Quantification de Monocyte Transmigration et de la Formation de mousse cellulaire par des individus souffrant de maladies inflammatoires chroniques

Summary

Les auteurs décrivent un protocole visant à mesurer la transmigration de monocytes dans l’ensemble des monocouches endothéliales humaines et leur maturation ultérieure en cellules spumeuses. Cela fournit une méthode polyvalente pour évaluer les propriétés athérogènes des monocytes isolés de personnes atteintes de différentes maladies et d’évaluer des facteurs dans le sang qui peut améliorer cette propension.

Abstract

Coronaropathie (CP) est des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. L’athérosclérose, une importante cause de CAD, est initiée par la transmigration des monocytes immunitaires innées vers les sites inflammatoires des lipides déposés appelées veines grasses, qui sont présents dans les parois artérielles du milieu aux grandes artères. La principale caractéristique de pathogène des lésions à ce stade précoce de l’athérosclérose est la maturation des monocytes qui migrent dans les artères pour former les cellules spumeuses ou macrophages chargés de lipides. De nombreux témoignages appuient l’hypothèse de risque d’athérosclérose est porté par des affections inflammatoires chroniques qui accompagnent les maladies comme l’arthrite rhumatoïde et le VIH, ainsi que vieillissement général, et que ce risque est prédite par les monocytes activation. Modèles murins fournissent une bonne plate-forme pour enquêter sur le rôle des monocytes dans l’athérogenèse in vivo, ils nécessitent une modification génétique du métabolisme du cholestérol naturel et altération drastique des diètes de souris normales et ont peu de pertinence pour l’étude des influences athérogènes des maladies comorbides humaine. Cela nous motivés pour développer un modèle humain in vitro permettant de mesurer le potentiel athérogène des monocytes isolés de personnes atteintes de maladies déterminées. Actuellement, les modèles humains in vitro limitent qu’ils évaluent la formation des cellules monocytes transmigration et de la mousse dans l’isolement. Nous décrivons ici un protocole dans lequel monocytes isolés du sang de patients transmigrer dans les cellules endothéliales humaines dans une matrice de collagène de type 1, et leur propension à se transforment en cellules spumeuses en présence ou en absence de lipides exogènes est mesurée. Le protocole a été validé pour l’utilisation des monocytes humains purifiée à partir d’individus infectés par le VIH et les personnes âgées de VIH non infecté. Ce modèle est polyvalent et permet la formation des cellules monocytes transmigration et de la mousse à évaluer à l’aide d’un microscope ou écoulement cytometry comme permettant l’évaluation des facteurs athérogènes présentes dans le sérum ou le plasma.

Introduction

Transmigration de monocytes est une étape cruciale dans le développement de la plaque athéromateuse qui peut conduire à des thromboses, accidents vasculaires cérébraux et infarctus du myocarde. Les plaques d’athérome se développent à partir des stries gras, généralement présents sur les sites de faible irrigation sanguine oscillatoire dans le milieu de grosses artères, où les lipides déposés contribue à l’activation endothéliale et localisé l’inflammation¹. Monocytes sont recrutés aux cellules endothéliales en stries gras par l’intermédiaire de protéines chimiotactiques monocyte (tels que CCL2) et transmigrer dans l' intima². Suite de transmigration, monocytes peuvent former des macrophages athérogènes, chargées de lipides appelés cellules spumeuses suite à l’absorption de lipides, synthèse des lipides, régulation négative de l’efflux de cholestérol ou une combinaison de ces facteurs. Monocytes peuvent également accumuler des lipides dans la circulation et ont un phénotype « mousseux », éventuellement prédisposant cellules de mousse cellule formation^3,4. Cellules spumeuses sont la caractéristique déterminante des traînées grasses et les plaques d’athérosclérose précoce et leur formation est influencée par les lipides et les médiateurs inflammatoires⁵. Alternativement, les monocytes ont la capacité d’inverser transmigrer de l’artère dans la circulation sanguine⁶, éliminant ainsi les lipides de l’intima et intérimaire à maintenir la santé de l’artère.

Déterminer la propension des monocytes à transmigrer dans l’endothélium artériel et cellules de mousse de forme dans l’intima, ou faire marche arrière transmigrer et transporter les lipides hors de la plaque, sont une condition essentielle pour comprendre le rôle de l’activation des monocytes en augmentant risques athérosclérose. Des modèles de souris de CADs telles que l’athérosclérose sont importants à élucider en temps réel en vivo informations sur le développement de la plaque gras strie/athérosclérose. Cependant, ces modèles nécessitent une modification génétique du cholestérol naturel traitement des capacités de ces animaux généralement couplée avec des changements drastiques dans le régime alimentaire (par exemple, le modèle de régime ApoE-/-type occidental)^7,8, ainsi, induisant l’accumulation des lipides en circulation non physiologiques niveaux qui stimulent le développement plaque. Ces modèles peuvent ont peu de pertinence aux conditions humaines inflammatoires chroniques tels que l’infection par le VIH qui ne sont pas associés à augmenté en circulation cholestérol ou niveaux de lipoprotéines de basse densité (LDL). En outre, les différences dans la biologie de monocyte entre les humains et les souris font les tests immunologiques questions concernant la pertinence des sous-populations des monocytes (telles que les monocytes intermédiaires (CD14⁺⁺CD16⁺))⁹ difficile. Ceci est important lorsque l'on étudie les mécanismes conduisant les maladies cardiovasculaires comme intermédiaire monocyte comtes prédisent indépendamment des complications cardiovasculaires^10,11. Parmi les essais pour mesurer de manière séquentielle ou l’autre formation des cellules monocytes transmigration ou de la mousse dans l’isolement, aucun essai in vitro n’a été validé pour quantifier les deux aspects de l’athérogénèse précoce en utilisant les mêmes cellules de cohortes cliniques. Transwell modèles utilisent un système à deux chambres Boyden modifié par lequel les cellules sont chargés dans la chambre supérieure et transmigrer au-delà d’une barrière en plastique poreux ou une monocouche de cellules dans une chambre inférieure qui contient généralement des médias avec chemoattractant^{12 , 13}. bien que largement utilisée pour analyser la transmigration des leucocytes, ces modèles n’intègrent pas généralement une couche qui représente l’intima, résultant dans des cellules réincarnés migrer vers la solution et ne permettent pas la mesure de la cellule mousse formation ou transmigration inverse des mêmes cellules. À l’inverse, les modèles de formation de mousse cellulaire ne tiennent pas compte pour toute modification induite par la transmigratory de monocytes ou effets d’activation endothéliale qui est appelé à contribuer à mousse cellulaire formation¹⁴. En outre, ces systèmes induisent mousse la formation des cellules de macrophages respectés plaques de culture cellulaire par l’ajout de concentrations saturantes d’exogène, LDL oxydées (LDLOx)^15,16, un inducteur de la clé de formation de mousse de cellules. LDL utilisé dans ces modèles est souvent oxydé par des procédés non physiologiquement-pertinents tels que CuSO₄ traitement¹⁷, par conséquent, questionner l’importance physiologique des études à l’aide de ces modèles.

Nous décrivons ici une analyse qui quantifie la transmigration de monocytes et de la formation de cellules de mousse des cellules mêmes qui ne nécessite pas l’ajout de LDLOx exogène, donc meilleure modélisation du rôle des monocytes dans la formation de cellules de mousse. Ce modèle a été développé par le professeur William Muller (Northwestern University, Chicago)¹⁸et a été encore affiné dans notre laboratoire pour évaluer ex vivo l’athérogénicité des monocytes isolés sous non activation conditions émanant de particuliers sous-jacents des conditions inflammatoires accompagnant les maladies comme le VIH infection¹⁹ ainsi que le vieillissement²⁰, qui sont associés à une augmentation du risque de l’athérosclérose. Ce modèle fournit également une plate-forme pour répondre à des questions biologiques fondamentales concernant la propension des sous-ensembles différents monocyte forme mousse cellules²⁰, l’influence de l’activation endothéliale par les cytokines comme le TNF sur la formation de cellules de mousse¹⁴ et les propriétés migratoires des monocytes telles que la profondeur et la vitesse de la transmigration en gels¹⁹. En outre, formation des cellules monocytes transmigration et de la mousse peut être quantifiée à l’aide de la microscopie standard, vivre l’imagerie cellulaire, cytométrie en imagerie et cytométrie en flux, par conséquent, fournissant une méthode polyvalente afin d’évaluer le rôle des monocytes dans l’athérogenèse.

Protocol

Remarque : toutes les expériences à l’aide d’échantillons biologiques humains ont été effectués avec l’approbation de l’éthique de la Commission d’éthique humaine Alfred Hospital, Melbourne. Toutes les expériences ont été effectuées dans les armoires de la sécurité biologique de classe II, sauf si précisé. " Prewarmed " se rapporte aux réactifs chauffés à 37 ° C dans un bain d’eau.

1. préparation de Type I fibreux collagène Gels : jour 1

1. Prepare polymérisé gels collagène en ajoutant séquentiellement et en mélange 35,7 mM NaOH, 0,71 x M199, acide acétique 4,58 mM et 1,71 mg/mL fibreux du collagène type I dans un polystyrène de 5 mL tube selon le tableau 1.
   Remarque : Veiller à ce que le collagène est bien mélangé par pipetage doucement et descendre 5 fois afin d’empêcher la formation de collagène ' poches ' dans le mélange de gel. Préparer des gels de 4-6 par la condition de test pour la microscopie ou 15 gels par la condition de test pour la cytométrie.
2. Une fois bien mélangé, aliquote 50 µL du mélange de gel de collagène dans chaque puits d’une plaque 96 puits à fond plat stérile de vitroplants. Ne pas utiliser les lignes et les colonnes à l’extérieur, mais remplir ces 200 µL de 1 x Dubecco ' phosphate s solution saline tamponnée (PBS) pour protéger les gels contre la dessiccation. Incuber les plaques à 37 °C/5% CO ₂ pendant 2 h permettre le collagène polymériser.
   Remarque : Placer les plaques directement sur les grilles métalliques propre à l’incubateur pour assurer la répartition égale de la chaleur.
3. Après l’incubation, superposer les gels avec 150 µL de 1 x M199 complétée (voir Table des matières) et incuber pendant 5 jours jusqu'à utilisation.

2. Expansion des Stored HUVEC : jour 1

1. Label et manteau un diamètre de 10 cm boîte de Pétri avec 1 mL de 50 µg/mL la fibronectine dilué dans du PBS de x 1 et incuber à température ambiante pendant 10 min.
2. Dégel aliquotes de cryoconservés ombilical humain primaire de la veine des cellules endothéliales (HUVEC, 1,0 x 10 ⁶ cellules) dans 10 mL M20.
   NOTE : HUVEC doit être préparé comme décrit précédemment ²¹ et utilisé dans un certain nombre de passage bas (< passage 4). HUVEC peut-être être remplacé par des cellules endothéliales humaines coronarienne ici.
3. Resuspendre HUVEC dans 10 mL M20 et ajouter au plat enduit la fibronectine, aspirer les excès fibronectine avant l’addition de cellules et de la culture à confluence (environ 5 jours), remplaçant les médias le jour 3.

3. Mise en culture monocouche HUVEC sur Gels collagène : jour 5

1. le jour 5, détacher HUVEC par aspirer le surnageant de la boîte de Pétri de culture et emportant les milieux contenant du sérum avec 10 mL de milieu sans sérum M199.
2. Ajoute 5 mL 0,05 % trypsine/0,53 EDTA dans M199 HUVEC et incuber pendant 1-2 min à température ambiante en agitant doucement jusqu'à ce que les cellules se détachement.
3. Une fois détaché, rapidement rincer Pétri avec 5 mL M20 et transférer les médias contenant des cellules dans un tube de 10 mL.
4. Échantillons de centrifuger à 300 x g pendant 5 min à température ambiante, aspirer le surnageant, remettre en suspension des cellules dans 200 µL de la M20 et compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre.
5. Remettre en suspension les cellules à 2,0 x 10 ⁵ cellules/mL dans le M20, aspirer le M199 sur les gels de la plaque à 96 puits (étape 1.3) et ajouter 100 µL de suspension HUVEC (2,0 x 10 ⁴ cellules) à chaque gel de collagène préparé au-dessus (étape 1.2). Culture des plaques pour un nouveau délai de 3 jours à 37 °C/5% CO ₂.
   Remarque : L’intégrité de la monocouche HUVEC peut être confirmée après 3 jours de nitrate d’argent souillant ²² ou immunohistochimie pour jonction serrée protéines ²³ à ce stade. Gels supplémentaires doivent être préparés à cette fin.

4. Activation des HUVEC monocouche et isolement/Activation des Monocytes de Transmigration : jour 8

1. sur le jour 8, activer chaque monocouche HUVEC avant l’ajout des monocytes en aspirant la M20 médias qui vient se superposer les gels et ajouter 100 µL de 10 ng/mL TNFα humain en M20 par gel. Incuber à 37 °C/5% CO ₂ pendant 4 h.
   Remarque : Non activé HUVEC conditions peuvent aussi être incluses si nécessaire sous forme de contrôles.
Monocytes
2. durant les 4 h HUVEC étape d’activation, l’isolat de PBMC utilisant magnétique techniques pour sélectionner négativement pour les cellules selon les directives du fabricant de billes ' instructions de s. Un minimum de 6,5 x 10 ⁶ PBMC doit être utilisé à cette étape afin de recouvrer toute fiabilité 3.0 x 10 ⁵ monocytes nécessaires à une condition, comme monocytes représentent typiquement environ 10 à 15 % des PBMC.
   NOTE : Afin d’évaluer l’effet de l’activation des monocytes avant la formation des cellules monocytes transmigration et de la mousse, monocytes peuvent être activés à ce stade. Monocytes peuvent être isolés des PBMC décongelées si nécessaire (c'est-à-dire, des échantillons de patients stockés). Sous-ensembles de monocyte isolés en triant les FACS peuvent être préparés pour l’ajout aux gels (Figure 1).

5. Transmigration des Monocytes humains primaires : jour 8

1. pour mesurer la transmigration de monocytes, retirer les milieux contenant du TNFα et laver les gels deux fois avec 100 µL M199 en ajoutant et supprimant des médias. Après lavage, ajouter 2,0 x 10 ⁵ fraîchement isolées ou décongelés et lavé cryopréservé PBMC ou 5.0 x 10 ⁴ fraîchement isolées monocytes ou purifié des sous-ensembles de monocyte aux monocouches HUVEC dans 100 µL M20. Incuber pendant 1 heure à 37 ° C et 5 % de CO ₂ pour permettre la transmigration vers l’avant des monocytes dans le gel. Il est préférable de laisser 6 puits pour chaque condition expérimentale examinés.
   NOTE : Afin d’évaluer l’effet du sérum autologue sur la formation des cellules transmigration et de la mousse, incuber les cellules avec M20 contenant la concentration désirée de sérum du donneur inactivés par la chaleur et le comparer aux conditions avec un contrôle de sérum humain. Autres que les monocytes, les leucocytes peuvent être ajoutés à ce stade. Si l’enquête sur l’impact des espèces de lipides/lipides spécifiques (p. ex., HDL, oxHDL), effectuez les opérations suivantes tous les médias sans sérum contenant des lipides de 20 à 50 µg/mL.
2. Après 1 h de transmigration vers l’avant, recueillir les cellules non-transmigré en lavant les gels deux fois avec 100 µL de préchauffée 1 mM EGTA dans du PBS 1 x et une fois avec 100 µL M199 (même centrifuger des conditions), mettre en commun les surnageants de chaque puits de la même conditions expérimentales (habituellement 6 puits) dans un tube de microtubes de 1,5 mL sur la glace. Centrifuger les cellules non-transmigré à 4 ° C, 300 x g pendant 5 min et resuspendre dans 30 µL de PBS 1 x.
3. Compter les cellules recueillies dans le surnageant pour déterminer le nombre de cellules réincarnés avant.
4. Le pourcentage de cellules réincarnés avant est déterminée comme suit :
   
5. couvrir la lavé gels contenant des cellules réincarnés avec 100µl M20 et incuber pendant une autre 48 h.
6. Après 48 h, récupérer le surnageant et cellules de non-transmigré laver deux fois avec 100 µL préchauffé 1 mM EGTA/PBS, collecter et mettre en commun le surnageant de chaque condition comme à l’étape 5.2.
   Remarque : Le phénotype des cellules réincarnés inverses peut être testé avec ces cellules fla suite standard cytométrie souillant des protocoles.
7. Centrifuger à 4 ° C, 300 x g pendant 5 min, les cellules et remettre en suspension des cellules dans 30 µL de PBS 1 x. Compter les cellules et déterminer la viabilité par la coloration bleu trypan.
8. Déterminer le pourcentage de cellules réincarnés inverses en utilisant l’équation suivante :
   
   Remarque : représentent le nombre total de cellules réincarnés avant donne une indication plus précise de la transmigration inverse car il est peu probable avant transmigration sera 100.
9. Pour analyse au microscope, fixez les gels en ajoutant 100 µL 2 % de formaldéhyde (concentration finale) dans chaque puits, couvrir les plaques en aluminium feuille et conserver à 4 ° C jusqu'à l’analyse. Pour la cytométrie en flux, ne fixent pas les cellules à ce stade. Voir les protocoles ci-dessous pour microscopie (article 6) ou analyse d’écoulement cytometry (article 7).
   ATTENTION : Le formaldéhyde est toxique et corrosif ; utiliser un équipement de protection individuelle (EPI). Il faut veiller lors de l’ajout de formaldéhyde, cependant, cette étape ne doit pas être effectuée sous une hotte en raison de la faible concentration utilisée.

6. Quantification des cellules spumeuses et de Macrophages par microscopie (Oil-Red O Stain)

1. enlever le formaldéhyde et laver les gels avec 100 µL de méthanol à 50 % (v/v) pendant 5 min et puis 100 µL 78 % (v/v) de méthanol pendant 15 min.
   Nota : Les étapes de coloration peuvent être effectuées sur le banc de laboratoire et non dans une armoire de classe II Biohazard.
2. Tache de gouttelettes lipidiques en ajoutant 100 µL de fraîchement préparés à 0,2 % (p/v) O huile rouge (voir Table des matières pour plus de détails) pendant 1 h à température ambiante.
3. Enlever tache excès en lavant les gels 4 fois avec 100 µL de méthanol à 78 % (v/v), aspirant et jeter le surnageant après chaque lavage.
4. Contre-coloration pour 15 min à température ambiante avec 100 µL de Giemsa, dilué 01:10 dans l’eau distillée.
5. Aspirer la coloration de Giemsa et gels une fois avec de l’eau de lavage.
6. Pour détacher les gels de la plaque, les puits à l’aide d’une aiguille 21 G, avec le biseau vers l’extérieur, sur le pourtour du gel de jante.
7. Pour monter les gels sur une lame de microscope, percez deux trous (diamètre de 6,35 mm) dans une bande de 2,54 cm x 1,5 cm de ruban adhésif double-face. Fixer le ruban sur un côté de microscope ordinaire et retirer le revêtement de protection sur le dessus.
   1. Ajouter une goutte d’eau pour les trous dans la bande à l’aide d’une pipette de transfert. À l’aide de pinces à épiler, transférer doucement gels aux trous dans le ruban adhésif et couvrir avec une lamelle de verre 1,5 taille. Appuyer doucement sur la lamelle, il respecte la bande.
8. Examiner au microscope de lumineux-zone de contraste interférentiel différentiel sur un microscope inversé à l’aide d’objectif 40.
   1. Apportez la monocouche HUVEC dans le foyer à 40 X grossissement et défilement ' en ' le gel, le comptage des cellules macrophages/mousse sur toute la profondeur du gel. Répéter pour trois champs distincts de vue situés à une distance similaire depuis le bord du gel afin de minimiser les effets de bord possibles. Cela garantira la profondeur de gel est cohérente entre les régions de comptage.
      NOTE : Marquer des cellules dans le gel comme étant cellules spumeuses (définies comme des cellules contenant > 1/3 de leur cytoplasme comme O huile rouge teinté de gouttelettes lipidiques) ou macrophages dans les 2 h de montage sur des lames ( Figure 2). Formation de mousse cellulaire est exprimée en pourcentage de cellules spumeuses par rapport au nombre total de cellules migrés et s’exprime comme les comtes médians dans 3 champs de vue examinés pour 6 gels par condition, donc une valeur médiane de 18 mesures par condition. Un exemple de numération cellulaire brut d’une expérience typique est montré dans le tableau 2.
      NOTE : Classer une cellule comme un macrophage de vs mousse cellulaire au microscope est subjective et par conséquent peut dépendre de l’enquêteur. Dans les études cliniques, où des expériences sont effectuées sur une longue période de temps, il est important pour compter tous les à réaliser aveuglés par un seul enquêteur. Exemples de cellules spumeuses et de macrophages dans les gels sont donnés à la Figure 2.

7. Analyse des cellules transmigré par écoulement Cytometry

1. de phénotypiquement caractériser les cellules spumeuses et macrophages suite à la migration transendothéliale, digérer les gels en ajoutant 100 µL de collagénase de 1 mg/mL de 37 ° C préchauffé D dilué dans M199 à chaque puits et incuber pendant 20 min à 37 °C/5% CO ₂.
   Remarque : Placez les plaques de 96 puits directement sur les grilles métalliques propre à l’incubateur pour assurer la répartition égale de la chaleur.
2. Après l’incubation, macérer les gels à l’aide d’une pointe de pipette de 200 µL et incuber pendant un autre 20 min à 37 °C/5% CO ₂.
3. Une fois entièrement digérée, filtre et piscine les gels répétées digérées par le biais de 35 µm en nylon mesh plafonnés tubes FACS mis dans la glace et lavage une fois avec FACS se laver (voir Table des matières) à 4 ° C, 300 x g. remettre en suspension les cellules dans 100 µL de FACS Wash
4. Incuber les cellules résultantes avec anticorps conjugués fluorophore spécifiques CD45, un marqueur de vivre/dead cell et surface/intracellulaire marqueurs phénotypiques ou fonctionnelles d’intérêt à l’aide de protocoles de cytométrie de flux standard.
   NOTE : Préparer le contrôle tubes d’indemnisation en utilisant les fluorophores appropriés et les perles de compensation Ig. Extrait de cellules peuvent également être collectées sur lames de verre pour la microscopie en immunofluorescence par cytospinning. Alternativement, nous avons recueilli avec succès des cellules utilisant ce protocole pour évaluation par imagerie de cytométrie.
Acquérir des cellules à l’aide d’un cytomètre en flux
5. et effectuer une compensation conformément à.
   NOTE : Comme mousse cellules/macrophages peuvent ne pas faire les populations individuelles à l’aide de propriétés de la lumière et peuvent différer considérablement en taille et en forme, définissez libérale avant scatter (FSC) et les portails de diffusion (SSC) côté afin de capturer toutes les cellules migrés comme indiqué dans < classe forte = « xfig » > Figure 3 a.
6. Après acquisition, effectuer l’analyse des données à l’aide de logiciels de cytométrie de flux. Pour identifier les cellules migrés, commencez par sélectionner les cellules comme négative pour le marqueur de vivre/morts, comme illustré à la Figure 3 b. Ensuite, effectuer une discrimination unicellulaires en créant une barrière étanche autour des cellules montré sur un terrain de vs SSC-hauteur SSC-domaine.
7. Sélectionnez CD45 ⁺ cellules et porte la population majeure de cellules migrés dans une parcelle FSC/SSC car ce sont les cellules macrophages/mousse.

Results

Quantifier la transmigration de monocyte

Monocytes sont ajoutés au modèle tel que décrit à la Figure 1, et 6 gels sont préparés pour chaque condition. Monocytes pour 6 gels par donneur (i.e.5.0 x 10⁴ monocytes par gel 6 gels = 3.0 x 10⁵ monocytes par donneur) sont remises en suspension pour un volume final de 600 µL de M199 médias contenant les lipides...

Discussion

Le protocole décrit ici vous propose une méthode polyvalente et physiologiquement pertinente pour évaluer l’athérogénicité des monocytes de cohortes cliniques humaines, en combinant les transmigration de monocyte et formation de cellules de mousse. Ce modèle offre des avantages par rapport aux autres méthodes de formation de mousse cellulaire car il prend en compte l’effet de la transmigration de monocyte sur la formation de mousse cellulaire et permet la mesure de transmigration inverse⁶ en plus ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
forts
NaOH	Sigma-Aldrich	221465-500G	0,1 M NaOH dilué dans H20
10x M199	Sigma-Aldrich	M0650
AcCOOH	Sigma-Aldrich	695092-100ML	20 mM Acide acétique dilué dans H20
Collagène bovin Cultrex I	R& D Systems	3442-050-01	Type I Collagène fibreux
Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Comments
>Culture cellulaire
M199	Life Technologies	11150-059	Milieu M199 contenant des sels d’Earle, de la L-glutamine et 2,2 g/L de bicarbonate de sodium. Milieu complété par 100 µ ; g/mL de L-glutamine  ; et 100 U/mL de pénicilline/streptomycine  ;
M20			Supplémenté en M199 contenant 20 % de sérum mélangé ou de donneur inactivé par la chaleur. Des espèces lipidiques individuelles telles que le LDL peuvent être ajoutées à M199.
			cellules endothéliales primaires du cordon ombilical humain (HUVEC) peuvent être isolées à partir de cordons ombilicaux donnés avec un consentement éclairé et une approbation éthique. Le HUVEC isolé peut également être acheté dans le commerce.
		endothéliales de l’artère coronaire humaine	Les cellules endothéliales primaires de l’artère coronaire humaine peuvent être isolées à partir d’artères données avec un consentement éclairé et une approbation éthique. Les cellules isolées peuvent également être achetées dans le commerce.
EDTA	BDH Merck	10093.5V	Acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) - 0,5 M, pH 8,0
EGTA	Sigma-Aldrich	E3889-500G	Éthylène glycol-bis(&beta ;-aminoéthyl éther)-N,N,N',N'-acide tétraacétique (EGTA) - 1 mM, pH 8,0
0,05 % trypsine EDTA	Gibco	25300-054	0,05 % trypsine/0,53 EDTA (1X)
L-glutamine	Gibco	25030-081	L-glutamine (200 mM)
Pénicilline/streptomycine  ;	Gibco	15140-122	Pénicilline/streptomycine (10 000 unités/mL de pénicilline et 10 000 µ ; g/mL Streptomycine)
Sérum de veau nouveau-né	Gibco	16010-142	Sérum de veau nouveau-né : origine néo-zélandaise
Fibronectine	Sigma-Aldrich	F1056-1MG	Fibronectine - 50 µ ; g/mL d’aliquotes préparées et entreposées
PBS (1x)	Gibco	14200-075	Solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco’s (10x) : Diluer à 1x avec du H20
stérile 0,1	TNF Gibco	PHC3015	TNF humain recombinant - Reconstitué dans H20 et stocké dans 10 µ ; g/mL aliquotes
Lipoprotéines de basse densité	Merck Millipore	LP2-2MG	Lipoprotéines de basse densité (LDL)
Nom	Entreprise	>Numéro de catalogue	Comments
Microscopy
1 ou 2 % de formaldéhyde	Polysciences	4018	1 ou 2 % de formaldéhyde dilué avec du H20
stérile 50 % et 78 % de méthanol	Ajax Finechem	318-2.5L GL	50 % ou 78 % v/v de méthanol, dilué avec du h20
Colorant O rouge huile	Sigma-Aldrich	O0625-25G	Diluer à 2 mg/mL dans 22 % de NaOH 1M et 78 % (v/v) de méthanol
Lames de microscope	Mikro-Glass	S41104AMK	Lames de microscope jumelles givrées à 45 degrés (25 X 76 mm)
Fiches de recouvrement	Menzel-Glä ; ser	MENCS224015GP	22 x 40 mm #1.5 taille #1.5 Couvercle en verre
Ruban adhésif double face	3M Scotch	4011	Ruban de montage extérieur super résistant (25,4 mm x 1,51 m)
Teinture Giemsa	Merck Millipore	1.09204.0500	Solution de bleu de méthylène azur de Giemsa (stock dilué 1:10 en H20)
Perforatrice			à main (poinçon de 6,35 mm)
Name	Company	Numéro de catalogue	Comments
Cytométrie en flux
Collagenase D	Roche Diagnostics	11088858001	Collagenase D diluée dans un milieu M199 à 1 mg/mL  ;
35 et micro ; m tubes FACS en polystyrène recouvert de maille de nylon	BD Biosciences	352235	35 & micro ; m tubes FACS en polystyrène recouvert de maille de nylon
Live/Dead Fixable Yellow Dead	Cell stain Life Technologies	L34959	Live/Dead Fixable Yellow Dead Cell
stain FACS wash Préparez			en mélangeant 1 X PBS-, 2 mM EDTA et 1 % Sérum de veau nouveau-né
Name	>Company	Numéro de catalogue	Comments
Plasticware
96 plaque à puits	Nunclon	167008	Delta surface à fond plat 96
puits 10 cm Boîte de Pétri	TPP	93100	Stérile 10 cm Boîte de Pétri
1,5 mL Tubes Eppendorf	Eppendorf	0030 125.150	Eppendorf tubes
Transfer pipette	Samco Scientific	222-20S	Pipette de transfert stérile (1 mL, grande poire)