Article de méthode

La détermination de métabolisme du glucose Kinetics L'utilisation 18 F-FDG-PET Micro / CT

DOI :

10.3791/55184

⸱

2 mai 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medical Sciences, Faculty of Medicine, UNSW Australia, 2Department of Nuclear Medicine, Concord Hospital, 3National Imaging Facility, University of Sydney, 4Brain and Mind Centre, University of Sydney, 5Faculty of Health Sciences, University of Sydney, 6Life Sciences, ANSTO, 7CERMEP

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude décrit un protocole qui utilise l’imagerie par tomographie par émission de positons 18F-FDG et tomodensitométrie (TEP/TDM), ainsi que la modélisation cinétique, pour quantifier l’absorption in vivo et en temps réel de 18F-FDG dans les tissus.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cet article décrit l’utilisation du 18F-FDG et de l’imagerie micro-TEP/TDM pour déterminer la cinétique du métabolisme du glucose in vivo chez la souris (et est transférable aux rats). L’altération de l’absorption et du métabolisme du glucose dans plusieurs systèmes organiques en raison de la résistance à l’insuline est une caractéristique du diabète de type 2. La capacité de cette technique à extraire une fonction d’entrée dérivée de l’image de la veine cave à l’aide d’une méthode de déconvolution itérative élimine la nécessité de collecter des échantillons de sang artériel. L’ajustement des courbes d’activité temporelle des tissus et de la veine cave à un modèle à deux tissus et trois compartiments permet d’estimer les micro-paramètres cinétiques liés à l’absorption du 18F-FDG du plasma vers l’espace intracellulaire, au taux de transport de l’espace intracellulaire au plasma et au taux de phosphorylation du 18F-FDG. Cette méthodologie permet de multiples mesures de l’absorption du glucose et de la cinétique du métabolisme dans le cadre d’études longitudinales et donne également un aperçu de l’efficacité des interventions thérapeutiques.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le but de cette étude était de développer une tomographie par émission de positons / tomodensitométrie (PET / CT) sur la base de la méthodologie de quantifier in vivo, l' absorption en temps réel de glucose dans le flux sanguin dans les tissus spécifiques chez la souris. Ceci a été réalisé en utilisant 18 fluorodésoxyglucose marqué au F (FDG) pour mesurer l' absorption du glucose et la modélisation cinétique pour estimer les taux de 18 fixation F-FDG à partir du plasma vers l'espace intracellulaire, la vitesse de transport de l' espace intracellulaire à plasma et le taux de 18 phosphorylation F-FDG.

Chez les rongeurs, 18 F-FDG a été utilisé dans l'évaluation préclinique de nombreux traitements contre le cancer 1, les études de la progression tumorale 2 et le métabolisme de la tumeur 3 ainsi que l' imagerie des dépôts de graisse brune 4, neuroinflammation 5 et le métabolisme du cerveau 6 .

Les méthodes traditionnelles utilisées pour examiner le tissu absorption spécifique du glucose chez les souris et les rats () impliquent généralement un traitement avec du 2-désoxyglucose radiomarqué soit avec 3 H ou 14 C suivie de l' euthanasie, recueil de tissu et la mesure de la radioactivité dans chaque tissu 7. L'utilisation de la TEP / CT permet de déterminer non invasive de l'absorption du glucose et le métabolisme dans plusieurs organes et régions simultanément d'animaux vivants. En outre, comme l'euthanasie n'est pas une exigence, cette technique peut être utilisée dans des études longitudinales.

Diabète de type 2 (DT2) est caractérisé par un métabolisme du glucose perturbé et l' hyperglycémie secondaire à réactivité réduite des tissus à l' insuline (résistance à l'insuline) et l'incapacité des cellules ß pancréatiques pour produire des quantités suffisantes d'insuline 8. L'analyse cinétique de l'absorption du glucose et le métabolisme peut fournir des informations importantes surle mécanisme d'action et l'efficacité des interventions thérapeutiques ainsi que de permettre la surveillance avancée de la progression de la maladie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures décrites dans cette étude ont été approuvés par les comités de santé du district local de Sydney et de l' Université de Sydney et l' éthique animale ont suivi le NIH Guide pour la prise en charge et l' utilisation des animaux de laboratoire, huitième édition (2011).

1. Préparation des animaux

REMARQUE: Dans ce protocole des souris mâles db / db (BKS.Cg- Dock7 m + / + Lepr db / J) ont été maintenues dans un logement de groupe avec un accès ad libitum à la nourriture et à l' eau jusqu'à 6 semaines d'âge. Au moment de l'imagerie, les souris pesaient environ 30 g. Toutes les souris utilisées dans ce protocole avaient des taux à jeun de glucose dans le sang entre 10 et 14 mmol / L.

  1. Si nécessaire, les souris rapide. Dans le présent exemple, jeûner les souris pendant 5 heures avant la procédure expérimentale.
  2. Traiter les souris avec l'agent désiré (par exemple , médicament, une protéine, peptide) avant le début de formation d' image. Dans cet exemple, administrer une injection sous-cutanée d'insuline (3U / kg d'insuline humaine) ou d'un volume équivalent de PBS 30 min avant le début de l'imagerie.

2. Mettre en place de workflow

NOTE: Ce protocole a été mis en œuvre sur un scanner TEP / CT. Acquérir des données PET en premier, suivi par l'acquisition de données CT.

  1. Paramètres PET:
    1. Sélectionner isotope comme 18 F, définie durée de balayage à 3,600 s, et supérieure et inférieure de niveau de discrimination de l' énergie à 350 keV - 650 keV (par défaut) avec une fenêtre de cadencement de coïncidence de 3.432 ns (par défaut). Histogramme des données en mode liste dans 16 trames (6 x 10 s, 4 x 60 s, 1 x 300 s, 5 × 600 s) pour la période de 0-60 minutes après l'injection du traceur. Reconstruire émission sinogrammes utilisant 2D-FBP avec un zoom 1,5.
      NOTE: Les images reconstruites se composait de 16 cadres dynamiques, chacune avec 128 × 128 × 159 voxels et une taille de voxel de 0,52 × 0,52 × 0,796 mm 3.
  2. Paramètres CT:
    1. Pourun balayage tout le corps de CT, régler le courant à 500 A, la tension à 50 kV, temps d'exposition de 500 ms et 200 projections sur une rotation de 360. Réglez le champ du détecteur de vue (FOV) à 30.722.048, le nombre de positions de lit à 3 (pour couvrir gamme PET FoV complète), le chevauchement entre les positions de lit = 30,234713% et binning détecteur à 4.
      REMARQUE: la reconstruction de CT a été réalisée en utilisant un logiciel de reconstruction d'images de tomographie à faisceau conique avec étalonnage HU, interpolation bilinéaire et de filtrage Shepp-Logan.
  3. 18 F-FDG:
    1. Commandez suffisante 18 F-FDG (par exemple 450 MBq dans 0,5 ml) d'un fournisseur local pour arriver ~ 30 minutes avant la première injection. Aliquote et diluer le 18 F-FDG afin que les animaux reçoivent ~ 10 MBq de 18 F-FDG dans un volume final de 0,1 ml.

3. Protocole d'imagerie

  1. Essuyer chambre d'induction et un lit de formation d'image avec 80% (v / v) d'éthanol pour maintenir des conditions aseptiques. PlaCE de la souris dans une chambre d'induction et anesthésier avec 5% d'isoflurane dans de l'oxygène.
  2. Placer la souris sur un lit de formation d'image équipé d'un coussin chauffant pour maintenir la température du corps et un vaporiseur précision cône de nez pour délivrer isoflurane (maintenance, de 1,5 à 2%) à un débit de 1 L / min. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie.
  3. Placez la souris dans une position couchée sur un coussin de capteur pour surveiller la respiration et assurer un plan adéquat d'anesthésie est maintenue.
  4. Chauffer la queue en utilisant un ensemble chauffant pour les 1 - 2 min pour dilater la veine latérale de la queue. Cathétériser la veine latérale de la queue en insérant une aiguille de calibre 30 dans la veine latérale de la queue. Fixer l'aiguille en place avec de la colle chirurgicale et fixer le cathéter.
  5. Imagerie en charge de fond dans le scanner et déplacer le lit à travers la machine de sorte que le cathéter est accessible depuis l'arrière de la machine.
  6. Fixer le cathéter à la seringue 18 F-FDG dans un syrconducteur inge. Calculer la dose exacte 18 F-FDG (10 MBq) sur la base de l' activité dans la seringue avant l' injection et le volume à administrer (<100 ul, injecté en 10 s).
  7. Pour minimiser l'impact de l' anesthésie sur la variabilité de l' absorption du glucose, assurer une constante de temps entre l' induction de l' anesthésie et l' injection de 18 F-FDG (par exemple, 30 min).
  8. Commencer le PET scan immédiatement avant l' injection de 18 F-FDG. Après avoir terminé le PET scan (3,600 s), effectuer un tomodensitogramme (~ 10 minutes) pour permettre de co-enregistrement de l'absorption de radiotraceurs avec les tissus.
  9. Déplacez le lit d'imagerie à la position de départ, retirer l'animal du lit.
  10. A ce stade euthanasier l'animal ou lui permettre de récupérer:
    1. Pour l'euthanasie, effectuer une dislocation cervicale sous anesthésie tout en restant et recueillir des organes d'intérêt pour une analyse ultérieure.
    2. Si la souris permet de récupérer, placer la souris dans boîtier unique sur un coussin chauffant ouen face d'une lampe chauffante. Surveiller la souris jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Laisser la souris pour récupérer pendant 1 h avant de retourner au logement du groupe.

4. PET Traitement de l'image

NOTE: La reconstruction d'image a été réalisée en utilisant le logiciel v1.5.0.28 et l'analyse en milieu de travail d'acquisition v4.2 logiciel de recherche en milieu de travail.

  1. Co-enregistrer les images CT et PET et veiller à ce que l'alignement est correct dans les 3 dimensions.
    1. Dans le menu « Fichier », sélectionnez « Dossier Recherche / Importer » et sélectionnez le dossier contenant les données. Sélectionnez les données PET et CT et cliquez sur l'onglet «Analyse générale.
    2. Trier les données de sorte que le CR est désigné « Source » et PET est désignée « cible ». Dans le menu « workflow », sélectionnez « Inscription ». Si les images doivent être ajustées pour être co-enregistré correctement, utilisez les outils eMenu e 'Enregistrement'.
  2. Dans le menu 'flux de travail', sélectionnez 'ROI Quantification'.
    1. Utilisez l'onglet « Pan » et « Zoom » fonctions dans le « image » pour localiser la région désirée. Dans le menu « Outils », sélectionnez l'onglet « Créer » et cliquez sur l'icône du pinceau. Dessinez le ROI sur l'image
  3. Extrait des courbes temps-activité en sélectionnant « Enregistrer le retour sur investissement Quantification » dans le menu « Enregistrer ». Enregistrer les données sous forme de fichier CSV.
  4. Quantifier l' absorption de radioactivité par cm 3 Bq de tissu. Convertir les valeurs en pourcentage de dose injectée par cm 3 (% ID / cm 3) en chargeant le fichier CSV dans un tableur.

5. Fonction d'entrée

  1. Pour corriger la fonction d'étalement de point du système, le système déconvoluer estimé PSF pendant 5 itérations en utilisant la méthode de déconvolution reblurred Van Cittert 9 comme décrit précédemment.
    NOTE: Ceci est nécessaire en raison de la petite taille de la veine cave dans une souris.
  2. Utiliser des images poste de déconvolution pour générer une courbe fonction d'entrée de sang-temps l'activité comme décrit ci-dessus.

6. Modélisation cinétique

NOTE: Le modèle du compartiment de deux tissus FDG (figure 1) nécessite la fonction d'entrée de plasma.

  1. Autre la fonction d'entrée du sang dans le fichier CSV à la fonction d'entrée de plasma en utilisant l'équation suivante 10: Input_plasma = Input_blood × (0,386 e - 0.191t + 1,165).
  2. Dans l'outil de modélisation cinétique cliquez sur le bouton « cinétique ». Importez le tissu et l'activité plasmatique totale comptent des fichiers CSV dans l'outil de modélisation cinétique en sélectionnant « Temps de charge Courbe d'activité » du « Menu ».
  3. Dans le menu « modèle », sélectionnez 2 compartiments de tissus. Assurez-vous que la case à côté de K4 est désélectionnéet entrer une valeur de 0. Pour le montage initial, décocher la case pour vB (fraction de volume sanguin) et entrer une valeur de 2%.
  4. Cliquez sur le "Fit région actuelle. Corriger la région extraite d'intérêt pour la dispersion 11, 12. Atteindre cet objectif en réduisant au minimum la valeur du chi carré pour le modèle FDG pour différents temps de dispersion.
  5. Effectuer une deuxième forme en utilisant la valeur de vB flottante (Cochez la case à côté de la boîte pour vB) et la valeur de dispersion optimisée pour calculer les constantes de vitesse régionales (k 1 -k 3). Calculer l'afflux en tant que région constante K i = (k 1 × k 3) / (k 2 + k 3).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous avons déjà utilisé le modèle de la souris db / db pour étudier l'impact de l' augmentation des niveaux plasmatiques apo-I sur la cinétique de l' absorption du glucose et le métabolisme 13. Dans cette étude , nous avons utilisé des souris db / db traités avec de l' insuline pour démontrer l'utilité de l' imagerie TEP / CT pour surveiller l'absorption de 18 F-FDG à partir du plasma dans le muscle gastrocnémien en temps réel.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole décrit ici représente un solide, méthode non invasive pour déterminer la cinétique de l'absorption du glucose à partir du flux sanguin dans le tissu et le métabolisme ultérieur chez la souris.

La souris db / db est un est un modèle animal bien établi du diabète de type 2 14 qui a été largement utilisé pour évaluer la résistance à l'insuline et les interventions pertinentes. Toutefois, des études antérieures ont seulement l' absorption du point...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par une subvention d’accès subventionnée du National Imaging Facility à BJC, une subvention de programme du Conseil national de la santé et de la recherche médicale d’Australie (482800) à KAR et PJB. Les auteurs tiennent à remercier Andrew Arthur, Hasar Hazme et Marie-Claude Grégoire pour leur soutien dans le développement de cette méthode.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Scanner TEP/CTSiemensInveon  ;
18F-FDGPETNET Solutions
IsofluranePharmachem
Aiguille de calibre 30BD305106
logiciel de modélisation PMODTechnologies
BKS. Cg-Dock7m  ;+/+  ; Leprdb/J sourisJackson Laboratory000642
Insuline humaineSigma-Aldrich

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jensen, M. M., Kjaer, A. Monitoring of anti-cancer treatment with (18)F-FDG and (18)F-FLT PET: a comprehensive review of pre-clinical studies. Am J Nucl Med Mol Imaging. 5, 431-456 (2015).
  2. Duncan, K., et al. (18)F-FDG-PET/CT imaging in an IL-6- and MYC-driven mouse model of human multiple myeloma affords objective evaluation of plasma cell tumor progression and therapeutic response to the proteasome inhibitor ixazomib. Blood Cancer J. 3, e165(2013).
  3. Wang, Y., Kung, A. L. 18F-FDG-PET/CT imaging of drug-induced metabolic changes in genetically engineered mouse lung cancer models. Cold Spring Harb Protoc. 2015, 176-179 (2015).
  4. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).
  5. Radu, C. G., Shu, C. J., Shelly, S. M., Phelps, M. E., Witte, O. N. Positron emission tomography with computed tomography imaging of neuroinflammation in experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 1937-1942 (2007).
  6. Toba, S., et al. Post-natal treatment by a blood-brain-barrier permeable calpain inhibitor, SNJ1945 rescued defective function in lissencephaly. Sci Rep. 3, 1224(2013).
  7. Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. Overexpression of hexokinase II increases insulinand exercise-stimulated muscle glucose uptake in vivo. Am J Physiol. 276, E70-E77 (1999).
  8. Defronzo, R. A. Banting Lecture. From the triumvirate to the ominous octet: a new paradigm for the treatment of type 2 diabetes mellitus. Diabetes. 58, 773-795 (2009).
  9. Tohka, J., Reilhac, A. Deconvolution-based partial volume correction in Raclopride-PET and Monte Carlo comparison to MR-based method. NeuroImage. 39, 1570-1584 (2008).
  10. Wu, H. M., et al. et al. In vivo quantitation of glucose metabolism in mice using small-animal PET and a microfluidic device. J Nucl Med. 48, 837-845 (2007).
  11. Oikonen, V. Model equations for the dispersion of the input function in bolus infusion PET studies. , Available from: http://www.turkupetcentre.net/reports/tpcmod0003.pdf (2002).
  12. Iida, H., et al. Error analysis of a quantitative cerebral blood flow measurement using H2(15)O autoradiography and positron emission tomography, with respect to the dispersion of the input function. J Cereb Blood Flow Metab. 6, 536-545 (1986).
  13. Cochran, B. J., et al. In vivo PET imaging with [18F]FDG to explain improved glucose uptake in an apolipoprotein A-I treated mouse model of diabetes. Diabetologia. 59, 1977-1984 (2016).
  14. Kobayashi, K., et al. The db/db mouse, a model for diabetic dyslipidemia: molecular characterization and effects of Western diet feeding. Metabolism. 49, 22-31 (2000).
  15. Yue, P., et al. Magnetic resonance imaging of progressive cardiomyopathic changes in the db/db mouse. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H2106-H2118 (2007).
  16. Hagberg, C. E., et al. Targeting VEGF-B as a novel treatment for insulin resistance and type 2 diabetes. Nature. 490, 426-430 (2012).
  17. Alf, M. F., et al. Quantification of brain glucose metabolism by 18F-FDG PET with real-time arterial and image-derived input function in mice. J Nucl Med. 54, 132-138 (2013).
  18. Tantawy, M. N., Peterson, T. E. Simplified [18F]FDG image-derived input function using the left ventricle, liver, and one venous blood sample. Molecular imaging. 9, 76-86 (2010).
  19. Thorn, S. L., et al. Repeatable noninvasive measurement of mouse myocardial glucose uptake with 18F-FDG: evaluation of tracer kinetics in a type 1 diabetes model. J Nucl Med. 54, 1637-1644 (2013).
  20. Wagner, R., Zimmer, G., Lacko, L. An interspecies approach to the investigation of the red cell membrane glucose transporter. Biochim Biophys Acta. 771, 99-102 (1984).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Mol Imaging Biol. 10, 192-200 (2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Imagerie in vivomod le deux tissus et trois compartimentsfonction d entr e de la veine cavem thode de d convolution it rativeconstantes de taux r gionalescalcul de la constante d influxtudes longitudinalesefficacit de l intervention th rapeutique

Articles connexes