Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Détection de la colonisation de Escherichia Coli entéro-hémorragique en hôte murin par système de Bioluminescence Non invasif In Vivo

9K vues

⸱

DOI :

10.3791/56169

⸱

9 avril 2018

 ,  , 
1Institute of Basic Medical Sciences, College of Medicine, National Cheng Kung University, 2Department of Biochemistry and Molecular Biology, College of Medicine, National Cheng Kung University

Dans cet article

Résumé

Un protocole détaillé d’un modèle de souris pour entérohémorragique Escherichia coli (EHEC) colonisation en utilisant des bactéries marquées bioluminescence est présenté. La détection de ces bactéries bioluminescentes par un non invasif in vivo d’imagerie système animaux vivants peut avancer notre compréhension actuelle de la colonisation de l’ECEH.

Résumé

Entérohémorragique Escherichia coli (EHEC) O157 : H7, qui est un agent pathogène d’origine alimentaire de cette causesdiarrhea, la colite hémorragique (HS), et de syndrome hémolytique et urémique (SHU), coloniser pour le tractus intestinal de l’homme. Pour étudier le mécanisme détaillé de EHEC colonisation in vivo, il est essentiel d’avoir des modèles animaux de surveiller et de quantifier la colonisation ECEH. Nous montrons ici un modèle de colonisation souris-ECEH en transformant le plasmide exprimant bioluminescent à EHEC de surveiller et de quantifier la colonisation ECEH chez les hôtes de la vie. Animaux inoculés avec marqué bioluminescence EHEC affichent des signaux bioluminescentes intenses chez les souris par détection avec un non invasif en vivo système d’imagerie. Après que 1 à 2 jours après l’infection, signaux bioluminescentes pourraient toujours être détectés chez les animaux infectés, ce qui suggère que les EHEC colonisent en hôtes pendant au moins 2 jours. Nous démontrons également que ces EHEC bioluminescentes localiser à l’intestin de souris, plus précisément dans le caecum et le côlon, des images ex vivo . Ce modèle de colonisation souris-EHEC peut servir d’outil pour faire avancer les connaissances actuelles sur le mécanisme de colonisation ECEH.

Introduction

EHEC O157 : H7 est un pathogène qui provoque la diarrhée1, HS2, HUS3et une insuffisance rénale aiguë même4 par contamination de l’eau ou de nourriture. EHEC est un enterobacterium pathogène et colonise dans le tube digestif de l’homme1. Lorsque EHEC a tout d’abord adhérer à l’épithélium intestinal hôte, ils injectent les facteurs de colonisation dans les cellules de l’hôte à travers le système de sécrétion type III (T3SS) qui fonctionne comme une seringue moléculaire induisant une fixation et effacement (A/E) lésion suite à appliquer adhérence (colonisation)5. Ces gènes impliqués dans la formation de lésions A/E sont codés par le locus de l’entérocyte effacement (LEE) pathogénicité île5.

Bioluminescence est une réaction chimique produisant de la lumière, dans laquelle luciférase catalyse la luciférine de substrat pour générer de la lumière visible6. Ce processus enzymatique nécessite souvent la présence d’oxygène ou de l’adénosine triphosphate (ATP)6. Bioluminescence imaging (BLI) permet aux chercheurs de la visualisation et la quantification des interactions hôte-pathogène dans les animaux vivants7. BLI peut caractériser le cycle d’infection bactérienne chez les animaux vivants en suivant les bactéries bioluminescentes comme ils migrent vers et envahissent les différents tissus7; Cela révèle une progression dynamique de l’infection. En outre, la charge bactérienne chez les animaux est liée à la bioluminescence signal8; Il est donc un indicateur commode pour estimer les conditions pathologiques des animaux d’expérimentation d’une manière simple et directe.

Le plasmide utilisé ici contenait l’opéron luciférase, luxCDABE, qui est de la bactérie Photorhabdus luminescens qui encode ses propres luciférase substrat7,9. En transformant ce plasmide exprimant luciférase en bactéries, les processus de colonisation et l’infection peuvent être surveillés en observant ces bactéries bioluminescentes animaux vivants. Dans l’ensemble, BLI et bactéries marquées bioluminescence permettent aux chercheurs de suivre le nombre de bactéries et de l’emplacement, la viabilité bactérienne avec des antibiotiques/thérapie de traitement et l’expression de gène bactérien infection/colonisation6, 7. on a signalé des nombreuses bactéries pathogènes qui expriment l’opéron luxCDABE d’examiner leur expression de cycle ou de gène d’infection dans l’infection. Ces bactéries, y compris des uropathogènes e. coli10à EHEC8,11,12,13, entéropathogène e. coli (EPEC)8, Citrobacter rodentium14,15, Salmonella typhimurium16, Listeria monocytogenes17, Yersinia enterocolitica18,19, et Vibrio cholerae20, ont été documentés.

Plusieurs modèles expérimentaux ont été développés pour faciliter l’étude des EHEC colonisation in vitro et in vivo21,22,23. Cependant, il y a un manque de modèles animaux appropriés pour étudier l’ECEH colonisation in vivoet ainsi une pénurie résultante de détails. Pour faciliter l’étude du EHEC colonisation mécanisme in vivo, il est utile de construire des modèles animaux pour observer et quantifier la colonisation d’ECEH dans les animaux vivants dans une méthode non invasive.

Ce manuscrit décrit un modèle de colonisation de souris-ECEH qui utilise un système exprimant bioluminescent pour surveiller la colonisation EHEC au fil du temps chez les hôtes vivants. Souris sont inoculées par voie intragastrique avec marqué bioluminescence EHEC et le signal de bioluminescent est détecté chez les souris avec un non invasif in vivo d’imagerie système13. Souris infectées avec marqué bioluminescence ECEH ont montré des signaux bioluminescentes significatives dans leur intestin après que 2 jours après l’infection, ce qui suggère que ces bactéries ont colonisé dans l’intestin de l’hôte après que 2 jours après l’infection. Données d’image ex vivo ont montré que cette colonisation est spécifiquement dans le caecum et le côlon des souris. En utilisant ce modèle de souris-ECEH, la colonisation de EHEC bioluminescente peut être détectée dans l’accueil de la vie par une in vivo d’imagerie système, afin d’étudier les mécanismes détaillés de la colonisation des bactéries entériques, qui peut favoriser une meilleure compréhension dans Changements physiologiques et pathologiques induits par ECEH.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

ATTENTION : EHEC O157 : H7 est un niveau de biosécurité 2 (BSL-2) pathogène selon les Centers for Disease Control and Prevention (CDC) instruction de biosécurité (https://www.cdc.gov/). Par conséquent, toutes les procédures expérimentales impliquant ECEH doivent être effectuées dans un établissement de BSL-2. Porter des gants et blouses tout en exécutant l’expérience. Travailler dans une cabinet de biosécurité certifiée (BSC). Désinfecter le banc expérimental avant et après la procédure expérimentale avec l’éthanol à 70 %. Tous les instruments ou matériel que EHEC contact (ou potentiellement contact) doit être désinfecté avec l’éthanol à 70 % ou l’eau de Javel. Les déchets contaminés (ou potentiellement contaminés) devraient être soigneusement scellé et stérilisés à l’autoclave. Portez un masque, des lunettes de protection, double gants ou une combinaison, si nécessaire. Les souris femelles C57BL/6 de 6 semaines ont été achetés et maintenues à la laboratoire Animal Center de la National Cheng Kung University (NCKU). Les expérimentations animales ont été approuvées par le Comité emploi de NCKU (numéro d’agrément 104-039) et d’institutionnels animalier.

1. génération de bactéries ECEH marqués au Bioluciferase

  1. Mélanger 50 ng d’acide désoxyribonucléique (ADN), 1 μL de 10 μM avant et marche arrière amorces, désoxynucléotides de 2,5 mM 2 μL (dNTPs), 2 μl 10 x tampon, 0,2 μL ADN polymérase et eau bidistillée stérile (ddH2O) pour un volume final de 20 μL d’amplifier le anti-kanamycine cassette, de gène nptII 24. La matrice d’ADN est du pBSL18024, qui est acheté depuis le projet National de BioResource (PRBN). Les conditions de la PCR sont répertoriées dans le tableau 1 et la séquence d’amorçage est disponible dans le tableau 2.
  2. Ligaturer les produits PCR à un vecteur de clonage commercial suivant le kit du protocole (voir Table des matières).
  3. Le fragment de gène nptII depuis le vecteur de clonage par NsiI et SmaI l’accise et de cloner dans pBBR1MCS4, qui est digéré par la NsiI et ScaI du pAKlux29 pour créer le plasmide résistant à la kanamycine, pWF27813.
  4. L’opéron luxCDABE , de la luciférase exprimant le plasmide9, pAKlux2, par SpeI-HF et ScaI et clone de l’accise à SpeI-HF et SmaI digéré pWF278 pour générer la kanamycine résistant et luciférase exprimant le plasmide, pWF27913.
    Remarque : Pour les extractions de plasmide et les fragment excisé des purifications, utilisez l’extraction de plasmide commerciale et le kit d’extraction de gel, respectivement. Pour la digestion enzymatique, mélanger 100 ng ADN, 1 tampon de x 10 μL, 1 μL de chaque enzyme de restriction sélectionné et ddH stérile2O pour un volume total de 10 μL et incuber à 37 ° C pendant 2,5 à 3 h.
  5. Transformer le plasmide pWF279 cellules compétentes d’Escherichia coli O157 : H7 EDL933 par électroporation avec 2 500 V pour 4 ms.
  6. Incuber les cellules bactéries transformées en milieu Luria-Bertani (LB) 1 mL à 37 ° C pendant 1 h.
  7. Plaque de la bactérie sur une gélose LB additionné de 50 µg/mL de kanamycine à 37 ° C pendant 16-18 h.
  8. Vérifier le signal de bioluminescent de la plaque par un in vivo d’imagerie machine le lendemain. Prélever une colonie unique sur la plaque et il culture dans 3 mL LB additionné de 50 kanamycine µg/mL à 37 ° C pendant 16-18 h.
  9. Préparer bactérienne stock moyen en diluant 100 % glycérol stérile ddH2O faire la solution de glycérol de 30 %.
  10. Congeler le résistant à la kanamycine e. coli O157 : H7 EDL933 bactéries porteuses de plasmide luciférase comme un stock bactérien dans un bouchon à vis cryovial comme un ratio de 1:1 de solution de glycérol bactéries culture et 30 % à-80 ° C. La concentration finale de glycérol est de 15 %.

2. préparation de bactéries ECEH bioluminescente pour l’Inoculation par voie orale

NOTE : L’organigramme de la chronologie des procédures expérimentales pour la préparation de l’ECEH et gavage oral de souris est présentée dans la Figure 1 pour aider à la préparation expérimentale.

  1. Bactéries strie e. coli O157 : H7 EDL933 hébergeant des plasmides de luciférase sur une gélose LB avec 50 kanamycine µg/mL de stock de-80 ° C. Cultiver les bactéries pendant 16-18 h à 37 ° C.
  2. Prélever une colonie unique sur la plaque pendant la nuit et de la culture dans un milieu 3 mL LB avec 50 kanamycine µg/mL pendant 16 à 18 h dans un incubateur à 37 ° C à 220 tr/mn.
  3. Repiquer les bactéries (dilution 1 : 100) en kanamycine (50 µg/mL) contenant le bouillon LB pour 2,5 à 3 h dans un incubateur à 37 ° C à 200 tr/min. (Par exemple, ajouter 2 mL cultivées pendant la nuit à 200 mL LB additionné à la kanamycine (50 µg/mL), les bactéries).
  4. Incuber les bactéries pour 2,5 à 3 h et mesurer la valeur de la densité optique à 600 nm (OD600) jusqu'à ce que la valeur est de 0,9 à 1. Le nombre de cellules bactériennes a atteint une densité d’environ 108 d’unités formant colonies (UFC) / mL.
  5. Centrifuger les bactéries re-cultivées à 8 000 x g pendant 30 min, 4 ° C.
  6. Éliminer le liquide surnageant sans agiter le culot de bactéries et laver le culot avec 100 mL de solution saline 0,9 % stérile normale par agitation douce.
  7. Répétez une fois les étapes 2.5 et 2.6.
  8. Après le lavage, centrifuger la culture bactérienne à 8 000 x g pendant 30 min, 4 ° C et éliminer le surnageant doucement.
  9. Le culot de condensat à 100 fois avec du sérum physiologique 0,9 %. Par exemple, si les bactéries de 200 mL sont centrifugés, ajouter physiologique de 2 mL pour suspendre le culot.
  10. Confirmer les bactéries UFC (il faut environ 109 UFC/100 μL après la condensation dans une solution saline normale) en ensemençant les bactéries concentrées à travers une dilution en série 10 fois25.

3. souris Gavage Oral d’ECEH

  1. Traiter les souris C57BL/6 femelles de 6 semaines avec de l’eau streptomycine (5 g/L) pendant 24 h.
  2. Après 24 h, passer à l’eau potable ordinaire pour un autre 24h avant le gavage. Après le traitement de l’eau ordinaire pendant 24 h, les souris sont prêts pour gavage oral d’ECEH.
  3. Remplir la seringue de 100 bactéries ECEH de μL en tirant sur le piston. N’assurer aucune bulle d’air dans la seringue. Enlever les bulles à faire claquer la seringue avec les doigts.
  4. Soulever l’animal doucement et placez-le sur le dessus de la cage avec soin.
  5. Saisir la souris par la queue avec soin, et l’animal sera prise au sommet de la cage et tenter de s’éloigner.
  6. Freiner doucement la souris en saisissant la peau du cou et le dos de l’animal avec le pouce et l’index pour empêcher le mouvement de la tête de la souris.
  7. Maintenez le pointeur de la souris en position verticale pour insérer l’aiguille de gavage et s’assurer que la tête de la souris est bien immobile et verticale.
  8. Insérer l’aiguille de gavage dans la bouche de la souris après le toit de la bouche et descendre dans le œsophage et vers l’estomac.
  9. Quand l’aiguille insérée est la moitié ou les deux-tiers longueur chez la souris, injecter 100 bactéries ECEH μL, qui contiennent environ 109 UFC cellules.

4. visualisation

  1. Après le gavage oral, détecter les signaux bioluminescents sur 1 à 2 jours.
  2. Avant d’examiner les signaux bioluminescentes des animaux, anesthésier les en les plaçant dans une chambre de 2,5 % isoflurane avec 1,5 L/min d’oxygène.
  3. Attendez 2 à 5 min jusqu'à ce que toutes les souris deviennent inconscient et le déplacement de l’arrêt. Les animaux sont prêts pour la détection in vivo de la bioluminescence.
  4. Détecter et image bioluminescentes signaux d’animaux par un in vivo système d’imagerie. Veuillez voir la Section 5 « D’Acquisition de données » pour le fonctionnement du logiciel. Au cours du processus d’imagerie, tous les animaux subissent un approvisionnement continu de 2,5 % isoflurane avec 1,5 L/min d’oxygène.
    1. Cliquez sur fichier > direct et manuellement, se concentrer sur la souris.
    2. Sélectionner l’intensité de l’exposition temps et laser.
    3. Cliquez sur acquérir > capturer.
  5. Pour l’imagerie ex vivo , euthanasier les souris par dislocation cervicale et retirez l’intestin entier des souris infectées. Placer les intestins dans une image et une boîte de Pétri à 9 cm in vivo système d’imagerie. Le réglage est le même que le in vivo l’imagerie sauf que le champ de vision est réglé comme A/B. Veuillez voir la Section 5 « D’Acquisition de données » pour plus de détails.
    Remarque : Méthode pour la dislocation cervicale : maîtriser les souris sur le dessus de la cage en saisissant la queue d’une main pour que les animaux saisir la cage. Placer un marqueur ou le pouce et l’index de l’autre main contre l’arrière du cou à la base du crâne. Poussez vers l’avant avec la main ou un objet tout en retenant la tête et tirer vers l’arrière avec la main qui tient la queue rapidement.
    Examinez pour confirmer un arrêt respiratoire et aucun battement de cœur.

5. Acquisition de données

Remarque : Le logiciel utilisé pour l’acquisition de données est répertorié dans la Table des matières.

  1. Pour l’acquisition de l’image, ouvrez le panneau de contrôle d’Acquisition du logiciel (Figure 2).
  2. « Luminescents », sélectionnez « photographie » et « Overlay ».
  3. Temps d’exposition défini comme « Auto ». La valeur Binning comme « Moyenne ».
  4. Néc ƒ/stop 1 luminescentes et 8 pour la photographie. Ƒ/stop contrôles de la quantité de lumière reçue par le détecteur de CCD.
  5. Définissez le champ de vision basée sur le champ des images qui présentent un intérêt à acquérir. Option « D » peut tenir cinq souris âgés de 6 semaines et leur image tout à la fois. « C » peut l’image trois souris âgés de 6 semaines dans un champ.
  6. Une fois que les souris/échantillons sont prêts pour l’imagerie, cliquez sur « Acquérir » pour l’acquisition d’images.
  7. Ouvrir les données d’image qui a été acquis.
  8. Ouvrez le panneau de la Palette d’outils (Figure 3).
  9. Sélectionnez Outils ROI. Nous vous recommandons le cercle (celui le plus à gauche) dans la plage de la région de bioluminescente sur images (Figure 4).
  10. Cliquez sur « Mesure ROIs » (icône représentant un crayon) pour mesurer l’intensité bioluminescente surface (Figure 3). Le panneau de retour sur investissement des mesures et les valeurs de quantification apparaissent (Figure 5).
  11. Utiliser la mesure de la configurer sur le coin gauche du panneau mesures de ROI pour sélectionner les valeurs/informations nécessaires (Figure 6), sinon cliquez sur « Exporter » pour exporter ce tableau de données et l’enregistrer comme fichier .csv (Figure 5).
  12. Utilisez les valeurs de la colonne « Flux Total (p/s) » comme la quantification bioluminescentes intensité dans le fichier .csv.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Que nous administrons marqué bioluminescence EHEC (~ 109 cellules bactériennes) à des souris C57BL/6 femelles 6 - anciennes semaine par gavage. Après l’inoculation par voie orale d’ECEH chez la souris à 1 h, les animaux ont été examinés pour signal de bioluminescence par le système d’imagerie in vivo comme illustré à la Figure 7. Les résultats ont montré un signal fort de bioluminescent chez des souris de gavage avec marqué bioluminescence...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Il a été signalé que EHEC transformé avec plasmide de la luciférase a été utilisé pour examiner sa localisation en hôtes ou gene expression in vivo8,11,12. Le modèle murin démontré ici a aussi signalé pour détecter le moment de EHEC colonisé et la localisation dans hôte murine8. Néanmoins, nous fournissons le protocole en détail comment administrer l’inoculation à des souris ECEH par voie intraga...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous reconnaissons Chi-Chung Chen de la Department of Medical Research, Chi Mei Medical Center (Tainan, Taïwan) à l’aide de la souris, maladies infectieuses et le soutien du centre animaux Laboratoire National Cheng Kung University. Ce travail est soutenu par le ministre de la Science et la technologie (MOST) accorde (plus 104-2321-B-006-019, 105-2321-B-006-011,-005 and106-2321-B-006) aux CC.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Incubateur à agitateurYIH DERLM-570Rincubation de bactéries  ;
Incubateur à secousses orbitalesFIRSTEKS300incubation de bactéries  ;
pBSL180source du gène nptII
pAKlux2source de luxCDABE opéron
T& Un kit de clonageYeastern BiotechFYC001-20Pà utiliser pour le clonage TA
Nsi INEBR0127Sutilisation pour le clonage de plasmides  ;
Sca INEBR0122Sutilisation pour le clonage de plasmides  ;
Spe I-HFNEBR0133Sutilisation pour le clonage de plasmides  ;
Sma JeUtilisation du NEBR0141Spour le clonage de plasmides  ;
T4 ligaseNEBM0202Spour le clonage de plasmides  ;
Ex TaqTaKaRaRR001Autilisation pour l’amplification PCR
10X Ex Taq BufferTaKaRaRR001Autilisation pour l’amplification
PCR dNTP Mixture  ;TaKaRaRR001Autilisation pour l’amplification PCR
Machine PCRappliquée Biosystem  ;2720 Thermocycleur  ;  ; pour l’amplification par PCR
GlycérolSIGMAG5516-1Là utiliser pour la solution de stockage de bactéries
NaClSigma31434-5KG-Rproduit chimique pour la fabrication du milieu LB, 10 g/L
TryptoneCONDA pronadisaCat 1612.00Produit chimique pour la fabrication du milieu LB, 10 g/L
Poudre d’extrait de levureAffymetrix23547-1 KGProduit chimique pour la fabrication du milieu LB, 5 g/L
AgarCONDA pronadisaCat 1802.00produit chimique pour la fabrication de la gélose LB
kanamycine  ;Antibiotiques SigmaK4000-5G, à utiliser pour la séléciton
streptomycine  ;Antibiotiques SigmaS6501-100G, éliminer le microbiote chez la souris
EDL933 cellule compétenteLa méthode maisonest sur le document supplémentaire  ;
ÉlectroporateurMicroPulserpour électroporation
Cuvettes d’électroporationGene Pulser/MicroPulser1652086pour électroporation
Centrifugeuse à grande vitesseBeckman CoulterAvanti, J-26S XPutilisation pour la centrifugation des bactéries  ;
Rotor à angle fixeBeckman CoulterJA25.5pour la centrifugation des bactéries  ;
Rotor à angle fixeBeckman CoulterJLA10.5pour la centrifugation des bactéries  ;
bouteilles centrifugesBeckman CoulterREF357003utilisation pour la centrifugation des bactéries  ;
bouteilles centrifugesThermo Fisher scientific3141-0500utilisation pour la centrifugation des bactéries  ;
Biophotomètre Eppendorf Plus  ;eppendorfAG 22331 hambourgpour la mesure de la valeur OD600 des
souris C57BL/6Blouse de laboratoire du Centre des animaux de laboratoire du NCKU
, gantspour la protection du personnel.
isoflurane  ;Panion & BF Biotech Inc.G-8669pour anesthésie de souris,
seringue de 1 mlutilisation pour le gavage oral de souris
Aiguille d’alimentation réutilisable à pointe sphérique de 22 G 0,9 mm X L 50 mmà utiliser pour le gavage oral de souris
utilisation pour l’expérience sur les souris
Système d’imagerie Xenogen IVIS 200Perkin ElmerIVISutilisation pour la capture d’images bioluminescentes  ;
Logiciel d’image vivantePerkin Elmerversion 4.1à utiliser pour quantifier les données d’image
Utilisation de la de qualité pharmaceutique&phi ; Spectre

Références

  1. Pennington, H. Escherichia coli O157. Lancet. 376 (9750), 1428-1435 (2010).
  2. Mayer, C. L., Leibowitz, C. S., Kurosawa, S., Stearns-Kurosawa, D. J. Shiga toxins and the pathophysiology of hemolytic uremic syndrome in humans and animals. Toxins (Basel). 4 (11), 1261-1287 (2012).
  3. Tarr, P. I., Gordon, C. A., Chandler, W. L. Shiga-toxin-producing Escherichia coli and haemolytic uraemic syndrome. Lancet. 365 (9464), 1073-1086 (2005).
  4. Obrig, T. G. Escherichia coli Shiga Toxin Mechanisms of Action in Renal Disease. Toxins (Basel). 2 (12), 2769-2794 (2010).
  5. Nguyen, Y., Sperandio, V. Enterohemorrhagic E. coli (EHEC) pathogenesis. Front Cell Infect Microbiol. 2, 90(2012).
  6. Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria. Methods Mol Biol. 574, 137-153 (2009).
  7. Hutchens, M., Luker, G. D. Applications of bioluminescence imaging to the study of infectious diseases. Cell Microbiol. 9 (10), 2315-2322 (2007).
  8. Rhee, K. J., et al. Determination of spatial and temporal colonization of enteropathogenic E. coli and enterohemorrhagic E. coli in mice using bioluminescent in vivo imaging. Gut Microbes. 2 (1), 34-41 (2011).
  9. Karsi, A., Lawrence, M. L. Broad host range fluorescence and bioluminescence expression vectors for Gram-negative bacteria. Plasmid. 57 (3), 286-295 (2007).
  10. Lane, M. C., Alteri, C. J. S., Smith, S. N., Mobley, L. H. Expression of flagella is coincident with uropathogenic Escherichia coli ascension to the upper urinary tract. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (42), 16669-16674 (2007).
  11. Roxas, J. L., et al. Enterohemorrhagic E. coli alters murine intestinal epithelial tight junction protein expression and barrier function in a Shiga toxin independent manner. Lab Invest. 90 (8), 1152-1168 (2010).
  12. Siragusa, G. R., Nawotka, K., Spilman, S. D., Contag, P. R., Contag, C. H. Real-Time Monitoring of Escherichia coli O157:H7 Adherence to Beef Carcass Surface Tissues with a Bioluminescent Reporter. , (1999).
  13. Kuo, C. J., et al. Mutation of the Enterohemorrhagic Escherichia coli Core LPS Biosynthesis Enzyme RfaD Confers Hypersusceptibility to Host Intestinal Innate Immunity In vivo. Front Cell Infect Microbiol. 6, 82(2016).
  14. Wiles, S., et al. Organ specificity, colonization and clearance dynamics in vivo following oral challenges with the murine pathogen Citrobacter rodentium. Cell Microbiol. 6 (10), 963-972 (2004).
  15. Wiles, S., Pickard, K. M., Peng, K., MacDonald, T. T., Frankel, G. In vivo bioluminescence imaging of the murine pathogen Citrobacter rodentium. Infect Immun. 74 (9), 5391-5396 (2006).
  16. Contag, C. H., Contag, P. R., Mullins, J. I., Spillman, S. D., Stevenson, D. K., Benaron, D. A. Photonic detection of bacterial pathogens in living hosts. Mol Microbiol. 18 (4), 593-603 (1995).
  17. Hardy, J., Francis, K. P., DeBoer, M., Chu, P., Gibbs, K., Contag, C. H. Extracellular replication of Listeria monocytogenes in the murine gall bladder. Science. 303 (5659), 851-853 (2004).
  18. Kaniga, K., Sory, M. P., Delor, I., Saegerman, C., Limet, J. N., Cornelis, G. R. Monitoring of Yersinia enterocolitica in Murine and Bovine Feces on the Basis of the Chromosomally Integrated luxAB Marker Gene. Appl Environ Microbiol. 58 (3), 1024-1026 (1992).
  19. Trcek, J., Fuchs, T. M., Trulzsch, K. Analysis of Yersinia enterocolitica invasin expression in vitro and in vivo using a novel luxCDABE reporter system. Microbiology. 156 (Pt 9), 2734-2745 (2010).
  20. Morin, C. E., Kaper, J. B. Use of stabilized luciferase-expressing plasmids to examine in vivo-induced promoters in the Vibrio cholerae vaccine strain CVD 103-HgR. FEMS Immunol Med Microbiol. 57 (1), 69-79 (2009).
  21. Law, R. J., Gur-Arie, L., Rosenshine, I., Finlay, B. B. In vitro and in vivo model systems for studying enteropathogenic Escherichia coli infections. Cold Spring Harb Perspect Med. 3 (3), a009977(2013).
  22. Ritchie, J. M. Animal Models of Enterohemorrhagic Escherichia coli Infection. Microbiol Spectr. 2 (4), EHEC-0022-2013(2014).
  23. Chou, T. C., et al. Enterohaemorrhagic Escherichia coli O157:H7 Shiga-like toxin 1 is required for full pathogenicity and activation of the p38 mitogen-activated protein kinase pathway in Caenorhabditis elegans. Cell Microbiol. 15 (1), 82-97 (2013).
  24. Alexeyev, M. F., Shokolenko, I. N. Mini-Tnl 0 transposon derivatives for insertion mutagenesis and gene delivery into the chromosome of Gram-negative bacteria. Gene. 160 (1), 59-62 (1995).
  25. Wiegand, I., Hilpert, K., Hancock, R. E. Agar and broth dilution methods to determine the minimal inhibitory concentration (MIC) of antimicrobial substances. Nat Protoc. 3 (2), 163-175 (2008).
  26. Pansare, V., Hejazi, S., Faenza, W., Prud'homme, R. K. Review of Long-Wavelength Optical and NIR Imaging Materials: Contrast Agents, Fluorophores and Multifunctional Nano Carriers. Chem Mater. 24 (5), 812-827 (2012).
  27. Heim, R., Cubitt, A. B., Tsien, R. Y. Improved green fluorescence. Nature. 373 (6516), 663-664 (1995).
  28. Weissleder, R. A clearer vision for in vivo imaging. Nat Biotechnol. 19 (4), 316-317 (2001).
  29. Frangioni, J. In vivo near-infrared fluorescence imaging. Current Opinion in Chemical Biology. 7 (5), 626-634 (2003).
  30. Collins, J. W., et al. Citrobacter rodentium: infection, inflammation and the microbiota. Nat Rev Microbiol. 12 (9), 612-623 (2014).
  31. Mallick, E. M., et al. A novel murine infection model for Shiga toxin-producing Escherichia coli. J Clin Invest. 122 (11), 4012-4024 (2012).
  32. Petty, N. K., et al. The Citrobacter rodentium genome sequence reveals convergent evolution with human pathogenic Escherichia coli. J Bacteriol. 192 (2), 525-538 (2010).
  33. Kovach, M. E., Elzer, P. H., Hill, D. S., Robertson , G. T., Farris, M. A., Roop, R. M. II, Peterson, K. M. Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBR1MCS, carrying different antibiotic-resistance cassettes. Gene. 166 (1), 175-176 (1995).
  34. Galen, J. E., Nair, J., Wang , J. Y., Wasserman, S. S., Tanner, M. K., Sztein , M. B., Levine, M. M. Optimization of Plasmid Maintenance in the Attenuated Live Vector Vaccine Strain Salmonella typhiCVD 908-htrA. Infect Immun. 67 (12), 6424-6433 (1999).
  35. Francis, K. P., et al. Visualizing pneumococcal infections in the lungs of live mice using bioluminescent Streptococcus pneumoniae transformed with a novel gram-positive lux transposon. Infect Immun. 69 (5), 3350-3358 (2001).
  36. Goldwater, P. N., Bettelheim, K. A. Treatment of enterohemorrhagic Escherichia coli (EHEC) infection and hemolytic uremic syndrome (HUS). BMC Med. 10, (2012).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Escherichia coli entérohémorragiqueimagerie par bioluminescenceimagerie in vivomodèle de colonisation murinetechnique de gavage oralquantification de la luminescencecolonisation du cæcumcolonisation du côlonimagerie ex vivodétection non invasive
Détection de la colonisation de Escherichia Coli entéro-hémorragique en hôte murin par système de Bioluminescence Non invasif In Vivo
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.