Exemple amélioré Multiplexage de tissus à l'aide combinée Precursor et étiquetage Isotopique isobarique Tagging (cPILOT)

Résumé

marquage isotopique de précurseur combiné et le marquage isobare (cPILOT) est une stratégie de protéomique quantitative qui améliore les capacités de multiplexage échantillon d'étiquettes isobares. Ce protocole décrit l'application de cPILOT aux tissus à partir d'un modèle de souris de la maladie d'Alzheimer et les contrôles de type sauvage.

Résumé

Il y a une demande de plus en plus d'analyser de nombreux échantillons biologiques pour la compréhension des maladies et la découverte de marqueurs biologiques. stratégies protéomiques quantitatives qui permettent la mesure simultanée de plusieurs échantillons se généralisent et réduire considérablement les coûts expérimentaux et les temps. Notre laboratoire a développé une technique appelée précurseur combinée marquage isotopique et de marquage isobarique (cPILOT), ce qui améliore l'échantillon multiplexage de marquage isotopique traditionnel ou des approches de marquage isobares. cPILOT globale peut être appliquée à des échantillons provenant de cellules, des tissus, des fluides corporels ou des organismes entiers et donne des informations sur les abondances de protéines différentes conditions relatives à travers l'échantillon. cPILOT fonctionne en 1) en utilisant des conditions de tampon à faible pH pour sélectivement peptide dimethylate N-terminales et 2) en utilisant des conditions de tampon à pH élevé pour étiqueter des amines primaires des résidus lysine avec des réactifs isobares disponibles dans le commerce (voir le tableau des Matériaux / réactifs). Le degré demultiplexage d'échantillons disponibles dépend du nombre d'étiquettes précurseurs utilisés et le réactif de marquage isobare. Nous présentons ici une analyse 12-plex en utilisant la lumière et déméthylation lourde combinée à six plex réactifs isobares pour analyser 12 échantillons de tissus de souris en une seule analyse. multiplexage amélioré est utile pour réduire le temps et le coût expérimental et plus important encore, ce qui permet la comparaison entre les nombreuses conditions d'échantillons (biologiques, réplicats stade de la maladie, les traitements médicamenteux, génotypes, ou points de temps longitudinaux) avec biais moins expérimental et d'erreurs. Dans ce travail, l'approche globale de cPILOT est utilisé pour analyser le cerveau, le cœur et les tissus du foie à travers réplicats biologiques à partir d'un modèle de souris de la maladie d'Alzheimer et les contrôles de type sauvage. Mondial cPILOT peut être appliquée à l'étude d'autres processus biologiques et adapté pour augmenter le multiplexage de l'échantillon à plus de 20 échantillons.

Introduction

Proteomics implique souvent l'analyse de nombreux échantillons utilisés pour mieux comprendre les processus de la maladie, la cinétique enzymatique, les modifications post-traductionnelles, réponse aux stimuli environnementaux, la réponse aux traitements thérapeutiques, la découverte de biomarqueurs, ou les mécanismes de la drogue. Les méthodes quantitatives peuvent être utilisées pour mesurer les différences relatives dans les taux de protéine à travers les échantillons et peut être sans étiquette ou comporter un marquage isotopique (métabolique, chimique ou enzymatique). méthodes d'étiquetage des isotopes stables ont gagné en popularité car ils permettent de nombreux échantillons à analyser simultanément et conviennent à des échantillons de différentes cellules, des tissus, des fluides corporels ou des organismes entiers. Méthodes marquage isotopique ^{1, 2, 3, 4, 5, 6, 7} augmenter le débit expérimental,tout en réduisant le temps d'acquisition, les coûts et l'erreur expérimentale. Ces méthodes utilisent des spectres de masse précurseur pour mesurer les abondances relatives des protéines à partir des pics peptidiques. Au contraire, les réactifs de marquage isobares ^{8, 9, 10} génèrent des ions rapporteurs qui sont soit détectés dans MS / MS ou MS ^{3 11} spectres et ces pics sont utilisés pour rendre compte des abondances relatives des protéines.

L'état actuel de l'art dans le multiplexage de la protéomique est soit un 10-plexe ¹² ou 12-plexe analyse de balise isobare ^13. Multiplexage d'échantillon amélioré (c. -à > 10 échantillons) méthodes ont été développées par notre laboratoire pour les tissus ^{14, 15, 16, 17,} et par d' autres pour l'analyse des cellules ¹⁸ sup>, ^{19, 20, 21} tissus, ou des peptides cibles ^22. Nous avons développé une technique de multiplexage amélioré appelé marquage isotopique précurseur combiné avec le marquage isobarique (de cPILOT). CPILOT mondiale est utile pour obtenir des informations sur les concentrations relatives de toutes les protéines à travers différentes conditions d'échantillon (≥12) ^14. La figure 1 montre un flux de production cPILOT général. Trypsiques ou peptides Lys-C sont marqués sélectivement à l'extrémité N-terminale avec diméthylation en utilisant un faible pH ² et au niveau des résidus de lysine de 6-plex réactifs en utilisant un pH élevé. Cette stratégie double le nombre d'échantillons qui peuvent être analysés avec des réactifs isobares ce qui contribue à réduire les coûts expérimentaux et, en outre, réduit les étapes expérimentales et de temps.

cPILOT est flexible que nous avons développé d'autres méthodes pour étudier l'oxydation modi post-traductionnellefications, y compris les protéines modifiées ^{3-nitrotyrosine-14} et les peptides contenant des cystéines avec S-nitrosation (oxcyscPILOT) ^23. Nous avons également mis au point une approche sélective d' acides aminés, cPILOT cystéine (cyscPILOT) ^17. Acquisition MS ³ avec un haut-ion ou ^11-y sélective ₁ d' ion de procédé ¹⁵ peut aider à réduire l' interférence d'ions rapporteur et d' améliorer la précision quantitative des cPILOT. L'utilisation de MS ³ dans le procédé d'acquisition nécessite un instrument à haute résolution avec un analyseur de masse Orbitrap bien que les instruments de piégeage d'ions à basse résolution peuvent également travailler ^24.

Auparavant, cPILOT a été utilisé pour étudier les protéines du foie à partir d' un ¹⁶ modèle de souris de la maladie d'Alzheimer. Nous décrivons ici comment effectuer une analyse globale de l'aide cPILOT cerveau, le cœur, et homogénats de foie pour étudier le rôle de la periphery dans la maladie d'Alzheimer. Cette expérience intègre la réplication biologique. En raison de la polyvalence des cPILOT, les utilisateurs intéressés peuvent utiliser la technique pour étudier d'autres tissus pour une série de problèmes biologiques et des systèmes.

Protocole

Déclaration d'éthique: Les souris ont été achetés auprès d'un institut de recherche indépendant, biomédicale à but non lucratif et logés dans la Division des ressources animales de laboratoire à l'Université de Pittsburgh. Tous les protocoles animaux ont été approuvés par le Comité de protection des animaux et l'utilisation des institutions à l'Université de Pittsburgh.

1. extraction des protéines et la production de produits chimiques pour Peptides marquage

1. Extrait de protéines à partir de tissus, des cellules ou des fluides corporels.
   1. Homogénéiser 60-90 mg de tissu (par exemple le cerveau, le cœur et le foie) dans une solution saline de tampon phosphate (PBS 1x) avec 8 M d' urée (500 pi) en utilisant un homogénéisateur mécanique. Les inhibiteurs de protéase ou phosphatase peuvent être ajoutés au tampon si nécessaire. Dans ce projet, ils ne sont pas utilisés. Utiliser les paramètres suivants pour la homogénéiseur: matrice des billes de lyse A, 4 m / s, 20 s. le tissu cardiaque peut nécessiter jusqu'à 9 cycles d'homogénéisation.
      REMARQUE: Protease ou inhibiteur de phosphatase s peut être ajouté à la mémoire tampon, si nécessaire. Ils ne sont pas utilisés dans cette étude.
      1. Retirer homogénat de tissu à partir du tube de lyse et transférer dans un tube de micro-centrifugeuse. Rincer les tubes de lyse avec 100 à 500 pi de PBS avec 8 M d'urée et de combiner la solution de rinçage avec le tissu homogénat.
   2. Centrifuger les tissus homogénéisés (9447 xg, 4 ° C, 15 min) et recueillir le surnageant.
2. Déterminer la concentration en protéine en utilisant un dosage de l' acide bicinchoninique (BCA) selon les instructions du fabricant.
   REMARQUE: dilution plus avec le tampon peut être nécessaire si la concentration en protéines est trop élevée. Les concentrations résultantes pour les échantillons provenant de ces tissus ont été dans l'intervalle 6-13 ug / ul.
   1. Facultatif: ajouter un étalon de contrôle interne de la qualité (par exemple de la caséine alpha bovine ou une autre protéine exogène) avec le rapport standard de 1 ug: échantillon de protéine de 100 ug.

jove_title "> 2. Digestion échantillon

1. Ajouter 100 ug (100 x 10 ^-6 g) de protéine de chaque échantillon de repérage individuel des tubes de micro-centrifugation. Le volume est fonction de la concentration en protéine (voir étape 1.2).
2. Ajouter dithiothréitol (DTT) (40: 1 réactif à l'échantillon rapport mol) à chaque échantillon. Incuber à 37 ° C pendant 2 h. Le calcul pour le rapport molaire est basé sur la masse de la protéine d'albumine de sérum bovin (BSA), qui est de 66,5 x 10 ³ g / mol.
3. Ajouter iodoacétamide (IAM) (80: 1 réactif à l'échantillon rapport mol) à chaque échantillon. Incuber sur la glace dans l'obscurité pendant 2 h. Cette réaction est réalisée sur de la glace pendant 2 h pour éviter des réactions secondaires.
4. Ajouter la L-cystéine (40: 1 réactif à l'échantillon rapport mol) à chaque échantillon. Incuber à température ambiante pendant 30 min.
5. Ajouter du tampon Tris 20 mM avec 10 mM de _CaCl2 (pH 8,2) pour diluer l' urée à une concentration finale de 2 M.
6. Ajouter L-1-tosylamido-2-cétone de chlorométhyle phényléthyle (TPCK) traité à la trypsine (50: 1 substrat à l'enzyme rapport mol) à chaque échantillon et incuber à 37 ° C pendant 24 h.
7. Stopper la digestion des protéines par flash-congélation de l'échantillon dans l'azote liquide et stocker à -80 ° C jusqu'à traitement ultérieur.

3. Exemple de dessalage

1. Re-acidifier les échantillons par addition d'acide formique (FA). Ajouter suffisamment FA pour obtenir une concentration finale de 0,1%. Si les échantillons sont à l'origine à -80 ° C, dégel des échantillons sur la glace avant de re-acidification.
2. De-sel en utilisant les peptides C ₁₈ hydrophile - lipophile équilibrée (HLB) des cartouches de 10 mg comme décrit précédemment ^16.
3. Sécher les échantillons par centrifugation sous vide (5 torr, 45 ° C, 77 x g) à un volume de ~ 10 pi.

4. diméthylation d'étiquetage (N-terminales)

1. Reconstituer peptides dans 1% d'acide acétique (0,25 pg / ul) dissous dans une Chromatographie liquide à haute performance (HPLC) ou de l'eau de qualité nano-pure. Supprimer un 50 μ; G portion dans un nouveau tube de micro-centrifugeuse (1,5 ml) et stocker le reste à -80 ° C.
2. Ajouter 8 ul de 60 mM (4%) CH ₂ O (37% en poids / volume) ou 60 mM (4%) ¹³ CD ₂ O (20% en poids / v) pour les échantillons pour le marquage avec la lumière ou diméthylation lourde, respectivement . Typiquement, 4 pl de réactif est ajouté par 25 ug de peptides (étapes 4.2, 4.3, 4.6).
3. Ajouter 8 ul de 24 mM de NaBH ₃ CN ou 24 mM NaBD ₃ CN pour les échantillons marqués avec de la lumière ou diméthylation lourde, respectivement.
4. Vortex et secouer sur un agitateur de tube pour ~ 10 min à température ambiante.
5. Stopper la réaction en ajoutant 16 pl de 1% d'ammoniac (~ 28-30% v / v) pendant 5 min. Typiquement, 8 pl de réactif est ajouté par 25 ug de peptides.
6. Re-acidifier les mélanges réactionnels par addition de 8 pi de 5% FA (98% v / v).
7. Combiner la lumière et peptides lourds diméthylées (figure 1) pour générer un total de six échantillons. Voir le tableau 1 pour une description de marquage des échantillons et la mise en commun utilisé pour cette étude.
8. Effectuer échantillon dessalage selon les étapes 3.2 et 3.3.

5. isobare étiquetage (résidus Lys)

1. Reconstituer 100 ug de peptides diméthylées (1 ug / ul) dans un tampon de 100 mM de bicarbonate d'ammonium tri-éthyle (TEAB) (pH ~ 8,5).
2. Préparer les réactifs isobares comme indiqué dans le protocole du fabricant (voir le tableau des Matériaux / réactifs).
3. Ajouter des réactifs isobares solubilisées (41 ul) à des peptides et des vortex pendant 10 s ~. Secouer les échantillons sur un agitateur à tubes micro-centrifugeuse pendant environ 1 h. Stopper la réaction avec 8 ul d'hydroxylamine (10% p / v) et on incube les échantillons pendant 15 min à température ambiante.
4. Regrouper les six échantillons marqués en un seul mélange et dessaler (étapes 3.1 à 3.3) ou conserver à -80 ° C jusqu'à utilisation ultérieure.
   NOTE: Pour améliorer la couverture protéome et de la profondeur, une stratégie de séparation multi-dimensionnelle est suggérécomme échangeur de cations forte (SCX).

6. Échange de Cation forte

1. Effectuer SCX selon le protocole du fabricant (voir tableau des matériaux).
   1. Préparer ~ 1 ml de solution de formiate d'ammonium (20 mM, 40 mM, 60 mM, 80 mM, 100 mM, 150 mM, 250 mM, et 500 mM) avec 10% d'acétonitrile (ACN), 0,1% FA (pH 3).
   2. Retirer le bouchon rouge de la partie supérieure de l'embout de pipette et appuyez sur l'embout de pipette avec la suspension d'emballage pour garantir que le matériau de garnissage est vers le bas de la pointe de pipette.
      REMARQUE: Critique: Ne jetez pas la pointe de la pipette jusqu'à la fin du protocole.
   3. Placez l'adaptateur de centrifugation sur la partie supérieure d'un tube de micro-centrifugeuse (2 ml) et de fixer la pointe de la pipette à l'intérieur.
   4. Ajouter 150 pi de tampon de reconstitution SCX à pointes de pipette.
   5. Centrifuger les embouts de pipette pour 6 min à température ambiante (4000 x g). Répétez cette étape deux fois et jeter les déchets.
   6. Dissoudre le peptides dans 150 ul de tampon de reconstitution SCX. Assurez-vous que le pH est 3.
   7. Ajouter peptides aux embouts de pipette, centrifugeuse (voir 6.1.5), et conserver l'éluant.
   8. Transférer le filtre et la pipette dans un nouveau tube de micro-centrifugeuse (2 ml) et ajouter 150 ul de 20 mM de solution de formiate d'ammonium. Centrifuger pendant 6 min à température ambiante (4000 x g) et conserver l'éluant.
   9. Répétez l' étape 6.1.8 un sept fois supplémentaires, en utilisant des concentrations successives ( par exemple 40 mM, 60 mM, 80 mM, 100 mM, 150 mM, 250 mM et 500 mM) de formiate d'ammonium.
2. Transfert des huit fractions SCX à tubes micro-centrifugeuse (1,5 ml) et de les concentrer en utilisant l'évaporation centrifuge (voir étape 3.3).

7. Chromatographie liquide-spectrométrie de masse en tandem (LC-MS / MS) et MS ³

1. Reconstituer les peptides dans l'eau de qualité par spectrométrie de masse avec 0,1% de FA, filtrer et placer dans un flacon auto-échantillonneur. Filtrer les peptides comme follOWS:
   1. Ajouter peptides reconstitués dans un tube de micro-centrifugation contenant un filtre de 0,65 pm (voir Matériaux tableau).
   2. peptides Centrifuger à 12 000 g pendant 1 min. Retirer le filtre, jeter et ajouter des peptides filtrés dans un flacon échantillonneur automatique.
2. Préparer les tampons de phase mobile comme suit: 3% (v / v) avec 0,1% d'ACN FA (A) et 100% d'ACN avec 0,1% FA (B).
3. Injecter 6 uL de chaque échantillon de la fraction sur une colonne SCX de piège emballé à 2 cm à C ₁₈ matériau (5 um, 200 Â de taille de pore).
   REMARQUE: le nettoyage de l'échantillon sur le piège est le suivant: 3 min, 0% B; 3 ul / min en utilisant un système de Chromatographie liquide 2D (voir Matériaux tableau).
4. Exécuter le procédé de séparation analytique. Utiliser un identifiant 75 um x 13,2 cm colonne de silice fondue laser à pointe tiré capillaire garnie d' un matériau C ₁₈ (5 um, 100 Â). Le gradient est la suivante: 0-5 min, 10% B; 5-40 min, 10-15% de B; 40-90 min, 15 à 25% de B; 90-115 min, 25-30% de B; 115-130 min, 30-60% de B; 130-135 min, 60-80% de B; 135-145 min, 80% B, 145-150 min, 80-10% de B; 150-180 min, 10% B; 300 nL / min, 180 min.
5. Exécuter l'acquisition de données pour le spectromètre de masse pendant le procédé de séparation analytique est en cours d'exécution.
   REMARQUE: Les paramètres pour l'analyse de l' enquête MS sont les suivantes: 400-1,600 m / z, 60 000 de résolution, commande automatique de gain (AGC) Cible 1 x 10 ⁶ ions, le temps d'injection maximale de 500 ms. Paramètres pour CID-MS / MS sont les suivantes: Haut 1-7 ou 8-14 Haut données acquisition dépendant (DDA), 3 m / z largeur d'isolement, 500 signal minimum, l' énergie de collision normalisée de 35% (NCE), 0,25 activation q , 10 ms de temps d'activation, 3 x 10 ⁴ AGC, 50 ms temps d'injection maximale. Paramètres pour HCD-MS ³ sont les suivantes: 200 signal minimum, 4 m / z largeur d'isolement, 60% RCE, 0,1 heure d'activation, 3 x 10 ⁵ AGC, 250 ms IT, 300-1,300 m / z plage de sélection MS / MS exclure ion parent non fragmenté.
6. Effectuer chaque analyse en double exemplaire tant pour le top 1-7 et 8-14 top fonctionne.
   NOTE: Pour les échantillons fonctionnent sur un modèle plus récent d'un instrument contenant un Orbitrap ou un spectromètre de masse tribrid, les paramètres DDA varient et peuvent être optimisés pour inclure plus MS / MS et MS ³ scans. En outre, pour les instruments tribrid, la sélection de précurseur synchrone (SPS) -MS ³ doivent être utilisés.

8. Analyse des données ¹⁶

1. Rechercher les fichiers RAW à l'aide du logiciel d'analyse de protéines contre une base de données appropriée, telle que la souris Uniprot.
   NOTE: Il est important de créer deux flux de travail pour chaque fichier RAW afin de rechercher la lumière et des peptides diméthylés lourds.
2. Rechercher les fichiers RAW en utilisant les paramètres suivants: la trypsine avec deux manqués clivages, la gamme de masse peptidique 300-6,000 Da, la tolérance masse parente de 15 ppm, une tolérance à la fragmentation Da. modifications statiques: la lumière diméthylation (28,031, peptide N-terminale) ou heavy diméthylation (36,076 Da, peptide N-terminal), carbamidomethyl (57,021 Da, C).
   REMARQUE: Parfois, le pic diméthylé lourd est ~ 7 Da (35,069 Da, peptide N-terminale) est du pic de lumière diméthylé et devrait être incorporé ainsi dans le flux de travail de recherche de peptides diméthylés lourds. modifications dynamiques: oxydation (15,995 Da, M), une étiquette 6-plex isobare (229,163 Da, K). Inclure une recherche de base de données leurre pour donner des taux de fausses découvertes (par exemple 1 à 5%) et un noeud de quantification pour rechercher les intensités d'ions rapporteurs d'étiquettes isobares.
3. Statistiques
   1. Exporter des données dans un programme de feuille de calcul électronique afin de normaliser les valeurs d'ions rapporteurs de la protéine. Pour chaque protéine, soit diviser les rapports d'ions rapporteurs médianes ou les intensités d'ions rapporteurs brut par le rapport entre la médiane de l'étalon interne ou les intensités d'ions reporter premières de l'étalon interne, respectivement. Utilisez le logiciel statistique approprié comme un programme de feuille de calcul électronique, PersEUS ou R pour déterminer des changements importants entre les conditions échantillons.

Résultats

cPILOT utilise la chimie à base d'amine de peptides chimiquement de l'étiquette à l'extrémité N-terminale et les résidus de lysine et améliore les capacités de multiplexage d'échantillons. La figure 2 montre des données représentatives de MS qui est obtenu à partir d' une analyse de cPILOT 12-Plex du cerveau, le cœur et les tissus du foie à partir d' un modèle de souris de la maladie d'Alzheimer et les contrôles de type sauvage. Comme le montre le tableau 1,

Discussion

cPILOT permet la mesure simultanée de plus de 12 échantillons uniques. Afin d'assurer le marquage avec succès à la fois l'extrémité N-terminale et les résidus lysine de peptides, il est impératif d'avoir le pH correct pour chaque ensemble de réactions et d'effectuer la réaction de diméthylation première pour le marquage des peptides. diméthylation sélective à l'extrémité N-terminale est réalisée en ayant un pH à ~ 2,5 (± 0,2). Ceci est obtenu en tirant parti des différences de pKa des groupes amino s...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Eau - MS Grade	Fisher Scientific	W6-4	4 La quantité de 4 L n’est pas nécessaire
Acétonitrile - MS Grade	Fisher Scientific	A955-4	La quantité de 4 L n’est pas nécessaire
Acide acétique	J.T. Baker	9508-01
Solution d’hydroxyde d’ammonium (28 - 30 %)	Sigma Aldrich	320145-500ML
Formiate d’ammonium	Acros Organics	208-753-9
Acide formique	Fluka Analytique	94318-250ML-F
Kit de dosage des protéines BCA	Pierce Thermo Fisher Scientific	23227
Urée	Biorad	161-0731
Tris	Biorad	161-0716
Dithiothréiotol (DTT)	Fisher Scientific	BP172-5
Iodoacétamide (IAM)	Acros Organics	144-48-9
L-Cysteine	Sigma Aldrich, Chimie	168149-25G
L-1-tosylamido-2 phényléthyl cholorméthylcétone (TPCK) traitée Trypsine du pancréas bovin	Sigma Aldrich, Sciences de la vie	T1426-100MG
Solution de formaldéhyde (CH2O) ; 36,5 à 38 % dans H2O	Sigma Aldrich, Sciences	de la vieF8775-25ML
Solution de formaldéhyde (13CD2O) ; 20 % en poids dans le D2O, 98 atomes % D, 99 atomes % 13C	Sigma Aldrich, Chimie	596388-1G
Cyanoborohydrure de sodium ; qualité réactif, 95 %	Sigma Aldrich	156159-10G
Cyanoboroduture de sodium ; 96 atomes % D, 98 % CP	Sigma Aldrich, Chimie	190020-1G
Pointes de spin à échange de cations forts (SCX) Kit de préparation d’échantillons	Protea BioSciences	SP-155-24kit
Tampon de bicarbonate de triéthylammonium (TEAB)	Sigma Aldrich, Life Science	T7408-100ML
Kit de marquage isobare (TMT 6 plex) - 6 réactions (1 x 0,8 mg)	Thermo Fisher Scientific	90061
Chlorhydrate d’hydroxylamine	Sigma Aldrich, Chimie	255580-100G
Mélangeur vortex standard	Fisher Scientific	2215365	tout mélangeur peut être utilisé
Oasis HLB 1 cc (10 mg) cartouches d’extraction	Waters	186000383	Il s’agit de cartouches C18
Collecteur à vide Visiprep SPE, DL (doublure jetable), modèle à 24 ports	Sigma Aldrich	57265	Un modèle à 12 orifices est également suffisant
Speed-vac	Thermo Scientific	SPD1010	n’importe quelle marque d’aspirateur rapide suffit Chambre de
bain-marie	Thermo Scientific	2825/2826	N’importe quelle marque de chambre de bain-marie à température contrôlée suffit.
Homogénéisateur mécanique (i.e. FastPrep-24 5G)	MP Biomedicals	116005500
Eksigent Nano LC - Ultra 2D avec passeur d’échantillons Nano LC AS-2	Sciex-Ce		modèle n’est plus disponible. N’importe quel nano LC avec un passeur d’échantillons automatique est suffisant.
Spectromètre de Masse LTQ Orbitrap Velos	Thermo	Scientific-Ce	modèle n’est plus disponible. D’autres instruments à haute résolution ( par exemple Orbitrap Elite, Orbitrap Fusion ou Orbitrap Fusion Lumos) peuvent être utilisés.
Logiciel de gestion des protéines (e.g. Proteome Discoverer)	Thermo Scientific	IQLAAEGABSFAKJMAUH  ;
Balance analytique	Mettler Toledo	AL54
Plaque d’agitation	VWR	12365-382	N’importe quelle marque de plaques d’agitation est suffisante
PH-mètre (compatible Tris)	Fisher Scientific (Accumet)	13-620-183	N’importe quelle marque de pH-mètre est suffisante
Tampon de pH 10	Fisher Scientific	06-664-261	N’importe quelle marque de tampon de pH 10 est suffisante
pH 7 tampon	Fisher Scientific	06-664-260	N’importe quelle marque de tampon de pH 7 est suffisant
1,5 mL de tubes eppendorf, 500 pk	Fisher Scientific	05-408-129	N’importe quelle marque de tubes eppendorf de 1,5 mL suffit
0,6 mL de tubes eppendorf, 500 pk	Fisher Scientific	04-408-120	N’importe quelle marque de tubes eppendorf de 0,6 mL suffit
0,65 µ ; m Unités de filtration centrifuge Ultrafree MC DV	EMD Millipore	UFC30DV00
Tubes de microcentrifugation de 2 ml, 72 unités	Thermo Scientific	69720
C18 matériau d’emballage (5  ; et micro ; m, 100 Å ;)	Bruker	PM5/61100/000	Cet article n’est plus disponible chez Bruker. Un autre matériau d’emballage avec les spécifications énumérées sera suffisant
C18 matériau d’emballage (5  ; et micro ; m, 200 Å ;)	Bruker	PM5/61200/000	Cet article n’est plus disponible chez Bruker. Un autre matériau d’emballage avec les spécifications énumérées sera suffisant