Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Propagation à petite échelle des CSPi humaines dans des conditions sans sérum pour la caractérisation immunocytochimique Routine

7.1K vues

⸱

DOI :

10.3791/55260

⸱

18 février 2017

 , 
1Department of Neurology, The University of Arizona

Dans cet article

Résumé

La caractérisation régulière des cellules souches pluripotentes induites (CSPi), afin de déterminer le maintien de leur état pluripotent, est une étape importante avant que ces cellules ne soient utilisées pour d’autres applications. Nous décrivons ici une méthode de propagation à petite échelle des iPSC humaines, spécialement conçue pour permettre leur caractérisation facile et routinière par immunocytochimie.

Résumé

Il y a un grand intérêt à utiliser les cellules souches pluripotentes induites humaines (hiPSC) pour la modélisation de maladies et les thérapies cellulaires en raison de leur spécificité pour le patient et de leur souche caractéristique. Cependant, la pluripotence des iPSC, essentielle à leur fonctionnalité, doit être confirmée avant que ces cellules puissent être utilisées dans de telles applications. Bien qu’une caractérisation rigoureuse des iPSC, par différents tests cellulaires et fonctionnels, soit nécessaire pour établir leur pluripotence, l’évaluation régulière du maintien de la pluripotence peut être réalisée plus simplement et plus efficacement grâce à des techniques immunocytochimiques. Ici, nous présentons un protocole systématique de culture des hiPSC, de manière réduite, afin de faciliter particulièrement la vérification de leur état pluripotent par immunocytochimie. Plus précisément, cette méthodologie englobe un moyen efficace et rentable de cultiver des iPSC dans des conditions sans sérum et de les plaquer sur de petites lames de chambre ou des lamelles de verre idéales pour l’immunocytochimie.

Introduction

Reprogrammation cellules somatiques humaines adultes en cellules souches pluripotentes induites (CSPi) fournit un moyen d'obtenir une offre potentiellement illimitée de cellules spécifiques au patient pour étudier les maladies 1, 2. Récapitulant un phénotype de la maladie in vitro , il serait plausible d'examiner les mécanismes cellulaires et moléculaires associés à la maladie, et d' améliorer la découverte de médicaments et la médecine 3 personnalisé. En outre, CSPi humaines (hiPSCs) offrent la possibilité de dériver des types cellulaires spécifiques qui peuvent être utilisés comme une ressource unique pour remplacer les cellules mortes ou dysfonctionnelles et restaurer la fonction dans le contexte de plusieurs troubles 4, 5.

Une condition préalable importante à l'utilisation de CSPi dans les applications ci-dessus est de veiller à ce que leur état pluripotent et indifférenciée est maintenue lors de l'expansion de la culture. En règle générale, techniques telles que la cytométrie en flux, un transfert de Western, une réaction en chaîne par polymérase et des dosages fonctionnels, qui nécessitent de grandes quantités de cellules et du matériel spécialisé, sont utilisés pour l'analyse détaillée de la pluripotence COPSi 6, 7, 8, 9, 10. Toutefois, l'évaluation systématique de l'état indifférencié des CSPi pourrait effectivement être atteint grâce à la propagation limitée de ces cellules spécifiquement pour immunocytochimie (ICC), impliquant ainsi le temps et les ressources réduites.

Les progrès récents permettent la croissance des CSPi dans des conditions sans sérum définies, ce qui représente une amélioration significative par rapport aux systèmes classiques de culture qui nécessitent murins couches nourricières de fibroblastes et des médias de sérum contenant. Cependant, la littérature actuelle ne comprend pas les protocoles par étapes claires qui décrivent comment faire la transition CSPi de chargeurcouche aux systèmes sans alimentation.

Dans ce contexte, le présent protocole détaille systématiquement comment hiPSCs cultivées sur la souris irradiée fibroblaste embryonnaire (Imef) couches d'alimentation peuvent être (1) apte à se propager dans un milieu sans sérum, et (2) cultivées sur une petite échelle pour soutenir spécifiquement robuste analyse immunocytochimique. Dans l'ensemble, cette méthode représente une procédure rapide et rentable pour la propagation CSPi humaines dans des conditions sans sérum pour confirmer leur pluripotence sur une base régulière en utilisant immunocytochimie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

hiPSCs ont été obtenues à partir de fibroblastes dermiques humains isolés à partir de 4 mm biopsies de la peau et reprogrammées dans la maison via Sendai virus médiée reprogrammation 11. L'Université de l'Arizona Institutional Review Board a approuvé toutes les procédures pour le sujet du recrutement et de collecte de biopsie.

1. Préparation de la matrice extracellulaire Surface revêtu pour iPSC Culture

  1. Un jour avant la confluence des cultures hiPSC poussent sur iMEFs, préparer la matrice extracellulaire (Matrigel) des plaques enduites.
  2. dégel lent une aliquote de la matrice extracellulaire (lot dépendant, suivre les instructions sur la fiche technique) sur la glace à 4 ° C pendant 2 h.
  3. Dans une hotte de biosécurité, en utilisant les embouts de pipettes à froid (stocké à -20 ° C), ajouter 1 aliquote de matrice extracellulaire à Modified Eagle Medium Mixture / éléments nutritifs de froid Dulbecco F-12 (DMEM / F12 / HEPES) selon spécifique, le facteur de dilution du lot .
  4. Distribuer ~ 60081; L de la matrice extracellulaire par puits de chaque nouvelle culture cellulaire traitée plaque 12 puits nécessaire.
  5. Incuber la plaque à température ambiante pendant plusieurs heures. Ici, utiliser un temps d'incubation de 3 h.
    REMARQUE: Les plaques peuvent être utilisées immédiatement ou stockées à 4 ° C pendant jusqu'à deux semaines.

2. Transfert de hiPSCs Cultivé sur des cellules nourricières Imef sur la matrice extracellulaire pour Propagation

  1. Le jour de repiquage, retirer la plaque revêtue de la matrice de 4 ° C et laisser la plaque acclimater à la température ambiante pendant 1 h dans la hotte de culture tissulaire.
  2. Aspirer le moyen de 1 puits d'une plaque à 6 puits de culture hiPSC croissante sur iMEFs et le remplacer par 500 ul de réactif collagénase de dissociation (1 mg / ml dans un milieu de culture de base).
  3. Incuber à 37 ° C pendant environ 10-30 min jusqu'à ce que les bords des colonies iPSC semblent soulever légèrement.
    NOTE: Le temps d'incubation est en ligne dépendante et varie. Surveiller la dissociation sous un microscope.
  4. Voitureefully Aspirer le réactif de dissociation et lavez doucement 2 fois avec du tampon phosphate salin (PBS, pH 7,4).
  5. Ajouter 1 mL de la température ambiante mTeSR1 milieu complet avec 10 ng inhibiteur de protéine kinase associée à Rho ml (Y-27632 inhibiteur de ROCK) / du puits.
    NOTE: L'utilisation d'un mélange 50:50 de milieu Imef conditionné et mTeSR1 lors de ce passage initial est suggéré et peut être bénéfique pour la survie des hiPSCs au cours de cette transition des médias.
  6. En utilisant un petit microscope à contraste de phase placé partiellement à l'intérieur du capot, le score manuellement et ramasser 1 - 2 colonies de hiPSC (~ 700 - 1000 um de diamètre) en utilisant une seringue et une aiguille (25 g, 1 ½ po). Pousser sur les morceaux marqués de la colonie dans le milieu avec une pointe P200 de la pipette.
  7. Aspirer et disposer de la matrice à partir de la nouvelle plaque, en faisant attention à ne pas perturber le revêtement.
  8. Transférer 1 ml de la suspension cellulaire de l'ancien puits contenant les CSPi marqués dans la nouvelle matrice ainsi revêtue.
  9. PlaCE de la plaque dans l'incubateur à 37 ° C, 5% de CO 2. Roche la plaque dans plusieurs, va-et-vient rapide, et l'autre à l'autre des mouvements pour répandre uniformément les cellules. Ne pas déranger la plaque pendant 24 h.
  10. Effectuer tous les jours pleins changements de médias avec un milieu complet mTeSR1 (addition de Y-27632 ROCK Inhibitor est pas nécessaire après l'étalement initial à l'étape 2.5).

Repiquage 3. à petite échelle de hiPSCs sur des plaques de matrice revêtu

NOTE: En général, après le transfert initial des hiPSCs à la matrice plaques revêtues, les cellules doivent être repiqué une fois de plus d'une manière similaire pour garantir que tous iMEFs ont été éliminés et les cellules sont adaptées à des conditions exemptes feeder.

  1. Un jour avant iPSC confluence Préparer fraîchement revêtue de plaques de matrice tel que discuté dans la section 1.
  2. Le jour de passage, enlever la plaque revêtue de la matrice de 4 ° C, l'incubation et laisser la plaque acclimater à la température ambiante pendant 1 h dans le cul de tissuture capot.
  3. Aspirer le moyen de 1 puits d'une plaque à 6 puits de hiPSCs (à l'origine la transition du margeur à la matrice) et le remplacer par 500 ul de tampon de dissociation cellulaire.
    NOTE: Le tampon de dissociation cellulaire commercial utilisé ici (voir le tableau Matériaux) est plus approprié pour une utilisation avec un milieu mTeSR1 par rapport à la collagénase.
  4. Incuber à température ambiante pendant 3 à 7 min jusqu'à ce que les bords des colonies iPSC semblent soulever légèrement. Comme mentionné précédemment, la durée d'incubation est conduite à charge et variable. Par conséquent, contrôler la dissociation cellulaire au microscope pour déterminer le moment optimal.
  5. Aspirer soigneusement le tampon de dissociation et laver délicatement 2 fois avec du PBS.
  6. Ajouter 500 ul de la température ambiante mTeSR1 milieu complet avec 10 ng d'inhibiteur de ROCK / ml Y-27632 dans le puits.
  7. Au lieu de colonies de marquer comme à l'étape 2.6, appuyez sur le nombre souhaité de colonies dans les médias en utilisant une pointe de P200 et triturer doucement la suspension cellulaire 2 fois against un coin du puits pour briser les colonies hiPSC en amas de ~ 50-200 um. Par exemple, pour une plaque de 12 puits, prendre 1 - 2 colonies à transférer dans chaque 1 nouveau puits. Transférer la suspension cellulaire du vieux puits dans un nouveau single puits d'une plaque de 12 puits.
  8. Rock the plaque dans plusieurs va-et-vient rapide, et d'un côté à côté des mouvements pour répandre uniformément les cellules, et que la plaque reste pendant 24 h dans un 37 ° C, 5% de CO 2 incubateur.
  9. Effectuer tous les jours pleins changements de médias avec mTeSR1 milieu complet. Comme mentionné précédemment, il est nécessaire d'ajouter des inhibiteurs de ROCK Y-27632 après le plaquage initial.
    NOTE: colonies iPSC inutilisées de l'étape 3.7 peuvent être facilement cryoconservés à ce stade.

4. Préparation de la Chambre Diapositives et Lamelles pour Ensemencement des hiPSCs pour Immunocytochimie

NOTE: Le protocole suivant utilise 4 puits diapositives de chambre en plastique et 12 mm lamelles de verre avec appropriatvolumes e des médias dans les multi-puits pour soutenir immunocytochimie rentable. Cependant, les volumes des médias peut être augmenté si l'utilisation des puits et des tailles plus grandes lamelle est souhaitée.

  1. Un jour avant hiPSC confluence, préparer des lames de chambre fraîchement enduites de matrice extracellulaire tel que discuté dans la section 1. Ajouter suffisamment de solution de matrice (~ 300 - 500 pl par puits d'une lame de chambre 4 puits) pour pleinement bien enrober chacune sans aucun souci de évaporation. Alternativement, après avoir placé 1 lamelle nettoyé et stérilisé dans chaque puits d'une plaque de 24 puits, manteau avec 500 uL matrice extracellulaire et assurez-vous que la lamelle ne flotte pas au-dessus de la solution.
  2. Le jour de passage, retirez les diapositives de chambre / lamelles recouvertes de 4 ° C et de permettre l'acclimatation à la température ambiante pendant 1 h dans la hotte de culture de tissus.
  3. Aspirer le moyen de 1 puits d'une plaque de 12 puits de hiPSCs et le remplacer par 500 pi de tampon de dissociation.
  4. Incuber à la chambre Tempe~ rature pendant 3 à 7 min jusqu'à ce que les bords des colonies iPSC semblent soulever légèrement.
  5. Aspirer soigneusement le tampon de dissociation et ajouter 1 ml de la température ambiante mTeSR1 milieu complet avec 10 ng / mL Y-27632 Inhibitor ROCK au bien.
  6. En utilisant un microscope à contraste faible de phase placé à l'intérieur de la hotte de culture de tissus, choisir manuellement 1 colonie / nouveau puits d'une lame de chambre 4 puits ou 1 nouvelle lamelle à plaquer (~ 1000 - 1500 m de diamètre) en utilisant une pointe P200 de pipette en appuyant elle hors de la surface de la plaque dans le milieu.
  7. Aspirer la matrice de la nouvelle chambre slide / lamelle, en faisant attention à ne pas perturber le revêtement.
  8. triturer doucement la suspension cellulaire 2 fois contre un coin du puits pour briser les colonies hiPSC en amas de ~ 50-200 um. Transférer 250 ul de la suspension cellulaire du vieux puits dans chaque nouveau puits d'une 4 puits chambre coulissant / lamelle.
  9. Apportez le volume de chaque nouveau puits jusqu'à 500 pi avec mTeSR1 suiteaining 10 ng / mL Y-27632 ROCK Inhibiteur.
  10. Placez les diapositives chambre / lamelles dans l'incubateur à 37 ° C, 5% de CO 2.
  11. Après 24 h, effectuer des changements quotidiens complets des médias avec mTeSR1 milieu complet. Là encore, comme mentionné précédemment, l'addition de Y-27632 ROCK Inhibiteur ne sont pas nécessaires après le plaquage initial.

5. Préparation de CSPi pour Immunocytochimie

  1. Une fois confluentes, préserver les colonies hiPSC via la fixation en enlevant les médias à partir des puits et en ajoutant préchauffé ATTENTION paraformaldéhyde 4% (~ 300 pl / puits d'une lame de chambre 4 puits / lamelle). Incuber à température ambiante pendant 20 min.
  2. Jeter la paraformaldéhyde appropriée selon biohazard institutionnel et des lignes directrices sur la sécurité chimique.
  3. Laver les cellules 3 fois pendant 5 minutes à chaque fois sur un agitateur de paillasse avec du PBS.
    NOTE: Les cellules sur des lames de chambre / lamelles peuvent être stockés avec un grand PBS à 4 ° C indéfiniment à ce stade.Alternativement, ils peuvent être immédiatement utilisés pour la CPI.

6. Immunomarquage de hiPSCs avec pluripotence Marqueurs

NOTE: hiPSCs immunocoloration avec des anticorps de pluripotence standard. A titre d'exemple, voici les cellules sont en double-colorées avec des anticorps ciblant un 1 surface et 1 antigène intracellulaire de manière séquentielle comme suit: Anti-Stage-Specific Embryonic Antigen-4 (SSEA4) avec des protéines 4 (OCT- anti-octamère liaison 4) et anti-Tra-1-60 avec anti-SRY BOX HMG lié au gène 2 (SOX2) (S'il vous plaît voir le tableau des matériaux pour les détails d'anticorps).

  1. Aspirer le PBS des puits et ajouter 500 pi / Solution bien Blocage sans Triton-X-100. Incuber pendant 1 h à température ambiante.
  2. Préparer une concentration pré-déterminée (ici, utiliser 1: 200) des anticorps de surface, soit SSEA4 ou Tra-1-60, par dilution dans la solution de blocage sans Triton X-100.
    1. Pour les diapositives de chambre, préparer 300 pl / puits d'une lame de chambre 4 puitsen mélangeant 298,5 ul de solution de blocage ci-dessus et 1,5 pi d'anti-SSEA4 ou Tra-1-60 anticorps primaire.
    2. Pour lamelles, préparer 40 pl / lamelle en mélangeant 199 ul de solution de blocage et 1 pi d'anti-SSEA4 ou Tra-1-60 anticorps primaire.
  3. Aspirer la solution de blocage de la lame de la chambre et distribuer l'anticorps primaire dans les puits appropriés. Pour lamelles, placez un morceau de parafilm fermement à l'intérieur d'une boîte de Pétri et distribuer 40 ul de l'anticorps primaire sur le dessus comme une gouttelette. En utilisant une aiguille et une pince de seringue fléchis, soulevez délicatement la lamelle sur la culture bien et placez-le côté de la cellule vers le bas sur la chute de l'anticorps sur le parafilm. Incuber une nuit à 4 ° C.
  4. Le lendemain matin, laver les cellules 3 fois, 5 - 10 minutes à chaque fois, en retirant l'anticorps à partir de la lame de la chambre et en ajoutant du PBS. Pour lamelles, soulevez chacun hors du parafilm et placez-le dans un puits d'une plaque de 24 puits, côté cellule vers le haut. Ajouter délicatement PBS.
  5. Préparer des anticorps secondaires appropriés à 1: 500 dans la solution de blocage.
    1. Pour les diapositives de chambre, préparer 300 pl / puits d'une lame de chambre 4 puits en mélangeant 499 ul de solution de blocage et 1 pi de chèvre anti-souris IgG3 Alexa Fluor 488 (pour SSEA4) ou 1 pi de chèvre anti-souris IgM Alexa Fluor 488 (pour Tra-1-60).
    2. Pour les lamelles couvre-objet, préparer 40 ul / lamelle couvre-objet en mélangeant 499 ul de solution de blocage et 1 pi de chèvre anti-souris IgG3 Alexa Fluor 488 (pour SSEA4) ou 1 pi d'anticorps de chèvre anti-IgM de souris Alexa Fluor 488 (pour Tra-1-60 ).
  6. Aspirer le PBS de la glissière de chambre et distribuer l'anticorps secondaire dans les puits appropriés. Pour les lamelles couvre-objet, après l'étape 6.2, inverser les lamelles couvre-objet sur la solution d'anticorps placé sur un parafilm à la température ambiante pendant 2 h.
    NOTE: Si vous utilisez fluorescent marqué des anticorps secondaires, les cellules doivent être protégées de la lumière. Placer les lames de la chambre et les lamelles dans un env sombreironnement pendant incubations et lavages.
  7. Laver les cellules 3 fois pendant 5 à 10 min à chaque fois en supprimant l'anticorps de la glissière de la chambre et en ajoutant du PBS. Pour lamelles, soulevez chacun soigneusement du parafilm et replacer dans un puits d'une plaque de 24 puits, côté cellule vers le haut. Ajouter délicatement PBS pendant les lavages.
  8. Avant de sonder pour le second antigène, intracellulaire OCT-4 ou SOX2 dans ce cas, incuber à nouveau dans la solution de blocage faite avec le réactif de perméabilisation (Triton-X-100) pendant 1 h à température ambiante.
  9. Pour immunocoloration pour OCT-4 ou SOX2, il suffit de suivre la méthodologie décrite dans les étapes 6.1-6.6 pour appliquer les anticorps primaires et secondaires. Aux fins de ce protocole, utiliser OCT-4 et SOX2 à une concentration de 1: 200 et l'anticorps secondaire de chèvre anti-IgG de lapin Alexa Fluor 594 à 1: 500.
  10. Après les traitements primaires et secondaires mentionnées ci-dessus d'anticorps, laver les cellules 3 fois pendant 5 à 10 minutes à chaque fois avec du PBS et contre-colorer avec 4 ', 6'-diamidino-2-phenylindole, dichlorhydrate (DAPI) suivant les protocoles standard si la visualisation nucléaire est souhaitée.

7. Préparation pour le visionnement

  1. Pour les diapositives de chambre, retirez soigneusement la chambre supérieure de la diapositive, en suivant les instructions du fabricant. Puis, rincer à l'eau distillée et ajouter du milieu et d'une lamelle de montage pour permettre à la microscopie.
  2. Pour les lamelles couvre-objet, inverser les lamelles sur une goutte de milieu de montage placé sur une lame de microscope en verre.
  3. Image sous un microscope à fluorescence standard ou confocale.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Ce protocole fournit une description étape par étape de la façon dont CSPi humaine peut être transférée de la couche d'alimentation à des conditions feeder-libre, et par la suite propagée de façon limitée pour permettre spécifiquement immunocytochimie rentable pour confirmer le maintien de la pluripotence. La figure 1 montre une représentation schématique de ce protocole. La figure 2A montre des colonies poussant sur hiPSC iMEFs dans des plaques 6 pu...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le protocole systématique présenté ici offre un gain de temps et la méthode rentable, sous la forme d'une technique de culture à échelle réduite, spécifiquement conçu pour soutenir une analyse efficace de la pluripotence via immunocytochimie.

Les principaux avantages de la méthode décrite sont les suivantes. Traditionnellement plus de 3 à 4 passages sont nécessaires pour la transition CSPi de couches nourricières de feeder-libres conditions de culture afin d'éliminer les iMEFs résidu...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Sources de financement : L’Université de l’Arizona, la Fondation Jim Himelic et le Centre de biologie des maladies complexes de l’Arizona.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
DMEM-F12/HEPESLife Technologies11330032
Knockout Serum ReplacementLife Technologies10828028
L-GlutamineLife Technologies25030081
MEM-NEAALife Technologies11140050
2-mercaptoethanolLife Technologies21985023
Inhibiteur de ROCK humain recombinant FGF-BasicCell SciencesCRF001B
Y-27632 R& D1254
Collagénase de type IVLife Technologies17104019
Matrigel hESC MatrixCorning354277
mTeSR1 Basal MediumStemCell Technologies05850
mTeSR1 5x SupplementStemCell Technologies05850
Tampon de dissociation cellulaire douceStemCell Technologies07174
0,1 M PO4 Tamponinternen/a
Paraformaldéhyde, prillMicroscopie électronique Sciences19202
1x Phosphate Tamponné Salinen/an/a n/a
Normal Goat SerumLife Technologies16210072
Bovine Serum AlbuminSigma-AldrichA2153
Triton-X-100Sigma-AldrichX100
Oct-4A (C30A3) Anticorps monobloc pour lapin,
Sox2 (D6D9) Anticorps monobloc pour lapin,
SSEA4 (MC813) Anticorps monobloc pour souris,
TRA-1-60(S)) Anticorps monobloc pour souris		Signalisation cellulaire
Signalisation cellulaire
Signalisation cellulaire
Signalisation cellulaire		2840
3579
4755
4746		Alternativement, une combinaison de 6 anticorps primaires de pluripotence peut être achetée ensemble sous forme de kit dans le catalogue #9656
Chèvre anti-Ms IgM Alexa Fluor 488Life TechnologiesA21042
Chèvre anti-Ms IgG3 Alexa Fluor 488Life TechnologiesA21151
Chèvre anti-Rb IgG Alexa Fluor 594Life TechnologiesA11037
Plaquesde culture cellulaire multipuitsFisher Scientific  ;0720080/0720081Disponible en 6, 12, 24, 48, 96 tailles
de puits Lames de chambreFisher Scientific  ;12 565 21Disponible en verre ou en plastique Permanox en 1, 2, 4, 8, 16 tailles
de puits Couvre-cœur pour la croissanceFisher Scientific  ;12 545 82Disponible en tailles 12, 15, 18, 22 et 25 mm

Références

  1. Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126, 663-676 (2006).
  2. Park, I. H., et al. Disease-specific induced pluripotent stem cells. Cell. 134, 877-886 (2008).
  3. Hallett, P. J., et al. Successful function of autologous iPSC-derived dopamine neurons following transplantation in a non-human primate model of Parkinson's disease. Cell stem cell. 16, 269-274 (2015).
  4. Haston, K. M., Finkbeiner, S. Clinical Trials in a Dish: The Potential of Pluripotent Stem Cells to Develop Therapies for Neurodegenerative Diseases. Annu rev pharm toxicol. 56, 489-510 (2016).
  5. Zhang, L., et al. Derivation and high engraftment of patient-specific cardiomyocyte sheet using induced pluripotent stem cells generated from adult cardiac fibroblast. Circ heart fail. 8, 156-166 (2015).
  6. Byrne, J. A., Nguyen, H. N., Reijo Pera, R. A. Enhanced generation of induced pluripotent stem cells from a subpopulation of human fibroblasts. PloS one. 4, 7118(2009).
  7. Sivapatham, R., Zeng, X. Generation and Characterization of Patient-Specific Induced Pluripotent Stem Cell for Disease Modeling. Methods mol bio. 1353, 25-44 (2016).
  8. Park, I. H., et al. Reprogramming of human somatic cells to pluripotency with defined factors. Nature. 451, 141-146 (2008).
  9. Ruff, D., Lieu, P. T. Profiling stem cells using quantitative PCR protein assays. Methods mol bio. 997, 225-236 (2013).
  10. Pripuzova, N. S., et al. Development of a protein marker panel for characterization of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) using global quantitative proteome analysis. Stem cell res. 14, 323-338 (2015).
  11. Fusaki, N., Ban, H., Nishiyama, A., Saeki, K., Hasegawa, M. Efficient induction of transgene-free human pluripotent stem cells using a vector based on Sendai virus, an RNA virus that does not integrate into the host genome. Proc jpn acad ser B phys biol sci. 85, 348-362 (2009).
  12. Bigdeli, N., et al. Adaptation of human embryonic stem cells to feeder-free and matrix-free culture conditions directly on plastic surfaces. J Biotechnol. 133, 146-153 (2008).
  13. Stover, A. E., Schwartz, P. H. Adaptation of human pluripotent stem cells to feeder-free conditions in chemically defined medium with enzymatic single-cell passaging. Methods mol bio. 767, 137-146 (2011).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Culture sans s rumlames chambreslamellesinhibiteur de ROCKmilieu mTeSRmarqueurs de pluripotencemicroscopie confocale
Propagation à petite échelle des CSPi humaines dans des conditions sans sérum pour la caractérisation immunocytochimique Routine
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.