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Article de méthode

État fondamental l’appauvrissement Super-résolution imagerie dans les cellules de mammifères

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DOI :

10.3791/56239

⸱

5 novembre 2017

 ,  ,  , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California School of Medicine, Davis

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un protocole pour la détection d’un ou plusieurs plasma et/ou des protéines de la membrane intracellulaire Super-résolution par appauvrissement de l’état fondamental (GSD) microscopie en cellules mammifères. Ici, nous discutons des avantages et des considérations d’utiliser ces approches pour la visualisation et la quantification des protéines cellulaires.

Résumé

Avances en fluorescente microscopie et biologie cellulaire sont intimement corrélées, avec la meilleure possibilité de visualiser les événements cellulaires qui conduit souvent à des sauts spectaculaires dans notre compréhension de la façon dont les cellules fonction. Le développement et la disponibilité de microscopie de Super-résolution a considérablement étendu les limites de la résolution optique de ~ 250-20 nm. Les biologistes ne sont plus limités à décrire des interactions moléculaires en termes de colocalisation dans une zone de diffraction limitée, plutôt il est maintenant possible de visualiser les interactions dynamiques des molécules individuelles. Ici, nous exposons un protocole pour la visualisation et la quantification des protéines cellulaires par microscopie appauvrissement fondamental pour l’imagerie cellulaire fixe. Nous fournissons des exemples tirés de deux protéines membranaires différents, un élément de la translocon réticulum endoplasmique, sec61β et un membrane plasmique localisée voltage-dépendant type L2 + canal Ca (CaV1.2). Discutés sont les paramètres spécifiques de microscope, méthodes de fixation, photo-commutation formulation de tampon et pièges et défis du traitement de l’image.

Introduction

Réactions de signalisation cellulaires traduisent des environnements internes et externes pour amorcer une réaction cellulaire. Ils réglementent tous les aspects de la physiologie humaine, servant de la Fondation pour l’hormone et la libération des neurotransmetteurs, le rythme cardiaque, vision, de fertilisation et la fonction cognitive. Perturbation de ces cascades de signalisation peut avoir des conséquences graves dans la forme de conditions physiopathologiques, y compris le cancer, maladie de Parkinson et la maladie d’Alzheimer. Pendant des décennies, les enquêteurs biologiques et médicales ont utilisé avec succès protéines fluorescentes, sondes et biocapteurs couplées avec la microscopie en fluorescence comme les principaux outils pour comprendre l’organisation spatiale et temporelle précise de ces cellulaires les signaux.

Les points forts de techniques optiques tels qu’épifluorescence, confocale, ou la microscopie de fluorescence (FRBR) réflexion totale interne sont leur sensibilité, la vitesse et la compatibilité avec l’imagerie de cellules vivantes, alors que la limitation majeure est leur résolution diffraction-limited, structures de sens ou complexes de protéines inférieures à 200-250 nm ne peut pas être résolus. Avec le développement théorique et pratique de Super-résolution déterministe (par exemple, émission stimulée appauvrissement microscopie STED1, structuré microscopie d’illumination (SIM2) ou stochastique Super-résolution (par exemple , appauvrissement de microscopie (PALM3), ou état fondamental localisation photoactivation (GSD4,,5)), la résolution latérale et axiale en microscopie de fluorescence a été étendue au-delà de la barrière de la diffraction, à l’ordre de dizaines de nanomètres. Ainsi, les enquêteurs ont maintenant la capacité inégalée de visualiser et de comprendre comment les organisation et dynamique des protéines se traduit en fonction au niveau moléculaire près.

État fondamental microscopie appauvrissement suivie de chaque molécule de retour (GSDIM), ou simplement de GSD comme on le sait, contourne la limite de diffraction en réduisant le nombre d’émettre simultanément des fluorophores4,5. Lumière laser de haute énergie est utilisée pour exciter l’échantillon marqué au fluorophore, bombardement d’électrons avec des photons et augmentation de la probabilité, ils subissent un « renversement de spin » et entrez le triplet ou « dark-état » de l' état excité4. Cela épuise efficacement l’état fondamental, d'où le nom « au sol appauvrissement de l’Etat ». Dans l’état de triplet, fluorophores n’émettent pas de photons et l’échantillon apparaît gradateur. Toutefois, ces fluorophores stochastique retournent à l’état fondamental et peut passer par plusieurs photons émettant des transitions d’état excité-sol avant de retourner à l’état de triplet. Avec moins générant des fluorophores à un moment donné, éclats de photon émis par fluorophores individuelles devenus distincts dans le temps et l’espace des voisins des fluorophores. L’éclatement des photons peut être adapté avec une fonction gaussienne, le centre de gravité calculé qui correspond à la position du fluorophore avec une précision de localisation qui est tributaire de l’ouverture numérique (NA) de la lentille, la longueur d’onde de la lumière utilisée pour excitation et surtout, le nombre de photons émis par un fluorophore. Une des limitations de GSD est que, étant donné que seul un sous-ensemble des fluorophores émet activement à tout moment, des milliers d’images doivent être prélevés sur plusieurs minutes à mettre en place une carte de localisation complète. Le temps d’acquisition longue combiné à l’exigence de puissance laser haute, signifie que GSD est mieux adaptée pour fixe plutôt que des échantillons vivants.

Cet article décrit la préparation d’échantillons fixes pour l’imagerie microscopie Super-résolution de membrane et le réticulum endoplasmique (re)-protéines résidentes (pour une liste des consommables et réactifs pour voir la Table des matières). Exemples de comment ce protocole peut être facilement adapté pour quantifier la taille et le degré de regroupement de voltage-dépendants Ca2 + canaux de type L (Cav1.2) dans le sarcolemme des myocytes cardiaques, ou utilisé pour visualiser la distribution cellulaire de l’ER, sont illustrés. Comprendre la répartition et l’organisation de ces composants cellulaires est extrêmement important dans la compréhension de l’initiation, la traduction et en fin de compte la fonction de nombreux Ca2 +-dépendantes cascades de signalisation. Par exemple, Cav1.2 canaux sont fondamentalement important pour couplage excitation contraction, tandis que libération2 + Ca médiée par les récepteurs de l’ER est peut-être la cascade de signalisation plus omniprésente dans les cellules de mammifères.

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Protocole

1. lavage des lamelles de verre

  1. la veille du traitement des échantillons, nettoyer les lamelles de verre #1.5 par sonification dans une solution de 1 M de KOH pendant 1 h. Cette commande supprime tous les contaminants fluorescents qui peuvent être présents sur les lamelles.
    1. Rincer abondamment le KOH depuis les lamelles couvre-objet avec de l’eau déionisée.
    2. Une fois nettoyé dans KOH, stocker les lamelles dans l’éthanol à 70 % jusqu'à utilisation.

2. Lamelles de verre enduit

Remarque : étapes de cette section doivent être effectuées sous une hotte de culture cellulaire pour éviter la contamination.

  1. Utiliser des pinces pour enlever une lamelle couvre-objet individuel de la solution d’éthanol à 70 % et la flamme rapidement pour enlever l’excédent. Placer les lamelles dans une assiette de 6 puits. Si les flammes sous une hotte de culture n’est pas une option, envisager autoclavage les lamelles après le rinçage avec de l’eau déminéralisée ou de stérilisation sous les ultraviolets dans le capot de la culture pendant au moins 30 min.
  2. Pour faciliter l’adhérence des cellules, enrober les lamelles couvre-objet avec 0,01 % poly-L-lysine stérile pendant 1 h à température ambiante.
  3. Aspirer la poly-L-lysine et rincer les lamelles couvre-objet avec du sérum physiologique stérile tamponnée au phosphate (PBS). Sécher à l’air et placer au réfrigérateur pendant la nuit.
  4. Le lendemain matin, enlever les lamelles du réfrigérateur et ajouter 300 µL de laminine, à une concentration de 50 µg/mL, pendant au moins 30 min à température ambiante. S’assurer que la laminine est soigneusement placée directement sur la lamelle couvre-objet.
    Remarque : Cette étape de la laminine n’est pas nécessaire pour les cellules COS-7 ou cellules HEK293 mais est nécessaire pour des myocytes ventriculaires isolées. Autres cellules primaires telles que les cellules musculaires lisses vasculaires ou des neurones peuvent adhérer mieux au collagène ou la fibronectine enduit lamelles.

3. Préparation des cellules

    1. les cellules cultivées se développer COS-7 cellules (ou lignée cellulaire préféré) sur une boîte de Petri de 10 cm sur 10 mL Dulbecco ' s Eagles modifié (DMEM) milieu de culture additionné de 10 % sérum fœtal (SVF) et 1 % solution de pénicilline/streptomycine (PS). Cultiver les cellules dans un incubateur de culture cellulaire à 37 ° C et 5 % de CO 2.
    2. Lorsque les cellules atteignent 90 % confluence, récolter de la capsule de 10 cm en aspirant les médias DMEM et en ajoutant 5 mL de solution de trypsine-EGTA 0,05 %. Une fois que les cellules commencent à rassembler et à se détacher, immédiatement neutraliser la trypsine avec DMEM supplémenté.
      1. Utiliser 5 mL pipette sérologique pour enlever les cellules de la capsule. Pipeter le support contre la base du plat plusieurs fois pour enlever toutes les cellules qui restent adhérentes et de façon homogène distribuer les cellules dans tout le milieu de culture.
    3. Sur les récipients de culture de 35 mm pour atteindre 70 % confluence pour la transfection des cellules de la plaque. Rendre le volume de liquide dans le plat à 2 mL avec une solution fraîche DMEM/FBS/ch.
      4. Constructions de
    4. cellules de transfecter COS-7 avec l’ADN de plasmide souhaitée (par exemple, sec61β-mCherry plasmide), utilisant un réactif approprié de transfection et selon le fabricant ' instructions de s.
      Remarque : Il peut prendre 24-48 h pour la protéine d’exprimer, selon le plasmide et/ou le réactif de transfection utilisé.
  2. Souris adulte myocytes ventriculaires
    1. isoler les myocytes ventriculaires de souris adultes à l’aide de la méthode de perfusion bien établie Langendorff 6. Resuspendre le culot résultant des myocytes en milieu 199 (M199) additionné de 2,5 % de SVF et 1 % PS.

4. Placage de cellules

    1. des cellules COS-7 transfectées aspirer 2 mL de solution DMEM/FBS/PS du plat de 35 mm et ajouter 1 mL Ca 2 +-gratuit PBS. Remettez le plat dans l’incubateur pendant 2 min. cellules de récolte du plat en aspirant premier du Ca 2 +-gratuit PBS et puis en ajoutant 1 mL de solution de trypsine-EGTA 0,05 %.
      1. Une fois que les cellules commencent à arrondir et de détacher, de neutraliser immédiatement la trypsine avec 1 mL de DMEM supplémenté. Pipetez doucement et descendre plusieurs fois pour s’assurer que les cellules transfectées sont répartis uniformément sur la suspension de la trypsine-EGTA-DMEM mL 2.
    2. Plaque transfecté des cellules COS-7 sur lamelles enduits poly-L-lysine à une densité appropriée afin que les cellules individuelles peuvent être visualisées et remplissent le volume plat à 2 mL avec DMEM/FBS/PS (par exemple, ajouter 90 µL de la suspension cellulaire à la lamelle puis ajoutez 1 910 µL complétée DMEM, swirl plat pour répartir les cellules).
      Remarque : Les cellules ne doivent pas être comptées mais le volume des cellules à ajouter à chaque assiette variera selon la confluence des cellules.
    3. Retour plaqué l’incubateur de culture cellulaire pendant la nuit pour permettre à des cellules d’adhérer et de récupérer des cellules.
  2. Souris adulte myocytes ventriculaires
    1. aspirer des myocytes laminine et plaque directement sur les lamelles couché à une densité appropriée afin que les cellules individuelles peuvent être visualisées. Cela dépendra de la densité de cellules viables obtenus de l’isolement.
    2. Équilibrer la suspension cellulaire dans un dôme sur la lamelle couvre-objet et le place dans un incubateur de culture cellulaire à 37 ° C et 5 % de CO 2 pour ~ 45 min permettre l’adhérence.

5. Fixation des cellules

  1. éliminer les cellules de l’incubateur et aspirer soigneusement le support de.
    1. Rincer les cellules adhérentes une fois avec du PBS.
    2. Fix cellules avec un fixateur optimisé à la demande individuelle et anticorps.
      Remarque : Un critère important à garder à l’esprit lorsque vous sélectionnez un fixateur est la préservation de la structure cellulaire de l’échantillon, tout en s’assurant qu’il n’y a aucun changement de conformation de l’antigène d’intérêt. Aux fins de la fixation de ce protocole avec 3 % paraformaldehyde/0.1% glutaraldéhyde (PFA/GA) et fixation avec 100 % méthanol est discutée.
  2. PFA/GA fixation de COS-7 transfectées cellules exprimant Sec61β-mCherry
    1. mélanger 1,9 mL 16 % PFA et 20 µL 50 % GA et ajouter PBS pour rendre un volume final de 10 mL.
    2. Ajouter 1 mL fraîchement préparés solution PFA/GA à chaque plat des cellules et fix pendant 10 min à température ambiante.
    3. Aspirer les cellules PFA/GA et rincer 3 fois avec du PBS.
    4. Laver les cellules adhérentes avec PBS, 5 fois pendant 5 min chaque. Effectuez toutes les étapes de lavage sur un rotateur défini à une vitesse modérée (par exemple, 50 cycles par minute).
    5. Ensuite, réduire les groupes aldéhyde libre avec 1 mL fraîchement préparés 0,1 % masse/volume le borohydrure de sodium dans de l’eau déionisée.
    6. Rinçage cellules deux fois puis laver 3 fois pendant 5 min dans du PBS pour éliminer toute trace de borohydrure de sodium et de l’alcool qu’elle produit lorsqu’il réagit avec les aldéhydes libres chacun.
  3. Fixation de méthanol des myocytes ventriculaires de souris adulte
    1. soigneusement ajouter 1 mL de méthanol glacé de 100 % aux cellules. Inclinaison de la plaque 6 puits et Pipeter le méthanol contre la paroi latérale et non directement sur la lamelle couvre-objet. Puis inclinez la plaque 6 puits, retour à l’horizontale pour permettre le méthanol se laver régulièrement sur les cellules. Difficulté pendant 5 min à-20 ° C.
    2. Aspirer les cellules fixateur et rincer 3 fois avec du PBS.
    3. Laver les cellules adhérentes avec PBS, 5 fois pour 5 min chacun sur un rotateur.

6. Liaison Non spécifique de blocage

  1. bloc pendant 1 h à température ambiante dans la solution de blocage (voir la Table des matières).
    NOTE : Différentes solutions peuvent être utilisées pour bloquer la liaison anticorps non spécifiques, y compris 3 % d’albumine sérique bovine (BSA) ou non immuns sérum de la même espèce que l’anticorps primaire.

7. Détection

    1. aspirer la solution de saturation de l' incubation de l’anticorps primaire. Ne pas laver ou rincer.
    2. Préparer la solution d’anticorps primaire comme suit (Voir l’étape 7.1.5) : diluer l’anticorps primaire à une concentration de 10 µg/mL (ou le fabricant ' s a suggéré de concentration) dans la solution d’incubation anticorps (voir la Table des matières ). L’équilibre de ce petit volume sur la lamelle couvre-objet et soigneusement définir un carré de film plastique paraffine sur le dessus. Cela aide à étaler le faible volume des anticorps sur la lamelle couvre-objet et protège contre l’évaporation.
    3. Placer la plaque de 6 puits dans une chambre humide et incuber pendant la nuit dans le réfrigérateur.
    4. Le matin, retirez les cellules de la chambre de l’humidité, soigneusement retirer le film de paraffine carré de la surface de la lamelle et aspirer la solution de l’anticorps primaire.
    5. Rinçage 3 fois avec du PBS, puis se laver 5 fois pendant 5 min avec bloc solution de lavage (voir Table des matières) sur le rotateur.
      Remarque : Ce protocole utilise les anticorps suivants, anti-DP anticorps monoclonal de souris pour les images affichées à la Figure 2 et lapin polyclonal FP1 7 anti-Ca V 1.2 anticorps (un cadeau de Prof. L’enfer de Johannes, UC Davis) pour les images affichées à la Figure 3. En ce qui concerne la chambre humide, une boîte à lunch en plastique avec un couvercle bien ajusté, garni de serviettes en papier humides travaux. PBS peuvent être utilisés pour le lavage des étapes, mais ce protocole améliore la spécificité étiquetage et réduit l’arrière-plan à l’aide d’une solution diluée de blocage pour le lavage des étapes.
  2. Incubation anticorps secondaire
    1. aspirer la solution de lavage et ajouter 200 µL conjugués anticorps secondaire solution diluée 1 : 1 000 dans la solution d’incubation anticorps. Placez un carré de film de paraffine sur le dessus de la lamelle couvre-objet (voir étape 7.1.2).
    2. Laisser incuber pendant 1 h à température ambiante dans l’obscurité.
    3. Anticorps secondaire aspirer et rincer 3 fois avec du PBS.
    4. Laver les cellules avec une solution diluée de blocage 5 fois pendant 5 min sur la bascule.
    5. Lavage 3 fois pendant 5 min avec du PBS.
      Remarque : Ce protocole décrit l’utilisation de l’anticorps secondaire conjugué d’anti-souris Alexa 647 et anticorps secondaire conjugué de anti-lapin Alexa 647 Figure 2 et Figure 3, respectivement. Pour la seule protéine étiquetage, Alexa 647 est le fluorophore préféré en raison de son nombre de photons haute (améliore la précision de localisation) et faible rapport cyclique (améliore la résolution temporelle) 8. Il existe beaucoup d’autres options anticorps secondaire conjugué à un fluorophore, comme Cy-colorants, ou Atto. Reportez-vous à Dempsey et al. 8 et Chozinski et al. 9 pour des évaluations globales de la pertinence de plusieurs fluorophores/colorants pour l’imagerie de Super-résolution.

8. Après fixation (étape facultative)

  1. diluer 50 µL 50 % GA dans 10 mL de PBS pour obtenir une solution de GA de 0,25 %. Fixer les cellules pendant 10 min dans cette solution à température ambiante.
  2. Laver avec du PBS 3 fois pendant 5 min sur un rotateur.

9. Conservation des échantillons

  1. conserver les échantillons au réfrigérateur (4 ° C) dans un récipient en aluminium doublé pour protéger de la lumière jusqu'à imagerie.
  2. Pour le stockage à long terme des échantillons (jusqu'à plusieurs mois), stocker dans du PBS contenant de l’azide de sodium 3 mM pour empêcher la croissance bactérienne.

10. GSD Super-resolution Imaging Photoswitching tampon préparation

  1. préparer l’oxygène balayage ' GLOX ' solution comme suit :
    1. dans un tube de microtubes de 1,5 mL, ajouter 12,5 catalase µL (stock 34 mg/mL), 3,5 mg glucose oxydase et 0,5 µl 1 M Tris (pH = 8) à 49,5 µL PBS.
    2. Vortex brièvement pour dissoudre les composants dans la solution puis centrifuger à 20 800 g pendant 3 min à 4 ° C.
      Remarque : les solutions oxygène-nettoyage comme GLOX, ont été trouvés pour s’opposer à photoblanchiment. GLOX doit être conservé au réfrigérateur jusqu'à une semaine. Répétez l’étape de centrifugation chaque fois qu’il est utilisé.
  2. Solution de thiol Prepare le photoswitching induisant comme suit :
    1. préparer la solution de β-mercaptoethylamine (MEA) de 100 mM dans du PBS et modifier le pH pH 8 ou, subsidiairement, utilisation de β-mercaptoéthanol (βME). Conserver aliquotés MEA solution dans le congélateur (-20 ° C) pendant 1 semaine.
  3. Immédiatement avant l’imagerie, préparer le dernier tampon de commutation sur la glace en ajoutant le thiol et oxygène-nettoyage composants ensemble. Pour 500 µL GLOX-MEA, ajouter 5 µL GLOX dans 50 µL MEA (pH = 8) et 445 µL de tampon salin (2,5 mL 1 M Tris pH = 8, 29,22 mg NaCl (concentration finale de 10 mM), 5 g de glucose et 47,5 mL d’eau). Sinon, pour la solution de GLOX-βME ajouter 5 µL GLOX à 5 µL βME et 490 µL de tampon salin.
    1. Conserver les solutions sur la glace et utiliser au besoin pour monter des échantillons sur lames de verre dépression.
      NOTE : Thiol contenant des solutions telles que βME ou MEA induisent photoswitching des colorants à base de cyanine comme Alexa 647 10 ou colorants xanthène base comme Alexa 568. ΒME produit des résultats meilleurs avec Alexa 647 tandis que MEA est préféré pour Alexa 568 ou lorsque les 2 protéines doivent être photographié avec une double approche étiquetage utilisant les Alexa 568 et 647. Le tampon se détériore pendant des heures à cause de l’acidification. Cela conduira à une réduction dans le nombre moyen de photons de l’échantillon. Pour éviter cela, il est conseillé de faire des frais photoswitching tampon après 2-3 h ou si une baisse dans le nombre moyen de photons ou une extension notable du temps pris pour photoswitching induite est observée. Un récent article décrit un nouveau tampon d’imagerie Ox-EA, dont nous n’avons pas encore testé, mais aurait été expositions pH stable niveaux pendant plusieurs jours et exécute mieux que GLOX multicolore imagerie demandes 11.

11. Exemples de montage

  1. Glisse Mont lamelles couvre-objet avec des cellules marquées (voir les sections 1 à 9) sur la dépression, à l’aide de 100 µL tampon imagerie.
  2. Sceller les bords de la lamelle avec une colle silicone pour éviter l’oxydation rapide de la mémoire tampon d’imagerie. Attendre plusieurs minutes jusqu'à ce que la colle silicone a complètement durci dans le cas contraire la lamelle va dériver quand imaging.
    Remarque : Si elle entre en contact avec βME, colle Silicone ne durcira pas. N’oubliez pas de sécher les bords de la lamelle couvre-objet pour éviter la colle silicone en contact avec le tampon d’imagerie.

12. Acquisition d’images

  1. voir tableau 1 pour une liste des paramètres utilisés dans la Figure 2 et Figure 3 d’imagerie.
    1. Pour commencer, sélectionnez le laser approprié pour éclairer l’échantillon selon le fluorophore sélectionné. Le système SR-GSD utilisé dans le présent protocole est équipé de lasers de haute puissance (488 nm, de 1,4 KW/cm 2 ; 532 nm, de 2,1 KW/cm 2 ; 561 nm, 2,1 KW/cm 2 642 nm, 2,1 KW/cm 2). figure 2 utilise le laser nm 642.
  2. Utiliser un objectif à immersion dans l’huile avec une haute na Le système SR-GSD utilisé ici est équipé d’un HC PL APO 160 X / 1,43 objectif NA.
  3. a choisi le cube d’imagerie dichroïque approprié. Le système SR-GSD dans le présent protocole est équipé d’un HP 488-T, 532 HP-T, HP 568-T, 642 HP-T avec des filtres passe-bande d’émission de 505-605 nm, 550-650 nm et 660-760 nm.
  4. Sélectionner le mode d’acquisition 2D. Réglez le temps de mode et exposition de trame-transfert à 10 ms (100 Hz). La valeur du gain EM 300. Sélectionner le seuil de détection.
    Remarque : Seuils bas produisent des images avec fond élevé. Des seuils élevés peuvent filtrer le signal d’intérêt. Déterminer le seuil fondé sur les témoins négatifs tels que l’imagerie des lamelles de cellules non transfectées ou cellules incubées avec l’anticorps secondaire seulement.
  5. Allumez les préréglages de l’événement et d’événements définies par images 8.
  6. Entrez la taille en pixels dans l’onglet GSD-acquisition (commencer avec 10 nm ou taille de pixel 20 nm). Veiller à ce que " Mode histogramme " est sélectionné dans l’onglet Outils GSD sous les options de calcul d’image haute résolution avant l’acquisition d’images.
  7. De protéines à la membrane plasmique de l’image, sélectionnez le mode de la FRBR et modifier l’angle d’incidence pour déterminer la profondeur de pénétration.
  8. Pour envoyer des électrons à l’État foncé (appelé pompage), régler l’intensité du laser à 100 %.
  9. Sélectionnez détection seule molécule pendant le pompage et la valeur d’acquérir automatiquement quand la corrélation de la trame est de 0,20.
  10. Pour l’acquisition, définir l’intensité du laser à 50 %.
  11. Définir le nombre de trames de l’acquisition à 60 000.
    Remarque : L’enquêteur peut trouver qu’un échantillon nécessite plus ou moins cadres que cela. Modifier le nombre d’images basé sur des observations du fluorophore photobleaching et arrêt acquisition lorsque aucun autre événement n’est détectables.
  12. Acquisition de démarrage.
    Remarque : Au début de l’acquisition, toutes les molécules de colorant sont dans l’État fluorescent et ensuite passer à l’État foncé. Quand la corrélation d’image atteint 0,20, images commenceront à être acquis. Lorsque moins de 8 événements sont détectés par image, le laser 405 s’allument, encourageant les fluorophores à la transition de l’État sombre à l’état fondamental. Lors de l’acquisition d’images pour un dataset de n = x cellules de n = y animaux, paramètres, tels que la profondeur de pénétration FRBR, seuil de détection et nombre d’images acquises doivent être maintenus constantes.

13. Analyse d’image

  1. afin de quantifier la taille de cluster de protéine, utiliser la ' analyser les particules ' caractéristique de ImageJ.
    Remarque : Une analyse plus approfondie peut être effectuée à l’aide de l’analyse stochastique optique reconstruction localisation relative basée sur la microscopie (STORM-RLA) ou similaire 13.
    1. Effectuer des analyses de cluster ( Figure 3) à l’aide d’ImageJ comme suit :
    2. ouvrir le fichier image à analyser. Ce doit être une carte localisation 10 nm en molécules simples histogramme que générée dans le logiciel d’imagerie décrit ci-dessus (section 12).
    3. Régler la luminosité et le contraste afin de visualiser l’image : cliquez sur le menu image, sélectionnez Ajuster, puis la luminosité et le contraste. Cliquez sur l’option auto.
    4. Changer le type d’image en 8 bits : sélectionnez le menu image, puis sélectionnez type et choisissez 8bits.
    5. Définir l’échelle de l’image : Ouvrez le menu analyser, cliquez sur échelle réglée et entrez les paramètres suivants : distance = 1, la distance connue = 10, 1 pixel = 10 nm.
    6. Pour sélectionner les mesures à obtenir, ouvrez le menu analyser, sélectionnez définir les mesures et cochez la case située à côté de l’option zone.
    7. Régler le seuil de l’image. Ouvrez le menu image, sélectionnez ajuster et sélectionnez seuil, sélectionnez dessus/dessous. Vers la valeur maximale de 255 et déplacer la valeur minimale de 1, puis cliquez sur appliquer.
    8. Pour analyser les particules, ouvrez le menu analyser, sélectionnez analyser les particules. Cochez pour sélectionner les unités de pixel, afficher les résultats et résumer. Définir la taille à l’infini 4 (puisque la résolution est d’environ 20 nm), sélectionnez l’option contours nu, puis cliquez sur OK. Un fichier de synthèse sera créé qui contiendra les détails d’analyse tels que la taille moyenne et le nombre de clusters dans l’image.
      Remarque : Il faut être prudent quand faire des conclusions sur le nombre de protéines au sein d’un cluster particulier, comme le nombre de points localisés n’est pas linéairement corrélée avec le nombre de protéines. GSD localise les colorants qui sont conjugués d’anticorps, aboutissant à une erreur de linkage qui déplace l’étiquette fluorescente de l’épitope par > 10 nm dans n’importe quelle direction. En outre, si des anticorps polyclonaux sont utilisés, plus d’un anticorps peut se lier à un antigène unique et confondre la question encore plus loin, commercial secondaire anticorps sont conjugués, en moyenne, 3-6 molécules de colorant donc un fluorophore n’est pas toujours égale une protéine. Erreur de liaison peut être réduite en conjuguant un colorant directement à l’anticorps primaire (éliminant l’image secondaire) ou en utilisant un schéma étiquetage basé sur nanobody 14.

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Résultats

Comme indiqué dans l’introduction, il y a nombreux microscopie de Super-résolution différentes modalités d’imagerie. Ce protocole, met l’accent sur l’imagerie de Super-résolution GSD. Images représentatives et des cartes de localisation sont indiquées dans la Figure 2 et Figure 3.

La figure 2 montre une cellule COS-7 transfectée avec le ER ...

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Discussion

L’explosion récente des technologies qui permettent l’imagerie au-delà de la limite de diffraction ont offert de nouvelles fenêtres dans les complexités de la signalisation dans l’espace et le temps des cellules de mammifères. Ces technologies comprennent STORM, STED, PALM, GSD, SIM et leurs variantes (p. ex., dSTORM, FPALM). L’ingéniosité des scientifiques derrière ces techniques nous a permis de contourner les limitations imposées par les lois de la physique qui régissent la diffraction de la lumière. En dépit...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun intérêt concurrentes de divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par une subvention de l’AHA à R.E.D. (15SDG25560035). Auteurs tient à remercier Dr. Fernando Santana pour utilisation de son microscope 3D Leica SR GSD et Dr. Johannes Hell pour aimablement l’anticorps FP1.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
KOHThermo ScientificP250-500Pour nettoyer le verre
de protection#1.5 18 x 18 mmMarienfeld Superior0107032)Pour cultiver/traiter/imager des cellules
10x PBSThermo ScientificBP3994Diluer à 1x avec de l’eau désionisée
Poly-L-LysineSigmaP4832Aide à l’adhérence des cellules pour couvrir la
lamininede verreSigma114956-81-9Aide à l’adhérence cellulaire au verre de couverture
Medium 199Thermo Scientific11150-059Milieu de culture de myocytes ventriculaires
DMEM 11995Gibco11995Milieu de culture cellulaire
Sérum de veau fœtal (FBS)Thermo Scientific10437028Supplément de milieu
Pénicilline/streptomycineSigmaP4333Milieu supplément
0,05 % trypsine-EDTACorning25-052-CLSolution de culture cellulaire
Lipofectamine 2000Invitrogen11668-019Réactif de transfection transitoire
PBS sans Ca2+Gibco1419-144Culture cellulaire
100 % méthanolThermo Fisher ScientificA414-4Fixation cellulaire
ParaformaldéhydeElectron Microscopy Sciences15710Cell Fixation
GlutaraldehydeSigma AldrichSLBR6504VCell Fixation
SEAblock ThermoScientific37527BSA ou d’autres solutions de blocage alternatives existent
Triton-X 100SigmaT8787Détergent pour perméabiliser les cellules
Rabbit anti-CaV1.2 (FP1)GiftN/AIl existe des anticorps anti-CaV1.2 commerciaux tels que Alomone Labs Rb anti-CaV1.2 (ACC-003)
Souris monoclonal anti-RFPRockland Inc.200-301-379Anticorps primaire
Alexa Fluor 647 donket anti-lapin IgG (H+L)Invitrogen (Thermo Scientific)A31573Anticorps secondaire
Alexa Fluor 568 chèvre anti-souris IgG (H+L)Invitrogen (Thermo Scientific)A11031Anticorps secondaire
Azoture de sodiumSigmaS2002Empêche la croissance microbienne pour le stockage à long terme des échantillons
CatalaseSigmaC40Ingrédient tampon de photocommutation
Glucose oxydaseSigmaG2133Ingrédient tampon de photocommutation
TrisSigmaT6066Ingrédient tampon de photocommutation
bêta-chlorhydrate de mercaptoéthylamineFisherBP2664100photocommutation
&bêta ;-mercaptoéthanolSigma63689Ingrédient du tampon de photocommutation
NaClFisherS271-3Ingrédient du tampon de photocommutation
DextroseFisherD14-212Ingrédient du tampon de photocommutation
Lames de dépression en verreNeolab1 &ndash ; 6293Pour monter des échantillons
TwinsilPicodent13001000Pour sceller le verre
de protection sec61&beta ;- Plasmide mCherryAddgene49155
Leica SR GSD Microscope 3DLeica
ImageJ
Solution de bloc20 % SEAblock dans PBS
Solution d’incubation0,5 % Triton-X100, 20 % SEAblock, dans PBS
Solution d’incubation d’anticorps secondaires1:1000 en PBS
Fisher Ingrédient tampon de de lavage d’anticorps primaires

Références

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