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Article de méthode

Microfractured autologue et purifiée du tissu adipeux pour gestion arthroscopique des lésions cartilagineuses de l’astragale

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DOI :

10.3791/56395

⸱

23 janvier 2018

 ,  ,  ,  , 
1IRCCS Istituto Ortopedico Galeazzi - C.A.S.C.O. Piede e Caviglia, 2Dipartimento di Scienze Biomediche per la Salute, Università degli Studi di Milano

Dans cet article

Résumé

Le but de cette étude est de déclarer un protocole pour le traitement arthroscopique des lésions cartilagineuses de l’astragale en utilisant microfractured et purifiées cellules souches dérivées d’adipeux.

Résumé

Ces dernières années, des techniques de régénération ont été plus en plus étudiés et utilisés pour traiter les lésions cartilagineuses de l’astragale. En particulier, plusieurs études ont porté leur attention sur les cellules souches mésenchymateuses dérivées du tissu adipeux. Cellules souches dérivées d’adipeux (ADSCs) présentent des caractéristiques morphologiques et des propriétés similaires aux autres cellules mésenchymateuses et sont capables de se différencier en plusieurs lignées cellulaires. En outre, ces cellules sont également largement disponibles dans le tissu sous-cutané, ce qui représente de 10 à 30 % du poids corporel normal, avec une concentration de 5 000 cellules par gramme de tissu.

Dans la technique présentée, la première étape consiste à récolter des ADSCs de l’abdomen et un processus de microfractures et purification ; Ensuite, l’intervention chirurgicale est effectuée entièrement arthroscopie, avec moins dissection des tissus mous, la meilleure visualisation conjointe et une récupération plus rapide par rapport aux standards. Arthroscopie se caractérise par une première phase où la lésion est identifiée, isolée et préparée avec microperforations ; la deuxième étape, réalisée sèche, consiste en l’injection de tissu adipeux au niveau de la lésion.

De janvier 2016 à septembre 2016, quatre patients ont subi un traitement arthroscopique des lésions cartilagineuses de l’astragale avec microfractured et purifiée du tissu adipeux. Tous les patients ont rapporté une amélioration clinique, six mois après la chirurgie, avec aucune complication signalée. Les scores fonctionnels au dernier suivi sont encourageants et confirment que la technique offre fiable de douleur et améliorations chez les patients atteints de lésions cartilagineuses de l’astragale.

Introduction

Arthroscopie est l’étalon-or pour le traitement des lésions cartilagineuses de l’astragale (liens) dans le but de soulager la douleur, rétablir la fonctionnalité et améliorer la qualité de vie, particulièrement chez les patients jeunes et actifs.

Actuellement, les techniques arthroscopiques peuvent être classés en trois façons. La technique réparatrice stimule les cellules de la moelle osseuse à travers un débridement et microperforations au niveau de la lésion. La technique reconstructive remplace la lésion à l’aide d’un greffon autologue ou hétérologue ostechondral. La technique régénérative exploite la capacité des cellules multipotentes à différencier et à reproduire pour reconstruire le tissu endommagé1,2,3,4,5,6 .

Ces dernières années, les techniques de régénération ont fait l’objet de nombreuses études in vitro et in vivo pour le traitement des liens et des cellules souches mésenchymateuses en particulier dérivées du tissu adipeux (ADSCs)7,8 , 9. ces cellules souches mésenchymateuses présentent des caractéristiques morphologiques et fonctionnelles similaires à d’autres cellules multipotentes, isolés des autres tissus ; ils ont également la capacité à se différencier en plusieurs et cellulaires différentes lignes fois in vitro et in vivo10,11,12,13. L’accent mis sur la recherche au sujet de ces cellules est principalement en raison de leur localisation, en fait elles représentent entre 10 % et 30 % du poids corporel normal avec une concentration de 5 000 cellules par gramme de tissu13,14. En revanche, un facteur qui limite l’utilisation de ces cellules est lié à leur manipulation au cours de procédures de laboratoire. Le lipoaspirate contenant des agrégats des adipocytes, les fibres de collagène et composants vasculaires normales est enzymatiquement transformé avec le collagène de type I A et soumis à l’hémolyse avant la culture. Le but ici est de décrire le protocole pour le traitement des lésions cartilagineuses de l’astragale en utilisant microfractured et purifiée du tissu adipeux.

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Protocole

Toutes les interventions effectuées dans les études impliquant des participants humains ont été conformément aux normes éthiques de la Commission de recherche institutionnels et/ou national et avec la déclaration d’Helsinki de 1964 et ses amendements ultérieurs ou éthiques comparables normes.

1. anamnèse

  1. Commencer l’examen clinique avec une anamnèse détaillée.
    Remarque : Un BTA doit toujours être suspectée en cas d’instabilité de la cheville avec des entorses répétées associées d’enflure, la raideur, douleur et blocage mixte. En outre, dans de nombreux cas OLT peut être associée à des antécédents de maladie systémique, comme une maladie inflammatoire ou vasculaire, neuropathie ou une maladie neurologique et le diabète. L’usage de drogues ou des problèmes médicaux qui peuvent influencer la guérison doit être évalué et pris en compte.

2. clinique examen

  1. Évaluer le patient en position orthostatique pour mettre en évidence la cheville ou la difformité du pied arrière. Évaluer divers musculaires et tendineuses de fonction et de la cheville du mouvement (ROM). Une tendresse diffuse est souvent présente, surtout pendant l’extension et de flexion maximale, et ce n’est pas rare de rencontrer une zone sensible au toucher au niveau de l’articulation articulaire.
  2. Effectuer un essai de tiroir antérieur et postérieur pour identifier une instabilité de la cheville latérale concomitante.
  3. Au cours de la consultation préopératoire, enregistrer les scores cliniques et fonctionnels suivants : American orthopédique pied & cheville Society (AOFAS) cheville et le pied arrière scores15, échelle analogique visuelle (VAS) douleur score16et 12 items forme abrégée Health Survey (SF-12)17.

3. radiological Assessment

  1. Effectuer un poids bilatéraux portant la radiographie du pied et la cheville. Il s’agit de classiques portantes antéro-postérieure (AP) mortaise et vue latérale sur le poids du corps de la cheville. Acquitteront mortaise AP en position neutre et 15 degrés de rotation interne pour une meilleure visualisation de l’astragale.
    NOTE : Seulement 50 % de l’OLT peut être diagnostiquée avec radiographie ; en cas de grosses lésions, une zone d’os détaché entouré de radioclarté peut être noté18.
  2. Aucune détection conventionnelle calculée tomographie-(CT-scan) de la cheville. Un CT-scan permet une localisation précise et la taille de la lésion, identifier également des fragments d’os en cas de détachement. Le point faible de la CT est la possibilité d’afficher l’état du cartilage. Une étude antérieure a montré une sensibilité et une spécificité de 0,81 et 0,99, respectivement, pour la détection des liens sur CT19,20.
  3. Effectuer l’imagerie de résonance magnétique (IRM) de la cheville. L’IRM est fondamentale dans l’évaluation os sous-chondral et de cartilage. En outre, l’IRM n’implique pas de rayonnements ionisants et permet une meilleure visualisation des tissus mous. La littérature rapporte une sensibilité et une spécificité de 96 % dans la détection des liens21,22.

4. surgical Technique

  1. Récolte et la transformation du tissu adipeux
    1. Préparer la solution de Klein : 1 L de solution saline 9 g/L, 50 mL de lidocaïne à 1 %, 1 mL d’adrénaline 1 : 1000, 10 mL de bicarbonate de sodium de 8,4 % et 0,1 mL de 10 mg/mL de triamcinolone acétonide.
    2. Créer deux para-ombilical incisions d’environ 0,5 cm avec une lame de bistouri. Injecter environ 300 mL de solution de Klein dans le tissu graisseux sous-cutané de l’abdomen à travers les incisions à l’aide de seringues de 60 mL avec une aiguille 18G (Figure 1).
    3. Récolter 40-45 mL de ADSCs à l’aide d’une canule émoussée 13G attaché à une seringue de 20 mL et introduit dans le kit de transformation (Figure 2). En règle générale, effectuer la récolte dans la zone peri-ombilical.
    4. Insérer 100-130 mL de lipoaspirate dans le système fermé. Pousser le lipoaspirate dans l’appareil à travers un filtre grand d’obtenir une première réduction de cluster ; dans le même temps, une quantité correspondante d’une solution saline s’arrête vers le sac de gaspiller. Un rôle central est joué par billes inox pour obtenir une émulsion temporaire entre l’huile, du sang et une solution saline. Enlever les résidus d’hydrocarbures et le sang contaminé par un contre-courant de gravité d’une solution saline.
    5. Après cette étape de lavage (la solution courante apparaît clair et le jaune de lipoaspirate), arrêter le flux de salin et d’inverser le dispositif (cap Gris vers le haut), menant à la deuxième réduction de cluster adipeuse. Obtenir la réduction en poussant les amas adipeux flottants à travers le filtre hexagonal deuxième coupe, poussant le liquide par en dessous avec une seringue de 10 mL. Recueillir le produit final dans une seringue de 10 mL reliée à l’ouverture supérieure de l’appareil.
      Remarque : Le kit de traitement pour les tissus adipeux améliore la technique de lipofilling standard : en fait, le système se compose d’un système cylindrique fermé, immersion totale, basse pression, afin d’obtenir un produit fluid et homogène contenant un grand nombre des péricytes. Cette procédure permet le traitement des cellules adipeuses exclusivement par l’intermédiaire de forces mécaniques douces et préserver l’intégrité de la niche stroma vasculaire. Le processus est la moins traumatisante possible et rend le produit final disponible en peu de temps (15-20 min), sans traitements enzymatiques ou d’expansion. Bon état vasculostromal niches aident le processus de guérison.
    6. Une fois que les ADSCs ont été récoltés, appliquer un bandage de compression sur l’abdomen.
  2. Intervention chirurgicale et l’Injection de tissu adipeux
    1. Placer le patient en position couchée sous anesthésie spinale avec un garrot, sous une pression de 250 mmHg, au niveau de la cuisse pour diminuer le saignement et permettre une meilleure arthroscopique visualisation1.
    2. Marquer les repères anatomiques sur la peau avec un crayon dermographique. Points de repère sont indispensables pour éviter les lésions iatrogènes.
      Marquer ce qui suit (Figure 3) :
      les deux malléoles (latérale (LM) et médiale (MM))
      la ligne commune antérieure (JL), identifiée avec dorsi - et -flexion plantaire de la cheville
      le tibialis anterior tendon (TAT) et le tendon d’Achille
      la grande saphène externe de la veine, qui se déroule juste devant la malléole interne
      le nerf péronier superficiel (SPN)
    3. Tout d’abord, effectuez le portail antéro médial juste au tibialis anterior tendon, coïncidant avec une tache molle. Ce portail représente le portail de l’approche. Dans la plupart des cas, une dépression avec la cheville en flexion dorsale est visible et palpable.
      1. Couper seulement la peau avec une lame et ensuite perforer la capsule par dissection non tranchante. Prendre soin d’éviter le nerf saphène interne et la veine grande saphène. La veine saphène est situé 9 mm latéralement sur le portail, tandis que le nerf est environ 7,4 mm latéral sur le portail. Cela constitue l’un des deux portails Regarde un primaire.
    4. Vérifier la ligne commune, placer le portail anterolateral, médial à la malléole et latérales au tendon extenseur des orteils.
      Remarque : Lorsque vous effectuez le portail anterolateral, empêche toute blessure au nerf cutané dorsal intermédiaire (la branche latérale du nerf péronier superficiel) ; pour cette raison, après la découpe, la peau doit être suivie par dissection par clivage.
    5. Inspecter le cartilage articulaire afin d’évaluer la taille et la position. Évaluer l’État et la qualité du cartilage avec le palpator. Les lésions cartilagineuses de l’astragale sont généralement situées soit posteromedially soit cristallinienne.
      1. Effectuer un traitement sous arthroscopie à l’aide d’arthroscopes de 2,7 mm grand angle avec un angle de 30°, mais certains chirurgiens utilisera un arthroscope 4 mm plus grande et conserver l’instrument dans la cavité antérieure de l’articulation. Techniques de distraction conjointe non invasifs et hyper flexion plantaire peuvent servir à accéder à la plupart de la coupole talar.
      2. Dans le cas d’une lésion postérieure par voie percutanée placer un épandeur Hintermann pour distraire l’articulation et de permettre l’exposition de la lésion. L’épandeur Hintermann a un levier d’ouverture bras appliqué sur les deux K-fils précédemment placés dans le tibia et les os talar médial ou latéral, selon le côté de la lésion. Dans le cas d’une lésion latérale, prendre soin d’insérer le fil K proximal dans l’OS tibial, évitant le péroné, pour atteindre la meilleure distraction de l’articulation.
    6. Préparer la lésion avec une curette, supprimant le cartilage endommagé et instable, la couche calcifié et l’OS nécrotique et sclérosé afin de créer une forme régulière contenaient lésion avec épaules frontières. Pour cette étape, utilisez une curette arthroscopique standard (Figure 4).
    7. Stimuler les cellules souches de la moelle osseuse de l’os sous-chondral effectuant des microperforations sans ambages de l’extérieur vers l’intérieur de la lésion.
      1. Accomplissent les perforations avec des intervalles d’environ 3 mm entre eux. Induire des microfractures utilisant un médiator chondrales sur l’os sous-chondral sains sous le défaut (Figure 5).
        Remarque : Une hémorragie entraîne la formation d’un caillot de fibrine. Produits, via l’activation de la cascade inflammatoire, la coagulation du sang libèrent des médiateurs vasoactifs, facteurs de croissance et cytokines. Ces facteurs ont le pouvoir de stimuler l’invasion vasculaire et la migration des cellules souches mésenchymateuses dans la portion chondrales de la lésion. Ces cellules pluripotentes sont stimulés à se différencier en fibroblastes, chondrocytes et les ostéoblastes et jouent un rôle important dans la stimulation de la réparation de la lésion. Facteurs de croissance paracrine dans l’environnement articulaire favorisent la formation de la matrice extracellulaire et la production de fibrocartilage. Dans le même temps, les cellules de la partie osseuse de la lésion produisent un tissu d’os immature qui est progressivement remplacé par un os mature.
    8. Enlevez l’eau intra-articular utilisation du rasoir à l’aspiration et le liquide restant à l’aide d’une éponge de coton jusqu'à ce que le joint soit complètement sec.
  3. Injection d’adipeux dérivées de cellules souches
    1. Injecter 5-7 mL de cellules souches issues d’adipeux, préalablement préparé à l’étape 4.1.3, dans l’articulation de la cheville à l’aide d’un des deux portails (antéro ou antérolatérale).
    2. Relâcher le garrot.

5. postopératoire soins

  1. Éviter les mouvements de la cheville pendant 15 jours, avec la branche exploitée libératoire.
  2. 15 jours après la chirurgie, permettent des mouvements actifs et passifs de la cheville, jusqu'à la guérison complète et amplitude de mouvement est atteint.
  3. Permet la charge 30 jours après la chirurgie.

6. clinique et radiographique suivi

  1. Évaluer les patients cliniquement et radiologiquement à six et douze mois et, par la suite, chaque année. Le protocole de suivi se compose de cheville AOFAS et pied arrière partitions, score de douleur Eva et SF-12 à chaque virage15,16,17. L’examen radiographique comprend un IRM et scanner de la cheville exploitée.

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Résultats

De janvier 2016 à septembre 2016, quatre patients ont subi un traitement arthroscopique des lésions cartilagineuses de l’astragale avec microfractured et purifiée du tissu adipeux. Tous les patients ont rapporté une amélioration clinique six mois après la chirurgie. Les résultats cliniques préliminaires sont présentés au tableau 1. Pas de complications ont été signalées.

Ces dernières années, l’utilisation de AD...

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Discussion

Ces dernières années, les essais cliniques et précliniques ont concentré leurs efforts sur l’effet de ADSCs pour traiter différentes pathologies musculo-squelettiques. Le but de cet article est de décrire le protocole pour le traitement des lésions cartilagineuses de l’astragale à l’aide de microfractured et le tissu adipeux purifié en liaison avec microperforations sous arthroscopiques. Le protocole implique plusieurs étapes critiques à hauts risques de complications. Pendant la récolte de matière grasse, les complicati...

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Déclarations de divulgation

Federico Giuseppe Usuelli, MD, rapports de droits personnels par Integra et Geistlich et de subventions et les personnels de Zimmer, en dehors de la proposition.

Remerciements

Les procédures sont effectuées en utilisant le système de Lipogems.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
PROCESS KIT - KIT DE TRAITEMENT POUR LIPOGEMS DE TISSU ADIPEUXLG PK 60Lipogems Kit pour obtenir des ADSC microfracturés et purifiés
HINTERMANN SPREADERINTEGRAL’écarteur permet d’accéder à la majeure partie du dôme talaire, en particulier en cas de lésion postérieure
CUPULE CURETTEARTHREXAR-8655-02Pour enlever le cartilage endommagé et l’os
nécrotique et scléroséPIC CHONDRAL 30° ; POURBOIRE / 60° ; ASTUCEARTHREXAR-8655-05
AR-8655-06		Pour percer la microperforation au niveau de la lésion, en stimulant le saignement de l’os sous-chondral
SHAVERARTHREXAR-7300SRPour nettoyer l’articulation et aspirer l’eau
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Références

  1. D'Ambrosi, R., Maccario, C., Serra, N., Liuni, F., Usuelli, F. G. Osteochondral Lesions of the Talus and Autologous Matrix-Induced Chondrogenesis: Is Age a Negative Predictor Outcome? Arthroscopy. 33 (2), 428-435 (2017).
  2. Becher, C., et al. T2-mapping at 3 T after microfracture in the treatment of osteochondral defects of the talus at an average follow-up of 8 years. Knee Surg. SportsTraumatol. Arthrosc. 23 (8), 2406-2412 (2015).
  3. Polat, G., et al. Long-term results of microfracture in the treatment of talus osteochondral lesions. Knee Surg. Sports Traumatol. Arthrosc. 24 (4), 1299-1303 (2016).
  4. van Bergen, C. J., et al. Arthroscopic treatment of osteochondral defects of the talus: outcomes at eight to twenty years of follow-up. J. Bone Joint Surg. Am. 95 (6), 519-525 (2013).
  5. van Eekeren, I. C., et al. Return to sports after arthroscopic debridement and bone marrow stimulation of osteochondral talar defects: a 5- to 24-year follow-up study. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 24 (4), 1311-1315 (2016).
  6. D'Ambrosi, R., Maccario, C., Ursino, C., Serra, N., Usuelli, F. G. Combining Microfractures, Autologous Bone Graft, and Autologous Matrix-Induced Chondrogenesis for the Treatment of Juvenile Osteochondral Talar Lesions. Foot Ankle Int. 38 (5), 485-495 (2017).
  7. Usuelli, F. G., D'Ambrosi, R., Maccario, C., Indino, C., Manzi, L., Maffulli, N. Adipose-derived stem cells in orthopaedic pathologies. British Medical Bulletin. , (2017).
  8. Kim, Y. S., et al. Assessment of clinical and MRI outcomes after mesenchymal stem cell implantation in patients with knee osteoarthritis: a prospective study. Osteoarthr Cartilage. 24 (2), 237-245 (2016).
  9. Koh, Y. G., Choi, Y. J., Kwon, S. K., Kim, Y. S., Yeo, J. E. Clinical results and second-look arthroscopic findings after treatment with adipose-derived stem cells for knee osteoarthritis. Knee Surg. Sports Traumatol. Arthrosc. 23 (5), 1308-1316 (2015).
  10. Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol. Biol. Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
  11. Taléns-Visconti, R., et al. Human mesenchymal stem cells from adipose tissue: Differentiation into hepatic lineage. Toxicol. In Vitro. 21 (2), 324-329 (2007).
  12. Timper, K., et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells differentiate into insulin, somatostatin, and glucagon expressing cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 341 (4), 1135-1140 (2006).
  13. Tremolada, C., Palmieri, G., Ricordi, C. Adipocyte transplantation and stem cells: plastic surgery meets regenerative medicine. Cell. Transplant. 19 (10), 1217-1223 (2010).
  14. Keramaris, N. C., et al. Endothelial progenitor cells (EPCs) and mesenchymal stem cells (MSCs) in bone healing. Curr. Stem Cell. Res. Ther. 7 (4), 293-301 (2012).
  15. Leigheb, M., et al. Italian translation, cultural adaptation and validation of the American Orthopaedic Foot and Ankle Society's (AOFAS) ankle-hindfoot scale. Acta Biomed. 87 (1), 38-45 (2016).
  16. Ware, J. Jr, Kosinski, M., Keller, S. D. A 12-Item Short-Form Health Survey: construction of scales and preliminary tests of reliability and validity. Med. Care. 34 (3), 220-233 (1996).
  17. Hawker, G. A., Mian, S., Kendzerska, T., French, M. Measures of adult pain: Visual Analog Scale for Pain (VAS Pain), Numeric Rating Scale for Pain (NRS Pain), McGill Pain Questionnaire (MPQ), Short-Form McGill Pain Questionnaire (SF-MPQ), Chronic Pain Grade Scale (CPGS), Short Form-36 Bodily Pain Scale (SF-36 BPS), and Measure of Intermittent and Constant Osteoarthritis Pain (ICOAP). Arthritis Care (Hoboken). 63, Suppl 11. S240-S252 (2011).
  18. Bergen, C. J., Gerards, R. M., Opdam, K. T., Terra, M. P., Kerkhoffs, G. M. Diagnosing, planning and evaluating osteochondral ankle defects with imaging modalities. World. J. Orthop. 6 (11), 944-953 (2015).
  19. van Dijk, C. N., Reilingh, M. L., Zengerink, M., van Bergen, C. J. Osteochondral defects in the ankle: why painful? Knee Surg. Sports Traumatol. Arthrosc. 18 (5), 570-580 (2010).
  20. Madry, H., van Dijk, C. N., Mueller-Gerbl, M. The basic science of the subchondral bone. Knee Surg. Sports Traumatol. Arthrosc. 18 (4), 419-433 (2010).
  21. Mintz, D. N., Tashjian, G. S., Connell, D. A., Deland, J. T., O'Malley, M., Potter, H. G. Osteochondral lesions of the talus: a new magnetic resonance grading system with arthroscopic correlation. Arthroscopy. 19 (4), 353-359 (2003).
  22. Leumann, A., et al. A novel imaging method for osteochondral lesions of the talus--comparison of SPECT-CT with MRI. Am. J. Sports Med. 39 (5), 1095-1101 (2011).
  23. Kim, Y. S., Park, E. H., Kim, Y. C., Koh, Y. G. Clinical outcomes of mesenchymal stem cell injection with arthroscopic treatment in older patients with osteochondral lesions of the talus. Am. J. Sports Med. 41 (5), 1090-1099 (2013).
  24. Kim, Y. S., Lee, H. J., Choi, Y. J., Kim, Y. I., Koh, Y. G. Does an injection of a stromal vascular fraction containing adipose-derived mesenchymal stem cells influence the outcomes of marrow stimulation in osteochondral lesions of the talus? A clinical and magnetic resonance imaging study. Am. J. Sports Med. 42 (10), 2424-2434 (2014).
  25. Kim, Y. S., Koh, Y. G. Injection of Mesenchymal Stem Cells as a Supplementary Strategy of Marrow Stimulation Improves Cartilage Regeneration After Lateral Sliding Calcaneal Osteotomy for Varus Ankle Osteoarthritis: Clinical and Second-Look Arthroscopic Results. Arthroscopy. 32 (5), 878-889 (2016).
  26. Kim, Y. S., Lee, M., Koh, Y. G. Additional mesenchymal stem cell injection improves the outcomes of marrow stimulation combined with supramalleolar osteotomy in varus ankle osteoarthritis: short-term clinical results with second-look arthroscopic evaluation. J. Exp. Orthop. 3 (1), 12(2016).
  27. Hanke, C. W., Bernstein, G., Bullock, S. Safety of tumescent liposuction in 15,336 patients. National survey results. Dermatol Surg. 21 (5), 459-462 (1995).
  28. Illouz, Y. G. Complications of liposuction. Clin Plast Surg. 33 (1), 129-163 (2006).
  29. Dixit, V. V., Wagh, M. S. Unfavourable outcomes of liposuction and their management. Indian J Plast Surg. 46 (2), 377-392 (2013).
  30. Lehnhardt, M., Homann, H. H., Daigeler, A., Hauser, J., Palka, P., Steinau, H. U. Major and lethal complications of liposuction: review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  31. Usuelli, F. G., de Girolamo, L., Grassi, M., D'Ambrosi, R., Montrasio, U. A., Boga, M. All-Arthroscopic Autologous Matrix-Induced Chondrogenesis for the Treatment of Osteochondral Lesions of the Talus. Arthrosc Tech. 4 (3), e255-e259 (2015).
  32. Simonson, D. C., Roukis, T. S. Safety of ankle arthroscopy for the treatment of anterolateral soft-tissue impingement. Arthroscopy. 30 (2), 256-259 (2014).
  33. Suzangar, M., Rosenfeld, P. Ankle arthroscopy: is preoperative marking of the superficial peroneal nerve important? J. Foot. Ankle Surg. 51 (2), 179-181 (2012).
  34. Kraeutler, M. J., et al. Current Concepts Review Update: Osteochondral Lesions of the Talus. Foot Ankle Int. 38 (3), 331-342 (2017).
  35. Looze, C. A., et al. Evaluation and Management of Osteochondral Lesions of the Talus. Cartilage. 8 (1), 19-30 (2017).
  36. Dragoo, J. L., et al. Healing full-thickness cartilage defects using adipose-derived stem cells. Tissue Eng. 13 (7), 1615-1621 (2007).
  37. Lee, S. Y., Kim, W., Lim, C., Chung, S. G. Treatment of Lateral Epicondylosis by Using Allogeneic Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells: A Pilot Study. Stem Cells. 33 (10), 2995-3005 (2015).
  38. Feisst, V., Meidinger, S., Locke, M. B. From bench to bedside: use of human adipose-derived stem cells. Stem Cells Cloning. 8, 149-162 (2015).

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