solution saline. Ce verte de méthyle «solution de dissection" 0,01% est 10 fois plus concentrée dans le vert de méthyle, pour faciliter la coloration des perles et leur observation au cours de la dissection.
NOTE: Filtre stériliser le tampon si nécessaire.
2. Capillaire Préparation
- Tubes de verre microcapillaire Heat-pull pour obtenir une pointe très fine légèrement plus grand que les plus petites perles (φ = 40 pm) 42.
- Ouvrir etÉGLEZ chaque capillaire en brisant la pointe avec des pincettes ou par sciage la pointe off.
3. Mosquito cabrer
- A. gambiae arrière à 26 ± 1 ° C, 70 ± 5% d' humidité relative, et une lumière 12:12 h: cycle d' obscurité. Gardez les femelles adultes et de leur donner accès à une solution de sucre de 10%.
4. Sélections perles avec le Capillaire
- Verser 0,009 g de billes chargées négativement (de 40 à 120 um de diamètre) dans une boîte de Petri de 5 cm et ajouter 5 ml de solution d'injection 30 min à l'avance.
NOTE: Le but est de laisser le colorant colore les perles pour faire la sélection de perles pour une injection plus facile. Autoclave perles si elles ne viennent pas dans un bocal stérile. - À l'aide d'un capillaire monté dans une ampoule capillaire de pipette, sélectionner visuellement la plus petite perle de 0,1 ul de la solution saline sous un microscope binoculaire.
NOTE: Lorsque inoculer plusieurs billes simultanément, sélectionnez trois perles d'un volume total de 0,1 ul.
5. Mosquito Manipulation et Inoculation
- À l'aide d'un aspirateur d'insectes, placer chaque moustique dans un tube de 50 ml.
- Réfrigérer chaque moustique brièvement en plaçant le tube dans la glace pilée (2-5 min).
- Placez un moustique sur son côté droit sous le microscope binoculaire.
- Sous un stéréomicroscope, inoculer le moustique avec le capillaire en perçant fermement par le côté gauche de la cavité thoracique cuticule, puis à injecter le liquide et le bourrelet.
REMARQUE: Prenez soin de ne pas endommager les muscles de vol en tenant le capillaire que perpendiculairement à la moustiques que possible. - Retirez le capillaire.
- En utilisant des pinces d'entomologie poids plume, placez chaque femelle individuellement dans une tasse en plastique de 180 ml recouvert d'une moustiquaire; leur donner accès à une solution de sucre de 10%.
NOTE: La prudence est nécessaire avec la solution de sucre, comme le moustique peut se coincer sur les gouttes de la solution de sucre.
6. MosquitoDissection et Perle Photographie
- Vérifiez si les moustiques sont vivants 24 heures après l'inoculation. Si oui, vérifier leur état et ne garder que les moustiques qui sont capables de voler.
- Congeler ces moustiques à -20 ° C.
NOTE: Ils peuvent être conservés plusieurs jours à plusieurs mois avant la dissection, si nécessaire. - Retirer les ailes des moustiques à l'aide de pinces sous un microscope binoculaire à 32X grossissement. Fixer les ailes sur des lames de verre avec du ruban adhésif transparent. Notez le code utilisé pour chaque moustique individuel.
- Mettez les lames de verre dans un scanner et les numériser à 1200 dpi.
REMARQUE: Vérifiez que le code est lisible pour chaque moustique individuel. - Sur une lame de microscope en verre et en solution de dissection, utiliser une pince pour séparer le thorax de la tête et l'abdomen.
- Ouvrez le thorax avec une pince pour récupérer les perles.
REMARQUE: Les perles qui ne se déplace pas vers l'abdomen ne sont pas en contact les uns avec les autres et la plupart d'entre elles flottent librement en til hémolymphe. Veillez à ne pas rompre le cordon avec la pince, comme un bourrelet non-mélanisée peut être difficile à trouver. Attendez 1 à 5 min pour les billes pour obtenir la couleur. - Transférer les perles dans une gouttelette de solution de dissection sur une lame de microscope en verre, avant de prendre la photo.
NOTE: Pas besoin de laver les billes. - En utilisant un microscope équipé d'une caméra, prendre une image numérique de chaque bourrelet à un réglage de l'éclairage standard et 400X.
REMARQUE: Ne pas modifier l'éclairage entre les différentes images pour permettre leur comparaison.
7. Analyse Photo: Bead mélanisation
- Ouvrez le logiciel d'analyse d'image. Cliquez sur "Fichier" puis sur "ouvrir" pour trouver une image de perles.
- Cliquez sur "analyser". Cliquez sur "des mesures prévues." Cochez la case "valeur moyenne grise" dans la fenêtre "mesures fixes".
- Cliquez sur l'icône de l'outil de sélection de cercle. Sélectionnez le périmètre de perles; rester danscôté le bourrelet et éviter le halo lumineux autour de lui.
- Cliquez sur le menu "analyser". Cliquez sur "mesure". Obtenir la valeur de gris moyenne et la taille de la surface en coupe transversale du bourrelet.
- Pour obtenir la valeur de mélanisation de chaque perle, effectuer l'opération suivante à l'aide d'une calculatrice ou d'une calculatrice logiciel: "256 - valeur moyenne gris." La mesure de mélanisation est une valeur comprise entre 0 et 256, 0 représentant une image totalement blanche.
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Résultats
Les moustiques ne melanize pas toutes les perles de la même façon, comme certaines perles ont été recouvertes de moins de mélanine que les autres (figure 1). En effet, quelques perles sont restées bleu à cause d'un manque de mélanisation, tandis que d' autres étaient complètement sombre (Figure 1). La valeur de la mélanisation a été normalisée par interpolation linéaire à une valeur comprise entre 0 ( ce qui correspond à un cordon bleu et u...
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Discussion
Cette technique d'injection est utile pour stimuler et étudier la réponse de mélanisation chez les moustiques. Par exemple, ici, nous avons étudié l'effet de la charge stimuli immunitaire.
L'étape critique dans cette procédure consiste à inoculer correctement le moustique. Tous les dommages excessifs aux muscles de vol ou le moustique lui-même peut empêcher le moustique de l'alimentation ou peut le tuer avant la dissection. Une deuxième étape clé est de garder les moustiques ...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.
Remerciements
Cette recherche a été rendue possible grâce à un financement de l’Université de Neuchâtel. Nous tenons à remercier tous les étudiants qui ont contribué à améliorer cette technique, à savoir notre collègue Kevin Thievent. Nous tenons également à remercier les membres du Thomas Lab d’avoir mis leur laboratoire à disposition. Nous tenons à remercier Janet Teeple pour son aide dans l’élevage des moustiques. Nous tenons également à remercier Loyal Hall dans le laboratoire du Pr. Tom Baker pour son aide dans la préparation des tubes en verre micro capillaire.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Tubes microcapillaires en verre GB120TF-10 | science-products.com | GB120TF-10 | http://www.science-products.com/Products/CatalogG/Glass/Glass.html |
| Microcaps Poire pipette capillaire | Drumond | 1-000-9000 | |
| perles Sephadex CM C-25 chargées négativement | Sigma-Aldrich, Steinheim, Allemagne | C25120 SIGMA | a besoin de peu pour démarrer |
| Vert | de méthyleSigma-Aldrich | 323829 ALDRICH | ont besoin de peu de choses pour démarrer |
| Software ImageJ | opensource | version 1.47f7 ou ultérieure |
Références
- Dong, Y., Aguilar, R., Xi, Z., Warr, E., Mongin, E., Dimopoulos, G. Anopheles gambiae immune responses to human and rodent Plasmodium parasite species. PLoS pathog. 2 (6), e52(2006).
- Sadd, B. M., Schmid-Hempel, P. PERSPECTIVE: Principles of ecological immunology. Evolutionary Appl. 2 (1), 113-121 (2008).
- Crompton, P. D., Moebius, J., et al. Malaria Immunity in Man and Mosquito: Insights into Unsolved Mysteries of a Deadly Infectious Disease*. Annu Rev Immuno. 32 (1), 157-187 (2014).
- Schmid-Hempel, P. EVOLUTIONARY ECOLOGY OF INSECT IMMUNE DEFENSES. Annu Rev Entomol. 50 (1), 529-551 (2005).
- Hillyer, J. F., Schmidt, S. L., Christensen, B. M. Rapid phagocytosis and melanization of bacteria and Plasmodium sporozoites by hemocytes of the mosquito Aedes aegypti. J parasito. 89 (1), 62-69 (2003).
- Carissimo, G., Pondeville, E., et al. Antiviral immunity of Anopheles gambiae is highly compartmentalized, with distinct roles for RNA interference and gut microbiota. PNAS. 112 (2), E176-E185 (2015).
- Christensen, B. M., Li, J., Chen, C. -C., Nappi, A. J. Melanization immune responses in mosquito vectors. Trends parasito. 21 (4), 192-199 (2005).
- Collins, F., Sakai, R., et al. Genetic selection of a Plasmodium-refractory strain of the malaria vector Anopheles gambiae. Science. 234 (4776), 607-610 (1986).
- Warr, E., Lambrechts, L., Koella, J. C., Bourgouin, C., Dimopoulos, G. Anopheles gambiae immune responses to Sephadex beads: Involvement of anti-Plasmodium factors in regulating melanization. Insect Biochem Molec. 36 (10), 769-778 (2006).
- Fuchs, S., Behrends, V., Bundy, J. G., Crisanti, A., Nolan, T. Phenylalanine metabolism regulates reproduction and parasite melanization in the malaria mosquito. PloS one. 9 (1), e84865(2014).
- Cerenius, L., Söderhäll, K. The prophenoloxidase-activating system in invertebrates. Immuno Rev. 198, 116-126 (2004).
- Cerenius, L., Lee, B. L., Söderhäll, K. The proPO-system: pros and cons for its role in invertebrate immunity. Trend Immuno. 29 (6), 263-271 (2008).
- Moret, Y., Schmid-Hempel, P. Survival for immunity: the price of immune system activation for bumblebee workers. , Science. New York, N.Y. 1166-1168 (2000).
- Suwanchaichinda, C., Paskewitz, S. M. Effects of Larval Nutrition, Adult Body Size, and Adult Temperature on the Ability of Anopheles gambiae(Diptera: Culicidae) to Melanize Sephadex Beads. J Med Entomol. 35 (2), 157-161 (1998).
- Chun, J., Riehle, M., Paskewitz, S. M. Effect of Mosquito Age and Reproductive Status on Melanization of Sephadex Beads in Plasmodium-Refractory and -Susceptible Strains of Anopheles gambiae. J Invertebr Pathol. 66 (1), 11-17 (1995).
- Schwartz, A., Koella, J. C. Melanization of Plasmodium falciparum and C-25 Sephadex Beads by Field-Caught Anopheles gambiae (Diptera: Culicidae) from Southern Tanzania. J Med Entomol. 39 (1), 84-88 (2002).
- Zahedi, M., Denham, D. A., Ham, P. J. Encapsulation and melanization responses of Armigeres subalbatus against inoculated Sephadex beads. J Invertebr Pathol. 59 (3), 258-263 (1992).
- Laughton, A. M., Garcia, J. R., Altincicek, B., Strand, M. R., Gerardo, N. M. Characterisation of immune responses in the pea aphid, Acyrthosiphon pisum. J insect physiol. 57 (6), 830-839 (2011).
- Barreaux, A. M. G., Barreaux, P., Koella, J. C. Overloading the immunity of the mosquito Anopheles gambiae with multiple immune challenges. Parasite Vector. 9 (1), 210(2016).
- Lazzaro, B. P., Rolff, J. Danger, Microbes, and Homeostasis. Science. 332 (6025), 43-44 (2011).
- Arrighi, R. B. G., Faye, I. Plasmodium falciparum GPI toxin: a common foe for man and mosquito. Acta trop. 114 (3), 162-165 (2010).
- Michel, K., Kafatos, F. C. Mosquito immunity against Plasmodium. Insect Biochem Molec. 35 (7), 677-689 (2005).
- Osta, M. A., Christophides, G. K., Vlachou, D., Kafatos, F. C. Innate immunity in the malaria vector Anopheles gambiae: comparative and functional genomics. J Exp Biol. 207 (15), 2551-2563 (2004).
- Christophides, G. K., Vlachou, D., Kafatos, F. C. Comparative and functional genomics of the innate immune system in the malaria vector Anopheles gambiae. Immunol Rev. 198 (1), 127-148 (2004).
- Blair, C. D. Mosquito RNAi is the major innate immune pathway controlling arbovirus infection and transmission. Future microbiol. 6 (3), 265-277 (2011).
- Fragkoudis, R., Attarzadeh-Yazdi, G., Nash, A. A., Fazakerley, J. K., Kohl, A. Advances in dissecting mosquito innate immune responses to arbovirus infection. J Gen Virol. , (2009).
- Schwartz, A., Koella, J. C. The cost of immunity in the yellow fever mosquito, Aedes aegypti depends on immune activation. J evol biol. 17 (4), 834-840 (2004).
- Lambrechts, L., Vulule, J. M., Koella, J. C. Genetic correlation between melanization and antibaterial immune responses in a natural population of the malaria vector Anopheles gambiae. Evolution. 58 (10), 2377(2004).
- Boete, C., Paul, R. E. L., Koella, J. C. Direct and indirect immunosuppression by a malaria parasite in its mosquito vector. P Roy Soc B-Biol Sci. 271 (1548), 1611-1615 (2004).
- Sacks, D., Sher, A. Evasion of innate immunity by parasitic protozoa. Nat immunol. 3 (11), 1041-1047 (2002).
- Zambrano-Villa, S., Rosales-Borjas, D., Carrero, J. C., Ortiz-Ortiz, L. How protozoan parasites evade the immune response. Trend Parasito. 18 (6), 272-278 (2002).
- Damian, R. T. Parasite immune evasion and exploitation: reflections and projections. Parasitology. 115, S169-S175 (1997).
- Schmid-Hempel, P. Parasite immune evasion: a momentous molecular war. Trend ecol evol. 23 (6), 318-326 (2008).
- Schmid-Hempel, P. Immune defence, parasite evasion strategies and their relevance for "macroscopic phenomena" such as virulence. P Roy Soc B-Biol Sci. 364 (1513), 85-98 (2009).
- Stearns, S. C., Koella, J. C. The evolution of phenotypic plasticity in life history traits- predictions of reaction norms for age and size at maturity. Evolution. 40 (5), 893-913 (1986).
- Stearns, S. C. Life-history tactics: a review of the ideas. Q rev biol. 51 (1), 3-47 (1976).
- Valtonen, T. M., Kleino, A., Ramet, M., Rantala, M. J. Starvation Reveals Maintenance Cost of Humoral Immunity. Evol Biol. 37 (1), 49-57 (2010).
- Sheldon, B. C., Verhulst, S. Ecological immunology: costly parasite defences and trade-offs in evolutionary ecology. Trend Ecol Evo. 11 (8), 317-321 (1996).
- Graham, A. L., Allen, J. E., Read, A. F. Evolutionary causes and consequences of immunopathology. Annu Rev Ecol Evol S. 36, 373-397 (2005).
- Best, A., Long, G., White, A., Boots, M. The implications of immunopathology for parasite evolution. P Roy Soc B-Biol Sci. 279 (1741), 3234-3240 (2012).
- Cator, L. J., George, J., et al. 34;Manipulation" without the parasite: altered feeding behaviour of mosquitoes is not dependent on infection with malaria parasites. P Roy Soc B-Biol Sci. 280 (1763), 20130711(2013).
- Voordouw, M. J., Lambrechts, L., Koella, J. No maternal effects after stimulation of the melanization response in the yellow fever mosquito Aedes aegypti. Oikos. 117 (8), 1269-1279 (2008).
- Paskewitz, S., Riehle, M. A. Response of Plasmodium refractory and susceptible strains of Anopheles gambiae to inoculated Sephadex beads. Dev comp immunol. 18 (5), 369-375 (1994).
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Réimpressions et autorisations
