Article de méthode

Reconnaissance moléculaire Ingénierie avec Polymères Bio-mimétiques sur simple Walled Carbon Nanotubes

DOI :

10.3791/55030

⸱

10 janvier 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of California Berkeley, 2California Institute for Quantitative Biosciences (QB3), University of California Berkeley

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons un protocole pour l’ingénierie de la phase corona de nanotubes de carbone fluorescents à paroi unique (SWNT) dans le proche infrarouge en utilisant des polymères amphiphiles et de l’ADN pour développer des capteurs pour des cibles moléculaires sans éléments de reconnaissance connus.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les nanotubes de carbone semi-conducteurs à paroi simple (SWNT) sont une classe de nanomatériaux optiquement actifs qui deviennent fluorescents dans le proche infrarouge, coïncidant avec la fenêtre optique où les échantillons biologiques sont les plus transparents. Ici, nous décrivons des techniques pour adsorber des polymères amphiphiles et des acides polynucléiques à la surface des SWNT afin de concevoir leurs phases corona et de créer de nouveaux capteurs moléculaires pour les petites molécules et les protéines. Ces capteurs SWNT fonctionnalisés sont à la fois biocompatibles et stables. Les polymères sont adsorbés sur la surface des nanotubes soit par sonication directe des SWNT et du polymère, soit en suspendant les SWNT à l’aide d’un tensioactif suivi d’une dialyse avec un polymère. L’émission de fluorescence, la stabilité et la réponse de ces capteurs aux analytes cibles sont confirmées à l’aide de l’absorbance et de la spectroscopie de fluorescence dans le proche infrarouge. De plus, nous démontrons l’immobilisation de surface des capteurs sur des lames de verre pour permettre la microscopie à fluorescence à molécule unique pour caractériser l’adsorption des polymères et la cinétique de liaison des analytes.

Introduction

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Monoparoi nanotubes de carbone (SWNTs) sont atomiquement des couches minces d'atomes de carbone laminées dans de longs cylindres minces, qui présentent des propriétés électroniques et optiques uniques. 1 Ces propriétés comprennent une bande interdite production proche infrarouge (NIR) émission de fluorescence par recombinaison exciton qui est très sensible à son environnement local. L'émission NIR SWNT tombe dans la fenêtre infrarouge proche dans lequel la profondeur de pénétration de la lumière est maximal pour les tissus biologiques. 2,3 En outre, SWNT présentent plusieurs caractéristiques uniques atypiques contrairement à des fluorophores organiques: SWNT présentent un grand décalage de Stokes, ne photobleach pas, et ne clignotent pas. 4 Récemment, l' exploitation de ces caractéristiques a conduit à l'élaboration d'un assortiment de capteurs moléculaires avec des applications en biologie. 5,6 Unmodified, cependant, SWNT sont insolubles dans l' eau, et d' obtenir des suspensions de SWNT individuelles peut être un défi. 7,8 Bundling et l' agrégation des SWNT en solution peuvent masquer leur fluorescence de bande interdite, 2 les rendant impropres à des applications de détection.

Dispersion des nanotubes de carbone individuels en solution aqueuse nécessite la modification de leur surface pour empêcher l'agrégation entraînée hydrophobie. 9 Bien que la modification covalente peut rendre SWNT soluble dans l'eau, 10 ainsi que de répandre la chimie de liaison spécifique, les sites de défaut dans le réseau de SWNT réduire ou diminuent leur émission de fluorescence. Au lieu de cela, des SWNT fonctionnalisation peut être réalisée en utilisant des tensioactifs, des lipides, des polymères et de l' ADN 9,11 - 13 adsorbées à la surface des nanotubes au moyen d' interactions hydrophobes et d' empilement pi-pi. L'environnement chimique résultante entourant SWNT fonctionnalisés de surface est appelée la phase de couronne. Perturbations à la phase corona peuvent avoir un impact important sur excitons voyageant sur la surface du nanotube, ce qui provoque des modulations à SWNT Fluorescence émission. Il est cette relation sensible entre la phase corona et SWNT fluorescence qui peut être exploitée pour développer de nouveaux capteurs moléculaires en incorporant des modalités de liaison spécifique sur la grande surface de SWNT. Perturbations à la phase de corona SWNT sur analyte de liaison peuvent conduire à des changements dans l'environnement diélectrique local, transfert de charge, ou d'introduire des défauts de réseau, tous capables de moduler l'émission de fluorescence des SWNT à servir de mécanisme de transduction du signal. 14 Cette approche est utilisée dans le développement de nouveaux capteurs fluorescents pour la détection de différentes classes de molécules , y compris l' ADN, 15,16 glucose 17 et de petites molécules telles que l' ATP, 18 espèces réactives de l' oxygène 19 et d' oxyde nitrique. 20,21 Cependant, ces approches sont limitées en ce qu'elles reposent sur l'existence d'une modalité de liaison connue pour l'analyte cible.

Récemment, une application plus génériquegardon à la conception de capteurs fluorescents a été développé en utilisant SWNT non covalente fonctionnalisés avec des hétéropolymères amphiphiles, des phospholipides et des acides polynucléique. Ces molécules adsorbées à la surface des nanotubes de carbone pour produire des suspensions très stables de SWNT individuels 22 - 25 avec des phases corona uniques qui peuvent se lier spécifiquement à des protéines ou de petites molécules 26,27 , y compris la dopamine. 28 - 30 Ingénierie de la phase corona pour disperser SWNT et en particulier des analytes cibles se lient est appelé à la reconnaissance moléculaire de phase corona (CoPhMoRe). 28 La petite taille, faible toxicité, une grande stabilité et unbleaching fluorescence nIR de capteurs CoPhMoRe SWNT font d'excellents candidats pour la détection in vivo pour des mesures résolues en temps prolongées. 6 Des travaux récents ont montré leurs applications dans les tissus végétaux pour la détection optique des espèces d'azote et d' oxygène réactif. 31Une application particulièrement intéressante pour les capteurs CoPhMoRe SWNT est le potentiel de marqueur libre détection des neurotransmetteurs tels que la dopamine in vivo, où d' autres techniques, telles que la détection électrochimique ou immunohistochimie, souffrent d'un manque de résolution spatiale, la résolution temporelle et la spécificité.

Conception et découverte capteurs CoPhMoRe SWNT a jusqu'à présent été freinée par la taille et la diversité chimique de la bibliothèque de dispersant, ce qui limite la probabilité de trouver un capteur pour une cible particulière. À ce jour, les chercheurs ont seulement gratté la surface de conjugué disponible, co-bloc, biologique et polymères biomimétiques qui pourraient servir de dispersants fonctionnellement actifs pour les capteurs de SWNT. Ici, nous présentons des méthodes différentes pour les deux dispersant SWNT et de caractériser leur fluorescence pour le criblage à haut débit et pour seule analyse du capteur de SWNT. Plus précisément, nous décrivons la procédure de SWNT de revêtement avec oligom d'acide polynucléiqueteurs utilisant sonication directe ainsi que la façon de fonctionnaliser SWNT avec des polymères amphiphiles par l'échange de surfactant par dialyse. Nous utilisons (GT) 15 -ADN et de polyéthylène glycol fonctionnalisé avec de la rhodamine isothiocyanate (RMCT-PEG-RMCT) à titre d' exemples. Nous démontrons l'utilisation de (GT) 15 -ADN SWNT comme un capteur de CoPhMoRe pour la détection de la dopamine. Enfin, nous décrivons des procédures pour effectuer des mesures individuelles de détection de molécules qui peuvent être utilisées pour la caractérisation ou la détection de la molécule unique.

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Protocole

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Attention: S'il vous plaît consulter toutes les fiches de données de sécurité des matériaux pertinents (SDS) avant utilisation. Nanomatériaux peuvent avoir des risques supplémentaires par rapport à leurs homologues de la matière en vrac. Utilisez toutes les pratiques de sécurité appropriées, y compris les contrôles techniques (hotte, enceinte de bruit) et de l'équipement de protection individuelle (lunettes de sécurité, lunettes, blouse, pantalon de longueur, fermé orteils chaussures).

1. Préparation de tampon, un tensioactif et un polymère Solutions

  1. Préparation d' une solution de NaCl 100 mM ,
    1. Dissoudre 584 mg de NaCl dans 80 ml d'eau déminéralisée. Ajouter de l'eau déminéralisée pour amener le volume total à 100 ml.
  2. Préparation de 3% de dodécylsulfate de sodium (SDS) à une solution
    1. Dissoudre 3 g de SDS dans 80 ml d'eau déminéralisée. Ajouter de l'eau déminéralisée pour amener le volume total à 100 ml.
  3. Préparation de cholate de sodium à 2% (SC) solution
    1. Dissoudre 2 g de gazonium cholate hydraté dans 80 ml d'eau déminéralisée. Ajouter de l'eau déminéralisée pour amener le volume total à 100 ml.
  4. Préparation du tampon d'image (1 x Tris: 20 mM de Tris, 100 mM de NaCl)
    1. Dissoudre 22,23 g de base Tris et 58,44 g de NaCl dans 500 ml d'eau déminéralisée en utilisant une barre d'agitation magnétique et la plaque.
    2. ajouter avec précaution du HCl concentré jusqu'à ce qu'un pH de 8,1 soit atteint.
    3. Ajouter de l'eau déminéralisée pour atteindre un volume final de 1 L.
  5. Synthèse du polymère RMCT-PEG-RMCT
    1. Dissoudre l'aminé difonctionnalisés polyéthylène glycol (PEG) (5 kDa ou 20 kDa, de 0,1 mol / L) et de l'isothiocyanate de rhodamine (RMCT, 0,2 mol / L) dans 1 ml d'un mélange 1: 1 de dichlorométhane et de diméthylformamide (DMF).
    2. Ajouter 0,2 mol / L de N, N - diisopropyléthylamine (DIEA).
    3. Au bout de 3 h, un précipité 10x volume d'éther diéthylique suivie d'une filtration sous vide.
    4. Redissoudre dans du DMF et répéter l'éther précipitation follomené par filtration sous vide.
      REMARQUE: Les autres molécules modifiées isothiocyanate (par exemple, isothiocyanate de fluorescéine, FITC) peut être attaché à du PEG ou d' autres polymères d'aminé modifiée à l' aide d' un procédé similaire.
  6. Préparation de l' ADN-pégylé (PEG-ADN)
    1. Moissonneuse-batteuse 100 ul de tris (2-carboxyéthyl) chlorhydrate de phosphine (TCEP) solution (0,5 M, pH 7,0) avec 44,9 ul de 5'-thiol modifié par l'ADN (1 mg / 10 ul dans du NaCl 0,1 M) et ajouter à 4,855 ml de l'eau déminéralisée.
    2. Agiter pendant 1 h.
    3. Dissoudre 500 mg de méthoxypolyéthylèneglycol maléimide dans 5 ml de tampon phosphate salin.
    4. Combiner les solutions d'ADN et de PEG (10 ml au total) et agiter pendant 24 h.

2. Préparation de l'unité Walled Carbon Nanotubes (SWNT) Suspensions

  1. Wash de SWNT pour éliminer le catalyseur et les impuretés.
    1. Ajouter 200-300 mg de SWNT non lavés dans un conta de tube de centrifugeuse en plastiqueining 45 ml d'eau déminéralisée.
    2. Tourbillonnaire la solution pendant 2 min et de traitement par ultrasons au moyen d'un bain de sonication pendant 5 min. Notez que sonicator paramètres varient d' un instrument à, afin de vérifier que la densité optique de la solution SWNT augmente (c. -à- vire au noir) pour veiller à ce que les SWNT sont dispersés.
    3. Centrifuger la solution pendant 20 minutes à 16.100 xg et jeter le surnageant.
    4. Ajouter environ 45 ml d'eau désionisée fraîche.
    5. Répétez les étapes 2.1.2-2.1.4 jusqu'à 8 fois.
    6. Retirer l'eau autant que possible en faisant attention à ne pas perturber SWNT granulées et laisser SWNT culot sécher à l'air.
  2. Les suspensions d'acide nucléique de SWNT
    1. Dissoudre les acides nucléiques (NA) dans 0,1 M de NaCl à une concentration de 100 mg / ml.
    2. Retirer l'électricité statique de spatule jetable, microtubes et SWNT stock à l'aide d'un canon anti-statique. Dans une hotte aspirante, ajouter 20 ul de la solution d'AN à 980 pi de 00,1 M de NaCl suivi par l'addition de 1 mg SWNT.
    3. L'utilisation d'un appareil à ultrasons avec embout de 3 mm de diamètre, sonication la solution pendant 10 min à 40% d'amplitude dans un bain de glace.
    4. Centrifuger la solution ADN-SWNT DEUX FOIS pendant 90 min à 16100 x g. Si vous utilisez PEG-ADN, purifier l'excès et l'ADN qui n'a pas réagi et le PEG en utilisant un 100 kDa spin-filtre. Ajouter suffisamment PBS pour remplir le spin-filtre et essorage à 9300 xg pendant 1,5 min, Répétez cette étape de lavage 3 fois.
    5. Recueillir et conserver le surnageant, en faisant attention à ne pas perturber le culot contenant les faisceaux et les agrégats de la CNT. Jeter la pastille conformément aux procédures de déchets dangereux institutionnels appropriés pour les nanomatériaux.
    6. Mesurer l'absorbance de la solution à 632 nm en utilisant un spectrophotomètre UV / VIS pour déterminer la concentration approximative de SWNT en suspension en utilisant ε = 0,036 L / cm · mg conformément à la loi de Beer-Lambert et le facteur de dilution approprié.
  3. Les suspensions de polymères amphiphilesde SWNT
    1. Retirer l'électricité statique de spatule jetable, des tubes de centrifugeuse micro et SWNT stock. Dans une hotte, ajouter 5 mg SWNT à 5 ml de solution de SC 2% (en variante, la solution SDS peut être utilisé).
    2. L'utilisation d'un appareil à ultrasons avec la pointe de 6 mm de diamètre, sonication la solution pendant 1 h à 40% d'amplitude dans un bain de glace.
    3. échantillon Centrifugeuse à 150.000 xg pendant 4 h en utilisant une ultracentrifugeuse et recueillir soigneusement surnageant.
    4. Dissoudre 1% en poids de polymère amphiphile (par exemple, RMCT-PEG-RMCT) en solution SC-SWNT.
    5. Dialyser la solution polymère-SC-SWNT en utilisant une membrane de dialyse 3,5 kDa contre 1 L d'eau déminéralisée ou tampon pendant 5 jours. Modifier hors de l'eau ou un tampon après 2 heures et 4 heures une membrane de dialyse plus grand peut être utilisé, tant qu'il permet l'élimination de l'agent tensioactif de choix, mais la rétention des deux SWNT et d'un polymère amphiphile.
    6. Mesurer l'absorbance de la solution à 632 nm en utilisant un spectrophotomètre UV / VIS pour déterminerconcentration approximative de SWNT en suspension en utilisant ε = 0,036 L / cm * mg conformément à la loi de Beer-Lambert et le facteur de dilution approprié.

3. Préparation de surface Immobilisé Capteurs SWNT

  1. Préparation de BSA-biotine et des solutions mères NEUTRAVIDIN
    1. Dissoudre 10 mg lyophilisé BSA-biotine dans 1 ml d'eau déminéralisée pour faire un / ml solution mère et stocker 10 mg à 4 ° C.
    2. Dissoudre 10 mg de protéine NeutrAvidin (NAV, déglycosylée protéine avidine) dans 2 ml d'eau déminéralisée pour faire un / ml de solution mère de 5 mg. aliquotes de conserver à -20 ° C. aliquots décongelés peuvent être conservés pendant plusieurs jours à 4 ° C.
  2. Préparer BSA-biotine lames de microscope revêtues
    1. Nettoyer une lame de microscope et 0,17 mm couvercle en verre (ou en fonction de l'objectif du microscope) avec de l'eau déminéralisée, suivi par le méthanol, l'acétone et un rinçage final de l'eau déminéralisée.
    2. Créer des canaux en plaçant plusieurs morceaux de ruban adhésif double face environ 5 mm d'intervalle sur la lame de microscope propre. Sceller les canaux en prenant une lamelle de verre longues et en appuyant sur la partie supérieure de la bande double face. Assurez-vous qu'elle est centrée sur la lame de microscope de sorte que les bords de la lamelle et glisser ne sont pas rincer.
    3. Ajouter 100 pi de BSA-biotine solution mère à 900 pi de tampon de 1x Tris à une concentration finale de 1 mg / mL.
    4. Un débit de 50 ul de la solution de BSA-biotine dans le canal par pipetage de la solution dans une extrémité et évacuant la solution à l'autre à l'aide d'un tissu. Incuber pendant 5 minutes, puis 3-5 bouffées avec 50 ul de 0,1 M de NaCl.
    5. Diluer 40 pi de 5 mg / mL VNI stock en 960 pi de tampon 1x Tris à une concentration finale de 0,2 mg / mL.
    6. Écoulement 50 ul de la solution VL dans le canal par pipetage de la solution dans une extrémité et évacuant la solution à l'autre à l'aide d'un tissu. Incuber pendant 2-5 minutessuivie de 3-5 bouffées avec 50 ul de 0,1 M de NaCl.
    7. Diluer les solutions mères de SWNT en suspension dans un tampon d'image à une concentration de 1-10 mg / l et un débit de 50 ul de la solution dans le canal et laisser incuber pendant 5 min.
    8. Rincer délicatement loin SWNT en excès à l'aide de 50 pi de tampon d'imagerie.
  3. Préparation des lames de microscope de APTES
    REMARQUE: Les lames silanisées APTES permettent d'immobiliser un moyen SWNT d'ADN enveloppés chargés négativement à la surface d'un substrat en verre.
    1. Préparer une solution aqueuse à 10% de (3-aminopropyl) triéthoxysilane (APTES) dans l'éthanol.
    2. Utilisation des canaux réalisés en utilisant les étapes décrites dans 3.2.2, le débit dans un tampon de 100 pi de Tris 1x.
    3. Rincer le canal avec une solution APTES et incuber pendant 5 min. Laver avec du tampon Tris 1x.
    4. Diluer solutions de stockage de l'ADN-SWNT en suspension dans un tampon d'imagerie à une concentration de flux / Terrain 1-10 mg 50 ul de la solution dans le canal et Incubmangé pendant 5 min.
    5. Rincer délicatement loin SWNT en excès à l'aide de 50 pi de tampon d'imagerie.

4. Fluorescence Spectroscopy et Microscopie de SWNT Capteurs

  1. nIR Fluorescence Microscopy
    1. Effectuer une imagerie de surface en utilisant des SWNT immobilisés excitation laser et d'un microscope inversé équipé d'un réseau de capteurs InGaAs pour l'imagerie.
    2. Diriger le faisceau laser pour entrer dans le port d'éclairage arrière d'un microscope inversé en utilisant des miroirs sur supports cinématiques réglables et une paire d'iris-tige fixés à la hauteur du port. Assurer que le faisceau soit de niveau et droite en confirmant qu'il passe à travers les deux iris lorsqu'il est placé entre les miroirs ultérieurs et avant qu'il ne pénètre dans l'orifice d'illumination. Si nécessaire, ajuster la hauteur du faisceau en utilisant un ensemble de périscope. Retirez tous les filtres de chaleur de courte passe-sur le port d'éclairage qui atténuerait le faisceau.
    3. Insérez un cube de filtre approprié dans le microscopepour réfléchir la lumière d'excitation dans l'objectif et de collecter la lumière d'émission. Cela se compose généralement d'un filtre à long col dichroïque avec une coupure au-dessus de la longueur d' onde d'excitation, (par exemple, 750 LP) et un filtre à long passage d'émission (par exemple, 850 LP) afin de réduire davantage la lumière d'excitation diffusée à partir de frapper le capteur. En outre, le filtre d'émission peut être choisi pour être sélectif pour l'émission d'un SWNT chiralité particulier.
    4. Effectuer des réglages fins de l'alignement du faisceau en insérant un cube d'alignement approprié de remplacer l'objectif avec deux offset, disques dépoli contenant 1 mm pinholes. Aligner le faisceau par rapport au centre des deux disques d'alignement inférieure et supérieure.
    5. Attacher un capteur tableau 2D InGaAs au port d'imagerie latérale du microscope en utilisant un adaptateur approprié et une lentille 0,5X si nécessaire pour s'adapter à la taille du capteur.
    6. L'utilisation d'une immersion dans l'huile objectif 100X (1,4 NA), appliquer de l'huile d'immersion libre fluorescence et placez le Immobilisée échantillon de SWNT sur la platine du microscope.
    7. Élever l'objectif jusqu'à ce que les contacts de l'huile au fond du verre de couverture (# 1.5, épaisseur de 170 um). Faire des ajustements au collier objectif si nécessaire pour des conditions d'imagerie, par exemple, la température, l' épaisseur du verre, etc.
    8. Soulevez lentement l'objectif avec la source d'excitation sur et surveiller le signal de fluorescence de la caméra InGaAs. L'intensité de fluorescence devrait augmenter progressivement le plan focal se rapproche de la surface et les capteurs viennent immobilisés dans le foyer.
  2. nIR Fluorescence Spectroscopy
    REMARQUE: La spectroscopie de fluorescence peut être effectuée en utilisant la même configuration de microscope, mais en dirigeant la lumière collectée hors du corps de microscope et dans un spectromètre et InGaAs détecteur à réseau linéaire.
    1. Utilisation de supports cinématiques et des miroirs notés pour nIR, diriger le chemin de la lumière vers la fente d'entrée du spectromètre. Concentrez la lumière vers le bas pour un point sur la fente d' entrée en utilisant une lentille de focalisation (par exemple plan-convexe, f = 150 mm). Cet alignement est réalisé en atténuant la puissance du laser à <1 mW et le remplacement de l'objectif de microscope avec un "miroir 1 et en utilisant un filtre cube 50/50 diviseur de faisceau. La lumière d'excitation sera alors quitter le corps du microscope à travers l'orifice de sortie et ne pouvez être utilisé pour régler les miroirs et de lentilles pour focaliser le faisceau sur la fente d'entrée.
    2. Après avoir remplacé l'objectif du microscope et à long filtre passe, placer une plaque bien sur la scène et enregistrer les spectres d'un échantillon de mise au point à l'aide du spectromètre et tableau InGaAs.
  3. Mesure de la réponse réversible (GT) 15 ADN-SWNT à la dopamine
    1. Monter le capteur revêtu canaux sur la scène du microscope et mettre au point à l'aide d'un objectif d'huile 100X et la caméra InGaAs. Ajouter 50 ul de solution 100 uM de dopamine dans du tampon phosphate salin (PBS) pour le canal d'écoulement et l'enregistrementle changement d'intensité de fluorescence.
    2. Laver la solution de la dopamine en utilisant une solution saline tamponnée au phosphate et d'observer le changement de la fluorescence des capteurs de SWNT individuels.
  4. Dépistage Bien-plaque pour une réponse en analyte de SWNT capteurs
    NOTE: Projection de différents analytes peut être effectuée en utilisant une plaque de puits transparente contrôlée à l'aide d'une platine motorisée. Une plaque de puits idéal est transparent à la lumière visible et IR et a des parois latérales noires pour minimiser la diaphonie entre les puits.
    1. Pipette volumes égaux de capteur de SWNT en suspension (par exemple, 5 mg concentration / L) dans chaque puits, assez pour couvrir le fond du puits de manière uniforme, typiquement> 100 pi pour une plaque de 96 puits et> 30 pl pour une plaque à 384 puits .
    2. Pipette analytes (par exemple, 2 ul, 100 uM de volume final) de criblage de bibliothèque dans les plaques des puits. Préparer chaque analyte en triple pour tenir compte des puits de potentiel à puits variation, fluctuatdes ions d'intensité d'excitation, ou de la température.
    3. Soulever l'objectif (par exemple, 20X achroplan, 0,45 NA) tout en surveillant les spectres d'émission à l' aide du spectromètre et réseau InGaAs. la position optimale de l'objectif de mettre le plan focal à peu près au milieu du volume de l'échantillon dans le puits, ce qui devrait correspondre à un maximum d'intensité mesurée.
    4. Pour chaque échantillon, enregistrer l'exposition d'un 1-10 pour recueillir un spectre.
    5. Comparer les spectres d'émission pour chaque puits à un témoin ne contenant que des SWNT sans analyte supplémentaire pour quantifier la réponse de fluorescence.

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Résultats

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SWNT ont été suspendues en solution aqueuse en utilisant les tensioactifs et les polymères amphiphiles par sonication directe et par échange de dialyse. La figure 1 montre SWNT, cultivé selon la méthode du carbonyle de fer catalysée (HIPCO), suspendue en utilisant SC, RMCT-PEF20-RMCT, et (GT) 15 -ADN. La densité optique d'un SWNT avec du SDS (ou polymère) augmente de manière spectaculaire après sonication et diminue lors de l' élimination des agrégats et des c...

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Discussion

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SWNT sont facilement mises en suspension dans une solution aqueuse par sonication directe avec le SDS ou ADNsb, comme indiqué par une augmentation de la densité optique fournie par la dispersion colloïdale de l'hybride SWNT-polymère résultant. SDS et ADNsb solubilise et disperse des faisceaux de SWNTs par adsorption sur la surface de SWNT par des interactions hydrophobes ou pi-pi. En outre, d'autres polymères, tels que l'ADN génomique, des polymères amphiphiles, des polymères et des lipides conjugués, peuven...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par le Burroughs Wellcome Fund Career Award at the Scientific Interface (CASI), une subvention de la Fondation Simons et une subvention de jeune chercheur de la Fondation pour la recherche sur le cerveau et le comportement.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
chlorure de sodiumFisher ScientificS271-1
dodécylsulfate de sodiumSigma AldrichL6026
cholate de sodium hydratéSigma AldrichC6445
base tris (base Trizma)Sigma Aldrich93362
acide chlorhydriqueFisher ScientificA144-212
Amine-PEG-amine,NH2-PEG-NH2Nanocs IncPG2-AM-5k
rhodamine B isothiocyanateSigma Aldrich283924
isothiocyanate de fluorescéineSigma AldrichF7250
dichlorométhaneSigma Aldrich676853
diméthylformamideSigma AldrichD4551
N,N-diisopropyléthylamineSigma AldrichD125806
éther diéthyliqueSigma Aldrich673811
Tris(2-carboxyéthyl)phosphine chlorhydrateSigma AldrichC4706  ;
ADN modifié au 5'-thiol  ;Integrated DNA Technologies
méthoxypolyéthylène glycol maléimideSigma Aldrich63187
100 kDa filtres de spinMillipore
HiPCO Nanotubes de carbone à paroi unique super purifiés IntegrisHiPco SuperPurified
phosphate saline tamponnéeSigma AldrichP5493
pistolet antistatiqueMiltyMilty Zerostat 3
centrifugeuse Eppendorf5415 D
ultra sonicateurCole ParmerCV18
cassettes de dialyseThermo scientificSlide-A-Lyzer G2 87722
BSA-biotineThermo scientific29130
Protéine de neutravidineThermo scientific31000
(3-Aminopropyl)triéthoxysilane (APTES)Sigma Aldrich440140
microscope inverséZeissAxio Observer.Z1
miroirs cinématiquesThorLabsKM200-E03
périscopeThorLabsRS99
huile d’immersionZeissImmersol 518f
100X objectifZeissHuile Plan-apochromatique 100X, 1.4NA, PH3, 420791-9911-000
Objectif 20XZeissN-Achroplan 0.45 NA, 420953-9901-000  ;
verre de protectionHealthrow ScientificHS159879H
chlorhydrate de dopamineSigma AldrichH8502  ;
Caméra infrarouge 2DPrinceton InstrumentsNIRvana réseau de
capteurs infrarouges 1DPrinceton InstrumentsPyLoN IR
nIR spectrographePrinceton InstrumentsSCT-320
lentille planoconvexeThorLabsLA1384
plaques de puits (fond de verre)Corning4580

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dresselhaus, M. S., Dresselhaus, G., Avouris, P. Carbon Nanotubes. 80, Springer. Berlin Heidelberg: Berlin, Heidelberg. (2001).
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