Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Isolement des cellules de ganglion rétiniennes murines primaires (RGC) par cytométrie de flux

15.7K vues

⸱

DOI :

10.3791/55785

⸱

5 juillet 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Hamilton Eye Institute, University of Tennessee Health Science Center, 2Department of Microbiology, Immunology and Biochemistry, University of Tennessee Health Science Center, 3Department of Anatomy and Neurobiology, University of Tennessee Health Science Center, 4Department of Pharmaceutical Sciences, University of Tennessee Health Science Center

Dans cet article

Résumé

Des millions de personnes souffrent de maladies dégénératives de la rétine qui entraînent une cécité irréversible. Un élément commun de nombreuses de ces maladies est la perte de cellules ganglionnaires de la rétine (RGC). Ce protocole détaillé décrit l'isolement des RGC murins primaires par sélection positive et négative avec cytométrie de flux.

Résumé

Les maladies neurodégénératives ont souvent un impact dévastateur sur les personnes touchées. La perte de cellules ganglionnaires rétiniennes (RGC) est impliquée dans une série de maladies, y compris la rétinopathie diabétique et le glaucome, en plus du vieillissement normal. Malgré leur importance, les RGC ont été extrêmement difficiles à étudier jusqu'à maintenant en raison en partie du fait qu'ils ne comprennent qu'un faible pourcentage de la grande variété de cellules de la rétine. En outre, les méthodes d'isolement actuelles utilisent des marqueurs intracellulaires pour identifier les RGC, qui produisent des cellules non viables. Ces techniques impliquent également de longs protocoles d'isolement, de sorte qu'il existe un manque de méthodes pratiques, normalisées et fiables pour obtenir et isoler les RGC. Ce travail décrit une méthode efficace, complète et fiable pour isoler les RGC primaires des rétines de souris en utilisant un protocole basé sur des critères de sélection positifs et négatifs. Les méthodes présentées permettent l'étude future des RGC, dans le but de mieux comprendre les grandsDéclin de l'acuité visuelle résultant de la perte de RGC fonctionnels dans les maladies neurodégénératives.

Introduction

Les RGC sont des neurones à différenciation terminale et, par conséquent, les cellules primaires sont nécessaires à l'expérimentation. Le développement d'un protocole pour l'isolement et l'enrichissement des cellules ganglionnaires rétiniennes murines primaires (RGC) est fondamental pour révéler les mécanismes de la santé et de la dégénérescence du RGC in vitro . Ceci est particulièrement important pour les études qui cherchent à générer des thérapies potentielles pour promouvoir la fonction RGC et pour minimiser leur décès. La dégénérescence des RGC est associée à des maladies dégénératives de la rétine, telles que le glaucome, la rétinopathie diabétique et le vieillissement normal. Bien que les mécanismes cellulaires spécifiques sous-jacents à la perte de RGC ne soient pas clairs, une série de facteurs de risque ont été identifiés. Le manque d'oxygénation à la tête du nerf optique 1 , 2 , 3 provoque la mort de RGC 4 et agit comme la perturbation de l'homéostasie entre l'activation de l'excitation et iRécepteurs nhibiteurs dans les RGC individuels 5 , 6 . Une série de défis empêchent les progrès vers l'utilisation de ces cellules pour des études approfondies. Tout d'abord, le nombre de RGC présents dans une rétine murine est faible. Les RGC représentent moins de 1% des cellules rétiniennes totales 7 , 8 , 9 . Deuxièmement, la plupart des marqueurs spécifiques de RGC sont des protéines intracellulaires 10 , 11 , 12 . La sélection basée sur ces marqueurs laisse les cellules non viables, ce qui empêche les analyses fonctionnelles en aval. Enfin, les protocoles actuellement disponibles sont longs et manquent de standardisation 13 , 14 . Les premiers protocoles d'isolement RGC étaient basés sur les méthodes d'immunopanning. Barres et al. 15 Adapté l'immunop classiqueEt a ajouté une deuxième étape, qui exclut les monocytes et les cellules endothéliales de l'essentiel des cellules rétiniennes avant une sélection positive basée sur l'immunopostivité à l'antigène anti-thymocyte (aka Thy1), un marqueur de surface cellulaire. Des années plus tard, Hong et al. Techniques combinées d'isolation des perles magnétiques avec des stratégies de tri cellulaire pour isoler les RGC avec une pureté supérieure 16 . L'utilisation de perles magnétiques est toujours utilisée dans de nombreuses applications scientifiques. Ensemble, les perles magnétiques et les protocoles de cytométrie de flux ont amélioré la pureté des cellules isolées. Cependant, ces systèmes de purification n'ont pas encore été normalisés pour l'isolement des RGC murins à partir de la rétine dissociée.

La cytométrie de flux est une méthode analytique puissante qui mesure les caractéristiques optiques et de fluorescence des suspensions cellulaires. Les cellules sont analysées quantitativement et qualitativement avec un niveau élevé de sensibilité, fournissant une analyse multidimensionnelle de la population cellulaireAtion. La discrimination cellulaire repose sur deux propriétés physiques principales: la taille de la cellule ou la surface et la granularité ou la complexité interne 17 . Une analyse multidimensionnelle peut être réalisée en combinant des anticorps marqués avec des fluorochromes ayant des longueurs d'onde d'excitation similaires et des émissions différentes. La cytométrie de flux est rapide, reproductible et sensible. Les lasers Multitpe permettent des analyses multidimensionnelles encore plus importantes de cellules simples par cytométrie de flux. Ainsi, c'est une méthodologie attrayante pour l'étude de spécimens cytologiques. Le tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) utilise les différences phénotypiques multidimensionnelles identifiées par la cytométrie de flux pour trier les cellules individuelles en sous-populations distinctes.

Au cours de la dernière décennie, de multiples protéines superficielles et intracellulaires ont été identifiées comme biomarqueurs potentiels pour la sélection des cellules, y compris les neurones. Les études initiales visant à isoler les RGC des rats ont utilisé Thy1 comme un ganglion celL marqueur. Malheureusement, Thy1, aka CD90, a plusieurs isoformes dans d'autres espèces de rongeurs 18 , 19 , 20 et est exprimé par plusieurs types de cellules rétiniennes 19 , 20 , ce qui en fait un marqueur non spécifique pour les RGC. Un autre marqueur de surface, CD48, se trouve sur des populations monocytaires dans la rétine, y compris les macrophages et la microglie. En utilisant ces deux marqueurs de surface, une signature RGC modifiée - Thy1 + et CD48 cellules négatives - a été développée 15 , 16 , 21 , 22 . Malheureusement, ces deux critères de sélection ne suffisent pas à choisir pour une population RGC très enrichie. Pour répondre à ces besoins non satisfaits, un protocole de cytométrie de flux a été développé 23 en fonction de critères de sélection positifs et négatifs multicouches usiNg marqueurs de surface cellulaire connus pour enrichir et purifier les RGC murins primaires.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les procédures détaillées dans le protocole suivant ont été approuvées par le comité de révision institutionnel du Comité des soins et de l'utilisation des animaux (IACUC) au Centre de sciences de la santé de l'Université du Tennessee (UTHSC) et ont suivi l'Association pour la recherche en vision et ophtalmologie (ARVO) Déclarations pour l'utilisation Des animaux dans la recherche ophtalmique et de la vision, en plus des lignes directrices pour les expériences animales de laboratoire (Institut des ressources animales de laboratoire, Politique du service de santé publique sur les soins humains et l'utilisation des animaux de laboratoire).

1. Préparation des instruments, des solutions et des médias

Remarque: Toutes les informations sur les matériaux, les réactifs, les outils et les instruments signalés dans le protocole sont spécifiées dans la Table des matières .

  1. Autoclavez tous les instruments de dissection et rangez-les dans une zone stérile. Utilisez les instruments suivants: 4 pinces standard (2 longues et 2 courtes) et 2 ciseaux,Ainsi que 2 pinces (1 long et 1 court) et 1 ciseau pour la dissection; Conservez un ensemble supplémentaire en sauvegarde.
  2. Préparer 100 ml de solution de PBS stérile / 1% de FBS à utiliser pendant les lavages, les procédures d'immunomarquage et les étapes de tri cellulaire. Garder la solution refroidie à 4 ° C.
    Remarque: Ne pas ajouter d'azoture de sodium (NaN 3 ) à la solution car elle peut être toxique pour les cellules vivantes.
    1. Préparer 100 mL de PBS / 1% de FBS avec 99 mL de PBS et 1 mL de FBS.
  3. Préparez 100 ml de milieu de cellules nerveuses stériles supplémenté avec 3% de FBS (voir la Table des matériaux ) pour une utilisation en tant que collecte et milieu de culture. Garder le milieu de culture cellulaire stérile à 4 ° C. Ne le chauffez qu'à température ambiante (RT) avant utilisation.
    1. Préparer 100 ml de milieu cellulaire neural complété par 3% de FBS en utilisant 97 ml de milieu neuronal et 3 ml de FBS.
  4. Tubes de pré-refroidissement (tubes de 15 ml) pré-revêtus de 5 ml de milieu de collecte en plaçant tOurlet dans un seau à glace. N'utilisez que des tubes en polypropylène pour empêcher les cellules d'adhérer à la surface du tube.
  5. Placez des plaques de 40 mm, des filtres en nylon de 70 μm, des seringues, des pilons pour le filtre cellulaire et des tubes de polypropylène stériles dans l'armoire de sécurité biologique. Stériliser tous les articles avant les procédures et les maintenir de manière stérile tout au long des procédures.
    Remarque: Toutes les étapes après la collecte de la rétine seront effectuées dans le cabinet de sécurité biologique.

2. Enucleation

Note: Au total, 10 souris jeunes (5-7 semaines) C57BL / 6J ont été utilisées dans cette expérience pour isoler 1,0 x 10 6 RGC avec le phénotype CD90.2 + CD48 nég CD15 neg CD57 neg .

  1. Euthaniser les souris en utilisant une inhalation de CO 2 suivie d'une dislocation cervicale. Toujours utiliser une méthode secondaire d'euthanasie pour s'assurer que l'animal euthanasié est mort.
    Remarque: L'isofluorane peut être utilisé comme alternative au CO 2 . La kétamine n'est pas recommandée car elle est associée à une augmentation de la pression intraoculaire (PIO) lorsqu'il est utilisé comme inducteur de l'anesthésie 24 , 25 .
  2. Insérer une pince sous le globe de l'œil, saisir le nerf optique et tirer vers le haut; Le globe sera énucléé, avec le nerf optique intact. Placez les yeux recueillis dans un flacon contenant du PBS et gardez le flacon sur la glace jusqu'à l'étape suivante.
    Remarque: Tout personnel peut effectuer cette étape après avoir reçu la formation appropriée de l'Unité de soin des animaux de laboratoire (LACU).

3. Préparation de la suspension de la cellule rétinienne

  1. Placez l'oeil recueilli sur la plaque de base d'un microscope à dissection pour commencer la dissection cornéenne. Dissectez chaque oeil individuellement.
  2. Tenir soigneusement le globe à la base du nerf optique en utilisant des pinces. Pour cette étape, utilisez une longueG, et une courte pincée standard.
  3. Utilisez une aiguille pointue à 30 calibres (30G) pour percer la cornée pour permettre à l'humeur aqueuse d'évacuer de l'œil, ce qui facilite la tenue de l'œil avec la pince.
  4. Tenir la cornée avec la pince et utiliser des ciseaux pour faire une petite incision dans la cornée. Épluchez doucement la cornée et la scléroe à l'aide de la pince. Lorsque le globe est épluché à mi-chemin, roulez la retina et la lentille à l'aide de la pince. Jeter la cornée, la sclérotique et la lentille.
    Note: Cette méthode garantit que la rétine se détache complètement du reste de l'œil.
  5. Placez la rétine dans une petite boîte de Petri de 40 mm contenant du PBS / 1% de FBS.
    Remarque: En alternative à la boîte de Petri, un plat de culture cellulaire peut être utilisé. Assurez-vous de conserver toujours la rétine humide, comme dans les conditions physiologiques.
    1. Laver chaque rétine trois fois avec du PBS stérile frais / 1% de FBS dans le cabinet de sécurité biologique.
  6. Placez jusqu'à 12 retina surUne passoire de nylon stérile de 70 μm humidifiée avec du PBS / 1% de FBS. À l'aide de l'extrémité arrière d'une seringue de 10 ml, macérer doucement la rétine à l'aide d'un mouvement circulaire pour détacher les cellules.
    1. Alternativement, utilisez un pilon pour la macération des tampons cellulaires ou utilisez une digestion enzymatique avec une combinaison de 15 UI / mL de papaïne, 5 mM de L-cystéine et 200 U / ml de DNase I pendant 15 minutes à 37 ° C, puis une inactivation avec du PBS / 10% FBS.
      Remarque: Aucun changement dans le pourcentage de cellules récupérées n'a été observé lorsque la digestion enzymatique a été comparée à la macération avec l'extrémité arrière de la seringue ou le pilon.
  7. Pour transférer les cellules isolées, placez la passoire de nylon stérile de 70 μm sur le tube de collecte de polypropylène. Passez les cellules collectées à travers la crépine en utilisant une pipette P1000. Rincez la crépine ( étape 3.6 ) avec PBS / 1% de FBS pour libérer les cellules restantes et transférez-les au tube de collecte.
  8. Ajouter PBS / 1% FBS à achUn volume final de 1 mL par rétine. Centrifuger la suspension cellulaire pendant 7 min à 200 xg et RT.
    Note: Selon le nombre de retinaes macérées (<6 retinae), la pastille cellulaire peut être trop petite pour être visible.
    1. Jeter le surnageant cellulaire et remettre en suspension le culot cellulaire dans du PBS / 1% de FBS en utilisant un rapport de 1 mL par 5 rétines.
  9. Comptez les cellules en utilisant un hémocytomètre.
    1. Nettoyer un hemocytomètre en verre et une lamelle coulissante avec 70% d'alcool. Tournez doucement le tube contenant les cellules pour s'assurer que la suspension de la cellule de la rétine est uniformément répartie. Placer 20 μL de 0,2% de trypan bleu dans un tube de microcentrifugeuse et mélanger avec 20 μL de suspension cellulaire.
    2. Mélanger doucement et appliquer 10 μL du mélange de suspension trypan bleu / cellule à 0,4% à l'hémocytomètre, en remplissant les deux chambres; L'action capillaire entraînera le mélange de 0,4% de trypan bleu / cellule sous la lamelle. À l'aide d'un microscope, compter toutes les cellules trypan bleu-négatives; ThiLe numéro de s représente les cellules en direct.
    3. Déterminer la viabilité cellulaire en utilisant la formule suivante: nombre de cellules vivantes / nombre total de cellules =% de viabilité.
      Remarque: Si la viabilité des cellules est inférieure à 95%, l'utilisation de colorants fluorescents pour la discrimination viabilité cellulaire est requise pendant FACS.
  10. Utilisez un colorant de viabilité fluorescente non perméable aux cellules vivantes. Lavez les cellules avec du PBS pour éliminer toute trace de sérum. Ajouter 1 μl de colorant fluorescent pour la discrimination de viabilité cellulaire par 5,0 x 10 6 cellules dans un volume final de 100 μL. Incuber à la température ambiante pendant 15 minutes, protégé de la lumière. Ajouter 10 fois le volume de PBS / 1% FBS. Centrifuger pendant 5 min à 200 xg et RT.
  11. Incuber la suspension cellulaire pendant une nuit à 4 ° C, si nécessaire. Si cela est fait, remplissez le tube de suspension de cellules avec un milieu de cellules neurales plutôt que PBS / 1% de FBS. Placez le tube horizontalement et maintenez-le à 4 ° C.

4. Immunomarquage du ReTinal Cells

  1. Utilisez la conversion suivante pour déterminer le volume d'anticorps par numéro de cellule: 2 μL d'anticorps par 5,0 x 10 6 cellules dans un volume de 100 μL.
  2. Lavez les cellules et maintenez-les dans du PBS / 1% de FBS. Prenez une petite aliquote de cellules (5,0 x 10 6 cellules) pour utiliser comme témoin négatif (non marqué) au moment de la configuration de tri.
    Remarque: Ce contrôle négatif est essentiel pour l'étalonnage correct du trieur de cellule.
  3. Pour minimiser la liaison non spécifique des anticorps aux cellules qui expriment les récepteurs Fcγ II et III, ajouter 1 μL d'un anticorps CD16 / 32 anti-souris par 1,0 x 10 6 cellules dans un volume final de 50 μL en utilisant PBS / 1% FBS. Incuber pendant 10 min à la RT.
  4. Ajouter le cocktail d'anticorps à l'échantillon et mélanger doucement en pipettant. Incuber pendant 30 minutes dans un seau à glace. Assurez-vous que le seau à glace est recouvert, car la lumière pourrait compromettre l'expérience en raison du photoblanchage du fluoro marquéPhores.
    1. Préparez le cocktail d'anticorps en utilisant les anticorps suivants anti-souris marqués par fluorescence: CD90.2 AF-700, CD48 PE-Cyanine7, CD15 PE et CD57 non marqué.
      Note: Pour chaque anticorps, utilisez les concentrations suivantes pour 5,0 x 10 6 cellules: CD90.2 AF700, 1 μg; CD48 PE-Cyanine7, 0,4 μg; CD15 PE, 0,02 μg; Et CD57 non marqué, 0,4 μg.
      1. Utilisez les volumes selon les calculs suivants (en fonction des anticorps disponibles dans le commerce dans la Table des matériaux ): total de 5,0 x 10 7 cellules à étiqueter; 2 μL par 5,0 x 10 6 cellules = 20 μL de chaque anticorps; 4 anticorps différents = 80 μl de cocktail d'anticorps; Volume final = [(5,0 x 10 7 cellules totales) /5,0 x 10 6 cellules] x 100 = 1000 μL; 80 μL d'Abs + 50 μL de CD16 anti-souris / 32 + 870 μL de PBS / 1% de FBS = 1 000 μL.
        Note: Cette combinaison a fourni leCombinaison optimale de fluorochromes pour la configuration de l'instrument. Les paramètres suivants résument l'émission et l'excitation: AF-700, émission de 719 nm lorsqu'elle est excitée avec un laser à diode rouge de 638 nm; PE-Cyanine7, émission de 767 nm lorsqu'elle est excitée avec un laser à diodes bleues de 488 nm; Et PE, émissions de 575 nm lorsqu'elles sont excitées avec un laser à diodes bleues de 488 nm.
  5. Après l'incubation de 30 minutes, amener le volume jusqu'à 5 mL en utilisant du PBS / 1% de FBS. Lavez les échantillons en les centrifugant pendant 7 min à 200 xg et à la RT. Répétez la procédure une fois pour supprimer tous les anticorps non liés.
  6. Ajouter 2 μl d'anticorps secondaire (0,1 μg), qui lieront le CD57 de 5,0 x 10 6 cellules. Incuber pendant 30 min dans un seau à glace, comme à l' étape 4.4 . Lavez les cellules deux fois, comme à l' étape 4.5 .
    1. Étiquetez les cellules avec un anticorps secondaire si un anticorps primaire non marqué a été utilisé à l' étape 4.4 .
      Remarque: le deuxièmeL'anticorps choisi pour cette configuration est indiqué dans la Table des matières ; Il a une longueur d'onde d'émission de 421 nm. Utilisez-le avec un filtre passe-bande de 450/50 nm lorsqu'il est excité avec le laser à diode violette à 405 nm.
    2. Utilisez les volumes selon les calculs suivants (en fonction de l'anticorps disponible dans le commerce dans la Table des matériaux ): 2 μL par 5,0 x 10 6 cellules = 20 μL d'anticorps secondaire; Volume final = [(5,0 x 10 7 cellules totales) /5,0 x 10 6 cellules] x 50 = 500 μL; 20 μL d'Abs + 480 μL de PBS / 1% FBS = 500 μL.
  7. Conserver les cellules marquées dans PBS / 1% FBS. Compter les cellules en utilisant un hémocytomètre; Utiliser une concentration finale de cellules rétiniennes de 3,0 - 4,0 x 10 7 cellules / ml.
    Remarque: N'utilisez pas de milieu de culture cellulaire pour diluer les cellules car le phénol rouge peut augmenter l'autofluorescence, réduisant ainsi la résolution entre le négatifDes cellules positives et positives. La concentration cellulaire finale par volume dépend fortement du débit volumique de la configuration de l'instrument.
  8. Utilisez les contrôles à une seule couleur lors de l'installation pour minimiser les retombées de fluorescence.
    Remarque: Cette étape, également appelée compensation, est appliquée pour corriger le bruit créé par la combinaison de fluorophores. Les microsphères de polystyrène dans le PBS / 0,1% de BSA / 2 mM de NaN3 avec la capacité de lier des isotypes d'immunoglobuline (Ig) marqués par fluorescence de multiples espèces fournissent des contrôles positifs pour établir la compensation.
    1. Placez 3 gouttes de microsphères de polystyrène dans des tubes FACS stériles, en allouant un par fluorophore. Ajouter 1 μg du fluorophore correspondant à chaque tube. Incuber pendant 15 min à la température ambiante, protégé de la lumière. Ajouter 3 ml de PBS / 1% de FBS aux tubes d'échantillon. Centrifuger pendant 5 min à 200 xg et RT. Retirez soigneusement le surnageant et ré-endérez dans 250 μL de PBS / 1% de FBS.
    2. Pour configurer le contrôle négatifOls, utiliser des microsphères de polystyrène qui ne se lient pas aux Ig. Effectuez cette étape la veille, si nécessaire.

5. Stratégie de tri des cellules

Remarque: instructions spécifiques pour l'installation d'instruments pour FACS avec 355 nm, UV; 405 nm, violet; 488 nm, bleu; Et 640 nm, les lasers rouges avec une distribution de canal de fluorescence 2, 2, 5 et 3, respectivement. Le logiciel d'exploitation était DIVA version 8.0.1. Le tri cellulaire a été effectué avec une buse de 70 μm, une pression de gaine de 70 psi, une fréquence de 87,5, une amplitude de 48,6 avec une première rupture de chute à 333, un écart de 6, un tri de précision réglé sur une pureté à quatre points avec un masque de pureté par défaut (32) et une goutte Retard ajusté à 42,98 en utilisant des perles.

  1. Utiliser des tubes coniques en polypropylène à 15 ml comme récipients de collecte. Ajouter 5 ml du milieu de collecte (milieu de culture cellulaire) à chaque tube et faire pivoter le tube pour recouvrir les parois.
    Remarque: Cette étape empêche les cellules de coller sur les côtés de tLe tube de collecte. En variante, le tube peut être revêtu de FBS non dilué.
  2. Prendre en considération l'efficacité du trieur de cellule pour estimer le rendement final des cellules.
    Remarque: L'efficacité du genre varie en fonction du cytomètre de flux utilisé. Les RGC avec CD90.2 + CD48 neg CD15 nég CD57 nég phénotype comprennent environ 1% de toutes les cellules de la rétine.
  3. Faites passer le tri cellulaire par un opérateur qualifié (habituellement dans une installation centrale). Assurez-vous que l'instrument est nettoyé et stérilisé avec de l'éthanol à 70% avant l'acquisition de l'échantillon. Essuyez soigneusement l'extérieur des tubes de collecte avec 70% d'éthanol également.
  4. Si les cellules se sont installées ou agrégées, pipettez les cellules vers le haut et vers le bas et filtrez la suspension à travers un filtre de nylon stérile de 40 μm avant l'acquisition. Assurez-vous de contrôler la température et de la maintenir à 4 ° C pendant que le tri des cellules est en cours; Le fait de ne pas le faire réduira leJe cède.
  5. Discutez des détails du tri avec l'opérateur de tri des cellules avant d'effectuer les expériences.
    Remarque: Au moment de l'expérimentation, l'opérateur de classement de cellule aura cliqué sur une série de boutons dans la barre d'outils Espace de travail du logiciel d'acquisition pour le cytomètre. Il s'agit du navigateur , du cytomètre , de l' inspecteur , de la feuille de travail et du tableau de bord d'acquisition . La stratégie de tri cellulaire utilisée ici est connue sous le nom de type 2 voies. Deux populations sont collectées: les RGC enrichis et tous les autres types de cellules. Si des populations supplémentaires doivent être collectées, jusqu'à deux populations supplémentaires peuvent être isolées à 4 voies. Si des populations supplémentaires seront collectées, le trieur de cellule nécessite différents tubes de collecte et configuration.
  6. Effectuer une compensation pour corriger le chevauchement spectral des fluorophores.
    Remarque: ce processus peut être effectué manuellement en ajustantChaque paramètre, ou il peut être fait automatiquement dans le cadre du logiciel en cours d'utilisation. La plupart des logiciels pour l'équipement de tri cellulaire ont la possibilité d'une compensation automatisée. Il est considéré comme l'étalon-or et le type de compensation le plus précis. L'échantillon négatif (sans fluorophore) et les contrôles individuels préparés avec des microsphères de polysterène (perles de compensation) spécialement fabriquées pour lier tous les anticorps monoclonaux pertinents utilisés dans l'expérience seront utilisés dans cette étape.
    1. Sélectionnez Expérience> Configuration de la compensation> Créer des contrôles de compensation . Ajoutez les contrôles spécifiques au fluorophore de la liste affichée à l'écran. Cliquez sur OK .
      Remarque: Un tube de compensation pour chacun des contrôles sera affiché.
      1. Utilisez un contrôle non marqué (pas de fluorophore, étape 4.2 ) pour vérifier la lumière diffusée vers l'avant (FSC), la lumière diffusée latéralement (SSC) et la réception de la population initiale (P1).
    2. Installez le tube de contrôle négatif sur le cytomètre et cliquez sur Charger. Vérifiez que la population d'intérêt s'affiche et sélectionnez-la. Il s'agit de la population 1 (P1). Cliquez avec le bouton droit de la souris sur la porte P1 et sélectionnez Appliquer à Tous les contrôles de compensation . Cliquez sur Enregistrer les données . Une fois l'enregistrement terminé, cliquez sur Décharger et enlever le tube.
    3. Installez le tube suivant sur le cytomètre, tel qu'indiqué sur l'écran. Répétez l' étape 5.6.2 jusqu'à ce que toutes les données des contrôles aient été enregistrées.
    4. Sélectionnez Expérience> Configuration de la rémunération> Calculer la compensation . Enregistrez l'installation et nommez l'expérience. Cliquez sur Lien et Enregistrer .
      Remarque: La compensation est une étape nécessaire car elle supprime le chevauchement du spectre entre les détecteurs.
    5. Si une compensation manuelle est nécessaire, faites-en en ajustant les moyens des signaux positifs afin qu'ils soient égaux aux négatifs pour l'eacH des fluorochromes utilisés.
      Remarque: Cette étape est effectuée par l'opération de trieur de cellule et peut durer 30 min.
  7. Stratégie de gating ( Figure 3A ).
    1. Configurez P1 en traçant FSC contre SSC; Le FSC est indicatif de la taille et le SSC indique la complexité interne des cellules. Voir la figure 3A .
    2. Dessinez un diagramme pseudocolor de SSC-H (hauteur) par rapport à SSC-W (largeur) en utilisant la population sélectionnée à l' étape 5.7.1 (P1); Le diagramme pseudocolor permet la représentation visuelle de la densité des cellules par rapport à l'autre.
      Remarque: Une densité cellulaire inférieure est représentée par le bleu et le vert, alors que les zones rouge et orange représentent une forte densité cellulaire.
      1. Effectuez cette étape pour collecter des cellules uniques uniquement; La porte de cellule unique s'appelle P2. Voir la figure 3A .
    3. Répétez l'étape 5.7.2 àParcelle FSC-H versus FSC-W en utilisant P2. Assurez-vous que la sélection de cellules individuelles en «doublets» ou en agglomérants contient à la fois un marqueur positif et un marqueur négatif, fournissant une fausse positivité.
    4. Dessinez un diagramme pseudocolor de CD90.2 versus CD48. Sélectionnez toutes les cellules négatives CD90.2 + CD48 pour éliminer les monocytes de l'enrichissement RGC; Appelez cette porte CD90.2 + CD48 neg , ou P3. Voir la figure 3A .
    5. À l'aide de la population négative CD90.2 + CD48 sélectionnée ou de la porte P3, dessinez un diagramme pseudocolor de CD57 versus CD15 pour éliminer les contaminants des cellules amacrine de l'enrichissement RGC. Placez la CD15 nég CD57 neg population. Voir la figure 3A .
  8. Définissez les populations à collecter pour l'échantillon dans la fenêtre "Trier la disposition" et procédez au tri des cellules; L'échantillon à collecter est CD90.2 + CD48 nég CD15 nég CD57 nég P>.
    Remarque: La population à trier est sélectionnée dans le menu déroulant Ajouter dans la fenêtre de tri. Après avoir ajouté la population, il demandera des événements cibles ou le nombre d'événements à collecter. À tout moment, la mise en page de tri peut être modifiée en cliquant sur le champ Trier l'emplacement contenant la population. 0,9% ± 0,3 de RGC avec le phénotype CD90.2 + CD48 nég CD15 nég CD57 neg sont obtenus auprès de souris jeunes (5-7 semaines) et 0,5% ± 0,3 et anciennes (> 12 mois) C57BL / 6J 23 .
  9. En utilisant 25 000 cellules, effectuez une vérification de la pureté 23 . Voir la figure 3B -E.
    Remarque: La vérification de la pureté est le processus pour réanalyser les cellules triées afin de vérifier la précision du tri de la cellule. Une petite aliquote de cellules triées sera chargée sur le cytomètre pour vérifier l'efficacité du tri.
_title "> 6. Confirmation sur les marqueurs intracellulaires RGC

  1. Etiquetage intracellulaire.
    1. Fixer les cellules triées pendant 1 h et perméabiliser à 4 ° C pour rendre les cellules métaboliquement inactives et permettre la pénétration des anticorps intracellulaires.
    2. Diluer les anticorps suivants dans la solution de perméabilisation: protéine de liaison anti-ARN avec épissage multiple (RBPMS) à une dilution 1: 100 dans un stock de 100 μg / mL; Anti synucléine gamma (SNCG), 1: 100 dans un stock de 1 mg / mL; Protéine de domaine 3A (BRN3A) de type homeobox / POU spécifique au cerveau, 1: 100 dans un stock de 200 μg / mL; Et la tubuline beta de classe III anti-neuron spécifique (TUJ1), 1: 100 dans un stock de 1 mg / mL. Incuber les cellules et les solutions d'anticorps pendant 1 heure dans un seau à glace recouvert.
    3. Lavez les échantillons deux fois avec du PBS / 1% de FBS.
    4. Remettre en suspension les cellules dans l'anticorps secondaire marqué à l'AF488 approprié à une dilution de 1: 200 pendant 30 minutes dans un seau à glace.
    5. Lavez les échantillons comme à l' étape 6.1.3. Gardez les cellules dansPBS / 1% de FBS (250 μL) jusqu'à ce qu'ils soient prêts à analyser.

7. Validation de la cellule triée par qPCR Analyse

Remarque: voir la figure 4 .

  1. Extraction d'ARN 23 .
    1. Extraire l'ARN de 5,0 x 10 5 cellules triées par lyse cellulaire et homogénéisation suivie de l'addition de chloroforme.
    2. Transférer la phase supérieure, incolore à un microtube propre pour la précipitation d'alcool, puis la concentration d'extrait dans une colonne de spin. Effectuer une digestion ADNse sur la colonne.
    3. Lavez la colonne avec de l'eau sans RNase pour l'élution de l'ARN.
    4. Évaluer la concentration d'ARN par spectrophotométrie.
  2. La synthèse et la pré-amplification de l'ADNc.
    1. Utiliser 100 ng de matériau ARN et mélanger avec une solution contenant une enzyme de transcriptase inverse, un inhibiteur de ribonucléase recombinant (pour éviter la dégradation de l'ARN), le chlorure de magnésium (MgCL 2 ), et des désoxynucléotides.
    2. Mélanger le contenu du tube et incuber pendant 10 min à 25 ° C suivi de 60 min à 42 ° C. Terminer la réaction avec une incubation de 5 minutes à 85 ° C. Conservez l'ADNc résultant à -20 ° C jusqu'à ce qu'il soit prêt à l'emploi.
      Remarque: le matériau d'ADNc peut être stocké à -20 ° C pendant un mois si l'étape de préamplification ne peut être effectuée immédiatement.
  3. Préamplification de l'ADNc.
    1. Préamplifier le matériel d'ADNc à l'aide d'une série d'amorces spécifiques pour les multiples types de cellules de la rétine, y compris: les cellules ganglionnaires de la rétine, les cellules amacrine, les astrocytes, les cellules épithéliales du pigment rétinien, bipolaire, horizontale, photorécepteurs et rétiniennes, comme indiqué dans la référence 23 et dans la table Des matériaux .
      Note: La réaction de préamplification est préparée pour augmenter la sensibilité de la détection pour la quantification. La réaction de préamplification contient un mélange de l'amorceSe mélange à la table des matières ; 2,5 μl d'ADNc, qui a commencé à 100 ng d'ARN; Enzyme de transcriptase inverse; Et de l'eau libre de nuclease dans un volume final de 10 μL.
    2. Effectuer l'étape d'activation de l'enzyme à 95 ° C pendant 10 min, suivie de 14 cycles à 95 ° C pendant 15 s, suivie de 60 ° C pendant 4 min. Diluer le matériau préampli 1:10 dans le tampon Tris EDTA et le garder à -20 ° C jusqu'à ce qu'il soit prêt à l'emploi.
  4. 7,4 qPCR réaction.
    1. Préparez toutes les réactions de qPCR dans un volume final de 10 μL en utilisant l'ADNc dilué, préamplifié (2,5 μL), les amorces (listées dans la Table des matériaux ), l'eau exempte de nuclease et un concentré avec l'ADN polymérase et les désoxynucléotides.
    2. Utilisez les conditions d'instrument suivantes pour exécuter le qPCR: une étape de maintien de 50 ° C pendant 2 min, suivie de 95 ° C pendant 10 min. Effectuer un total de 40 cycles à 95 ° C pendant 15 s suivi de 60 ° C pendant 1 min. Effectuer tous mesurDans des répliques de trois.
    3. Effectuer une quantification relative en utilisant le seuil comparatif (C T ) après avoir déterminé les valeurs de C T pour le gène ménager et les gènes cibles dans chaque échantillon. Calculez le changement de pli relatif (R q ) en utilisant l'équation suivante: R q = 2 T -ΔC , où ΔC T = gène C T - gène de référence C T 23 .
      Remarque: Le C T est défini comme le cycle de PCR auquel le signal fluorescent du colorant rapporteur traverse un seuil arbitrairement placé 26 . Le C T est inversement lié à la quantité d'amplicon (produit de PCR) dans la réaction.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

L'étude approfondie des RGC est entravée par de nombreux facteurs, y compris leur faible fréquence et l'absence d'une méthodologie robuste et standardisée pour leur isolement. La figure 1 montre la méthodologie utilisée pour l'isolement des rétines. Les variations de la procédure d'énucléation existent en fonction du type d'analyse, comme si l'énucléation fait partie de l'expérimentation in vivo

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

FACS est la technique de choix pour purifier les populations cellulaires. D'autres méthodes d'isolement comprennent l'immunopanning, les perles magnétiques et l'appauvrissement de la fixation du complément. L'avantage de FACS par rapport à ces autres méthodes est basé sur l'identification simultanée des marqueurs de surface cellulaire avec des degrés d'intensité variables. L'intensité fluorescente de la molécule est proportionnelle à la quantité d'expression protéique. Jusqu'à pré...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont pas d'intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier M. Tim Higgins, Illustrateur principal du Département de microbiologie, d'immunologie et de biochimie, pour l'assistance vidéo technique; Dr. Matthew W. Wilson pour les discussions et les membres des laboratoires Jablonski et Morales-Tirado pour leurs commentaires utiles. Ce travail a été soutenu par le Prix du jeune chercheur de l'Institut de recherche d'Alcon (VMM-T), la Fondation de recherche de l'Université de Tennessee (VMM-T), l'Institut national des yeux EY021200 (MMJ), Gerwin Fellowship (VMM-T); La bourse pré-doctorale Gerwin (ZKG), la recherche médicale et le commandement du matériel du ministère de la Défense (VMM-T) et la subvention sans restriction de la recherche pour prévenir la cécité.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Anti-souris CD15 PEBioLegend125606Clone MC-480
Anti-souris CD48 PE-Cy7BioLegend103424Clone HM48-1
Anti-souris CD57Sigma AldrichC6680-100TSTClone VC1.1
Anti-souris CD90.2 AF700BioLegend105320Clone 30-H12
Brilliant Violet 421 Goat Anti-souris IgGBioLegend405317Clone Poly4053
Purifié Anti-souris CD16/32BioLegend101302FcgRII/III block, Clone 93
Zombie Aqua  ;BioLegend423102Discrimination des cellules vivantes/des cellules mortes
Sérum de veau fœtalHycloneSH30071.03Origine américaine
AbC Kit de perles de compensation totale des anticorpsThermo Fisher ScientificA10497Multi-species Ig
Neurobasal MediumThermo Fisher Scientific21103049Ajouter le sérum au milieu avant la culture.
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS)Thermo Fisher Scientific10010049Solution saline
Microscope de dissection OlympusSZ-PT ModèleStéréomicroscope
Centrifugeuse Sorvall ThermoScientificST 16RToute la centrifugation effectuée  ; à la
plaque de base RT &ndash ; Plateau de dissectionFisher ScientificSB15233FIMUne plaque de cire peut également être utilisée
ForcepsAesculap5002-74 ½ ; pouces
Ciseaux à iris, DroitAesculap13605 ½ ; pouces
Falcon 15 mL tubes coniquesFisher Scientific352097Tubes en polypropylène
Falcon 50 mL Tubes coniquesFisher Scientific352098Tubes en polypropylène
BD FACS TubesFisher Scientific352003Tubes en polypropylène
Boîtes de 40 mmMidSciTP93040Culture tissulaire traitée
70 &mu ; passoire en nylonMidSci70ICSstérile
40 &mu ; passoire en nylonMidSci40ICSstérile
Seringue BD 10 mLFisher Scientific301604 Seringue jetable sans aiguille
PestlesMidSciPEST
Wheaton VialsFisher Scientific986734No Liner
Aiguille BD 30 GFisher Scientific3051281 pouce
Chambre de comptage en verre Hausser Scientific Bright-LineFisher Scientific0267151BHémocytomètre
Gibco Trypan blue 0,4 % SolutionFisher Scientific15250061Viability
Tubes EppendorfFisher Scientific05-402-251,5mL
EVOS Imagerie des cellules floïdesThermo Fisher Scientific447113Imagerie par fluorescence avec un objectif 20X
100 % éthanolFisher Scientific04-355-452Utilisé pour fabriquer 70 % d’éthanol
Pipette Pipet-Lite LTS L-1000XLS+Rainin17014282LTS
Pipette Pipet-Lite LTS L-200XLS+Rainin17014391LTS Pipette
Pipet-Lite LTS L-20XLS+Rainin17014392LTS Pipette Rack LTS
LTS 1000 mL &ndash ; GPS-L1000SRainin17005088Blue Rack Supports d’embouts stériles
LTS 250 mL &ndash ; GPS-L250SRainin17005092Green Rack Supports d’embouts stériles
LTS 20 mL &ndash ; GPS-L10SRainin17005090Red Rack Pointes stériles
FACSAria II Trieur de cellulesBD BiosciencesN/ACommande personnalisée
LSR II CytomètreBD BiosciencesN/ACommande personnalisée
Abca8aThermo Fisher ScientificMm00462440_m1Mü ; ller cells
Aldh1alThermo Fisher ScientificMm00657317_m1Mü ; cellules ller
Aqp4Thermo Fisher ScientificMm00802131_m1Astrocytes
Calb2Thermo Fisher ScientificMm00801461_m1Amacrine, Horizontal
Cd68ThermoFisher ScientificMm03047340_m1Cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes
Gad2Thermo Fisher ScientificMm00484623_m1Amacrine
HprtThermo Fisher ScientificMm01545399_m1Ménage gene
Lhx1ThermoFisher ScientificMm01297482_m1Horizontal
Lim2ThermoFisher ScientificMm00624623_m1Horizontal
NrlThermo Fisher ScientificMm00476550_m1Photorécepteurs
Ntrk1Thermo Fisher ScientificMm01219406_m1Horizontal
Pcp4Thermo Fisher ScientificMm00500973_m1Bipolaire, Amacrine
Pou4f1ThermoFisher ScientificMm02343791_m1Cellules
Prdx6Thermo Fisher ScientificMm00725435_s1Astrocytes
PrkcaThermo Fisher ScientificMm00440858_m1Bipolaire
Prox1Thermo Fisher ScientificMm00435969_m1Horizontal
PvalbThermo Fisher ScientificMm00443100_m1Amacrine
RbpmsThermo Fisher ScientificMm02343791_m1Cellules ganglionnaires rétiniennes
Rom1Thermo Fisher ScientificMm00436364_g1Photorécepteurs
Rpe65Thermo Fisher ScientificMm00504133_m1Cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes
Slc1a3Thermo Fisher ScientificMm00600697_m1Astrocytes
Slc6a9Thermo Fisher ScientificMm00433662_m1Amacrine
SncgThermoFisher ScientificMm00488345_m1Cellules ganglionnaires rétiniennes
Tubb3Thermo Fisher ScientificMm00727586_s1Cellules ganglionnaires rétiniennes
VimThermo Fisher ScientificMm01333430_m1Mü ; cellules ller
Taqman Universal Master MixThermo Fisher Scientific4440047qPCR Réactif
miRNeasy Mini KitQiagen217004Isolation de l’ARN
SuperScript VILO Kit de synthèse d’ADNcThermo Fisher Scientific11754250Synthèse d’ADNc
Taqman PreAmp Master MixThermo Fisher Scientific4391128Étape de préamplification
BD Cytofix/ CytopermBD Biosciences554714Tampon de fixation/ perméabilisation
BD Perm/ WashBD Biosciences554723Solution de perméabilisation
RBPMSSanta Cruz Biotechnologysc-86815Anticorps intracellulaire
SNCGGene TexGTX110483Anticorps intracellulaire
BRN3ASanta Cruz BiotechnologySC-8429Anticorps intracellulaire
TUJ1BioLegend801202anticorps intracellulaire
stérile ganglionnaires rétiniennes

Références

  1. Flammer, J., Orgul, S. Optic nerve blood-flow abnormalities in glaucoma. Prog Retin Eye Res. 17 (2), 267-289 (1998).
  2. Bathija, R. Optic nerve blood flow in glaucoma. Clin Exp Optom. 83 (3), 180-184 (2000).
  3. Osborne, N. N., Melena, J., Chidlow, G., Wood, J. P. A hypothesis to explain ganglion cell death caused by vascular insults at the optic nerve head: possible implication for the treatment of glaucoma. Br J Ophthalmol. 85 (10), 1252-1259 (2001).
  4. Morgan, J. E. Circulation and axonal transport in the optic nerve. Eye (Lond). 18 (11), 1089-1095 (2004).
  5. Tian, N., Hwang, T. N., Copenhagen, D. R. Analysis of excitatory and inhibitory spontaneous synaptic activity in mouse retinal ganglion cells. J Neurophysiol. 80 (3), 1327-1340 (1998).
  6. Schmidt, K. G., Bergert, H., Funk, R. H. Neurodegenerative diseases of the retina and potential for protection and recovery. Curr Neuropharmacol. 6 (2), 164-178 (2008).
  7. Dreher, B., Sefton, A. J., Ni, S. Y., Nisbett, G. The morphology, number, distribution and central projections of Class I retinal ganglion cells in albino and hooded rats. Brain Behav Evol. 26 (1), 10-48 (1985).
  8. Williams, R. W., Strom, R. C., Rice, D. S., Goldowitz, D. Genetic and environmental control of variation in retinal ganglion cell number in mice. J Neurosci. 16 (22), 7193-7205 (1996).
  9. Jeon, C. J., Strettoi, E., Masland, R. H. The major cell populations of the mouse retina. J Neurosci. 18 (21), 8936-8946 (1998).
  10. Surgucheva, I., Weisman, A. D., Goldberg, J. L., Shnyra, A., Surguchov, A. Gamma-synuclein as a marker of retinal ganglion cells. Mol Vis. 14, 1540-1548 (2008).
  11. Nadal-Nicolas, F. M., et al. Brn3a as a marker of retinal ganglion cells: qualitative and quantitative time course studies in naive and optic nerve-injured retinas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 50 (8), 3860-3868 (2009).
  12. Kwong, J. M., Caprioli, J., Piri, N. RNA binding protein with multiple splicing: a new marker for retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (2), 1052-1058 (2010).
  13. Van Bergen, N. J., et al. Recharacterization of the RGC-5 retinal ganglion cell line. Invest Ophthalmol Vis Sci. 50 (9), 4267-4272 (2009).
  14. Wood, J. P., Chidlow, G., Tran, T., Crowston, J. G., Casson, R. J. A comparison of differentiation protocols for RGC-5 cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (7), 3774-3783 (2010).
  15. Barres, B. A., Silverstein, B. E., Corey, D. P., Chun, L. L. Immunological, morphological, and electrophysiological variation among retinal ganglion cells purified by panning. Neuron. 1 (9), 791-803 (1998).
  16. Hong, S., Iizuka, Y., Kim, C. Y., Seong, G. J. Isolation of primary mouse retinal ganglion cells using immunopanning-magnetic separation. Mol Vis. 18, 2922-2930 (2012).
  17. Julius, R. S. The sensitivity of exponentials and other curves to their parameters. Comput Biomed Res. 5 (5), 473-478 (1972).
  18. Reif, A. E., Allen, J. M. The Akr Thymic Antigen and Its Distribution in Leukemias and Nervous Tissues. J Exp Med. 120, 413-433 (1964).
  19. Watanabe, M., Noguchi, T., Tsukada, Y. Regional, cellular, and subcellular distribution of Thy-1 antigen in rat nervous tissues. Neurochem Res. 6 (5), 507-519 (1981).
  20. Haeryfar, S. M., Hoskin, D. W. Thy-1: more than a mouse pan-T cell marker. J Immunol. 173 (6), 3581-3588 (2004).
  21. Sahagun, G., Moore, S. A., Fabry, Z., Schelper, R. L., Hart, M. N. Purification of murine endothelial cell cultures by flow cytometry using fluorescein-labeled griffonia simplicifolia agglutinin. Am J Pathol. 134 (6), 1227-1232 (1989).
  22. Shoge, K., et al. Rat retinal ganglion cells culture enriched with the magnetic cell sorter. Neurosci Lett. 259 (2), 111-114 (1999).
  23. Chintalapudi, S. R., et al. Isolation and Molecular Profiling of Primary Mouse Retinal Ganglion Cells: Comparison of Phenotypes from Healthy and Glaucomatous Retinas. Front Aging Neurosci. 8, 93(2016).
  24. Nagdeve, N. G., Yaddanapudi, S., Pandav, S. S. The effect of different doses of ketamine on intraocular pressure in anesthetized children. J Pediatr Ophthalmol Strabismus. 43 (4), 219-223 (2006).
  25. Ding, C., Wang, P., Tian, N. Effect of general anesthetics on IOP in elevated IOP mouse model. Exp Eye Res. 92 (6), 512-520 (2011).
  26. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative C(T) method. Nat Protoc. 3 (6), 1101-1108 (2008).
  27. Aerts, J., Nys, J., Arckens, L. A highly reproducible and straightforward method to perform in vivo ocular enucleation in the mouse after eye opening. J Vis Exp. (92), e51936(2014).
  28. Li, X., et al. Loss of AP-2delta reduces retinal ganglion cell numbers and axonal projections to the superior colliculus. Mol Brain. 9 (1), 62(2016).
  29. Moshiri, A., et al. Near complete loss of retinal ganglion cells in the math5/brn3b double knockout elicits severe reductions of other cell types during retinal development. Dev Biol. 316 (2), 214-227 (2008).
  30. Danias, J., et al. Quantitative analysis of retinal ganglion cell (RGC) loss in aging DBA/2NNia glaucomatous mice: comparison with RGC loss in aging C57/BL6 mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 44 (12), 5151-5162 (2003).
  31. Jakobs, T. C., Ben, Y., Masland, R. H. CD15 immunoreactive amacrine cells in the mouse retina. J Comp Neurol. 465 (3), 361-371 (2003).
  32. Uusitalo, M., Schlotzer-Schrehardt, U., Kivela, T. Ultrastructural localization of the HNK-1 carbohydrate epitope to glial and neuronal cells of the human retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 44 (3), 961-964 (2003).
  33. Jackson, C. J., Garbett, P. K., Nissen, B., Schrieber, L. Binding of human endothelium to Ulex europaeus I-coated Dynabeads: application to the isolation of microvascular endothelium. J Cell Sci. 96 ( Pt 2), 257-262 (1990).
  34. Pennartz, S., Perraut, M., Pfrieger, F. Purification of retinal ganglion cells from postnatal rats by magnetic cell sorting. MACSmore. 12 (2), 16-18 (2010).
  35. Nadal-Nicolas, F. M., et al. Displaced retinal ganglion cells in albino and pigmented rats. Front Neuroanat. 8, 99(2014).
  36. Nadal-Nicolas, F. M., Salinas-Navarro, M., Vidal-Sanz, M., Agudo-Barriuso, M. Two methods to trace retinal ganglion cells with fluorogold: from the intact optic nerve or by stereotactic injection into the optic tract. Exp Eye Res. 131, 12-19 (2015).
  37. Barnstable, C. J., Drager, U. C. Thy-1 antigen: a ganglion cell specific marker in rodent retina. Neuroscience. 11 (4), 847-855 (1984).
  38. Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus. J Vis Exp. (16), (2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Isolement cellulairecellules murines primairestri cellulaireimmunomarquageCD90.2 positifCD48 négatifcontrôles de compensationpopulation de cellules viables
Isolement des cellules de ganglion rétiniennes murines primaires (RGC) par cytométrie de flux
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.