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Article de méthode

Une intervention chirurgicale de l’Administration des médicaments à l’oreille interne dans un Non-Human primates commune Ouistiti (Callithrix jacchus)

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DOI :

10.3791/56574

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27 février 2018

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1Division of Regenerative Medicine, Jikei University School of Medicine, 2Department of Otorhinolaryngology, Jikei University School of Medicine, 3Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery, Keio University School of Medicine, 4Laboratory Animal Facilities, Jikei University School of Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Nous rapportons une méthode chirurgicale d’administrer des médicaments à l’oreille interne d’un primate non humain, l’Ouistiti commun (Callithrix jacchus), par l’intermédiaire de la membrane de la fenêtre ronde.

Résumé

Plaidoirie de recherche a longtemps été facilitée par les modèles de rongeurs, bien que dans certaines maladies, les symptômes humaines ne peuvent être récapitulées. L’Ouistiti commun (Callithrix jacchus) est un singe de nouveau monde petit, facile à manipuler, qui a une anatomie similaire de l’OS temporal, y compris les chaînes osselets de l’oreille moyenne et l’oreille interne pour les humains, que par rapport à celle des rongeurs. Nous rapportons ici une approche chirurgicale reproductible, sûre et rationnelle à la niche de la fenêtre ronde cochléaire pour l’administration de médicaments à l’oreille interne de l’Ouistiti commun. Nous avons adopté tympanotomie postérieure, une procédure utilisée cliniquement en chirurgie humaine, pour éviter la manipulation de la membrane tympanique qui peuvent causer une perte auditive de conduction. Cette intervention chirurgicale n’a pas entraîné toute perte auditive importante. Cette approche a été possible en raison de la structure de bulla grande du Ouistiti commun, bien que le canal semicirculaire latéral et la partie verticale du nerf facial doivent être examinées attentivement. Cette méthode chirurgicale nous permet d’effectuer l’administration sûre et précise des médicaments sans perte d’audition, qui est très important dans l’obtention de preuve préclinique du concept de recherche translationnelle.

Introduction

Perte d’audition neuro-sensorielle (SNHL) découle principalement de dommages ou d’une déficience dans la cochlée. Causes courantes de la SNHL comprennent vieillissement (presbyacousie,par exemple ), des anomalies génétiques, l’exposition à un bruit fort, infection et médicaments ototoxiques1. L’Organisation mondiale de la santé (OMS) estime que plus 360 millions de personnes, ce qui représente 5,3 % de la population mondiale, souffrent de plaidoirie perte2. On estime aussi que 1 à 900 à 1 à 2 500 nouveaux-nés ont modéré, sévère et surdité congénitale permanente profonde et environ un sur trois adultes de plus de 65 ans ont un certain degré de perte d’audience3. Cependant, il n’y a aucun traitement efficace clinique de perte auditive chez ces patients.

Recherche d’audience a longtemps été effectuée en utilisant des rongeurs ou des modèles de cobaye, et plusieurs approches, telles que la thérapie génique et de thérapie régénérative, ont été suggérés comme nouveau traitement pour la perte auditive. Cependant, il y a une grande différence entre les humains et les rongeurs en ce qui concerne le système auditif, et il est très difficile à traduire des modèles animaux à des applications humaines. L’Ouistiti commun (c. jacchus), un singe du nouveau monde originaire de l’Amazonie, est devenu un modèle attrayant de primates non humains pour diverses études de recherche fondamentale pour plusieurs raisons. Tout d’abord, l’anatomie et la physiologie sont plus semblables à ceux de l’être humain plutôt que de rongeurs. En second lieu, l’information de base biologique sur cette espèce, y compris les maladies, les réseaux neuronaux, le comportement et le génome, est bien caractérisée. Traitement sonore et vocal, le codage cortical de la périodicité, la représentation de la hauteur et les interactions de l’auditif-vocal des ouistitis ont également été signalés4,5,6,7 , 8 , 9 , 10. dans de récentes études histologiques, chercheurs identifiés des profils d’expression distinctifs de 20 gènes de la surdité et l’échangeur d’anions dans la cochlée de l’Ouistiti commun et a constaté que cinq gènes qui sont responsables de surdité progressive et trois échangeur d’anions, avaient des modèles d’expressions différentes de celles des rongeurs11,12. Ces profils nous amènent à penser que l’Ouistiti commun est un outil puissant pour la recherche de l’audience.

Les attributs plus marquées de l’Ouistiti commun comme un animal expérimental sont comme suit :

  • Une manipulation facile avec une petite taille par rapport à certaines espèces de vieux singes du monde : ouistitis adultes pèse de 300 à 400 g et sont environ 60 cm de hauteur, qui ressemble à des rats.
  • Primate hautement reproductif : ouistitis atteignent la maturité sexuelle à l’âge de 18 mois et sont capables de supporter deux fois l’an et produire une progéniture de 4 à 6 par an.
  • Modifications génétiques sont disponibles : Sasaki E et coll. a réussi à créer des transgéniques13 et knock out14 primates à l’aide d’ouistitis de modifications génétiques impliquées dans les troubles neurologiquespar exemple, maladie de Parkinson de ( la maladie et la maladie d’Alzheimer).
  • Les cellules souches embryonnaires (ES) et cellules souches (iPS) pluripotentes induites ont été établis15,16. S’il est plutôt difficile de garder le même nombre d’ouistitis comparée aux rongeurs, la disponibilité de cellules souches ou cellules iPS fournit des tests in vitro qui permettra de réduire le nombre d’in vivo les essais requis.

Afin de faciliter le mieux la recherche translationnelle dans le domaine de la surdité et sa thérapie potentielle, nous avons établi un protocole d’imagerie de l’étude à l’aide de la CT et IRM, l’anesthésie générale et des tests d’audition à l’aide de réponses auditives du tronc cérébral (PEATC). Ces systèmes expérimentaux peuvent nous fournir de meilleures chances d’obtenir la preuve préclinique d’études de concepts qui sont essentiels pour réduire les écarts entre les essais cliniques et études sur les rongeurs. Nous rapportons ici une méthode chirurgicale d’administrer des médicaments à l’oreille interne de l’Ouistiti commun à travers la membrane de la fenêtre ronde. Pour obtenir une vue claire autour de la fenêtre ronde, sans manipulation de la membrane tympanique qui pourrait causer une perte auditive de conduction, il est utile à l’approche de la cavité mastoïde. Cliniquement, cette approche, appelée « tympanotomie postérieure » est bien établie et généralement utilisé pour la chirurgie Cholestéatome implantation cochléaire. Nous croyons que tympanotomie postérieure nous permet d’effectuer l’administration précise de médicaments sans provoquer de perte d’audition.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été effectuées à l’Université de Jikei, Tokyo au Japon. Gestion des animale et des procédures expérimentales ont été approuvées par The Institutional Animal Care et utiliser le Comité de l’Université de Jikei (approbation aucune : 26-060) et interprété conformément aux directives institutionnelles pour l’utilisation des animaux de laboratoire à la Jikei Université, qui concorde avec les lignes directrices pour bonne conduite of Animal Experiments par le Conseil scientifique du Japon (2006). Protection des animaux a été réalisée conformément aux recommandations du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (Institute of Laboratory Animal Resources, 1996).

1. préopératoire

  1. Prendre un balayage crânien de tomographie calculée (CT) d’animaux (ouistitis) afin de faciliter l’identification des structures anatomiques individuelles au moins un mois avant la chirurgie.
  2. Effectuer un test audiométrique au moins un mois avant la chirurgie.
    NOTE : Ici, nous avons utilisé l’ABR pour évaluer l’état de l’audition. En bref, une électrode positive est classée par voie sous-cutanée le vertex et une électrode de référence négative à la base dorsale de l’oreille stimulée. L’électrode de terre a été placé par voie sous-cutanée à la partie dorsale du cou. 17 , 18 ABRs furent évoquées avec ton éclat (ms 1,0 tone burst durée avec 0,1 ms montée et chute de temps). Le niveau sonore a ensuite été réduit à 10 dB pas de son amplitude maximale. À chaque niveau sonore, 512 réponses étaient en moyenne (avec stimulation polarité alternée). ABR seuil a été défini comme le plus faible niveau de pression acoustique (SPL) à qui toute vague a pu être décelée.

2. anesthésie

  1. Animaux rapides depuis la veille de l’intervention chirurgicale sous anesthésie générale.
  2. Administrer 4 % isoflurane et l’air ambiant à 5-6 mL/min avec masque-visage ventilation ou dans une chambre d’induction pour l’induction lente (Figure 1 a). Confirmer que l’animal ne réagit pas aux stimuli douloureux, tels que le pincement de l’orteil.
  3. Anesthestize ouistitis avec injection intramusculaire (dans le muscle crural) d’une combinaison de la médétomidine (0,04 mg/kg), midazolam (0,4 mg/kg) et butorphanol (0,4 mg/kg).
  4. Injecter par voie sous-cutanée d’ampicilline (0,08 mg/g) 30 min ou plus avant l’incision de la peau comme un antibiotique préopératoire.
  5. Placez l’Ouistiti en décubitus dorsal avec la tête vers le haut et d’étendre la tête et du cou. Difficulté du modèle maxillaire à la table avec un fil de nylon et tirer vers le haut de la langue pour obtenir une bonne vue ou un laryngoscope permet de visualiser l’épiglotte et l’entrée du larynx alternativement (Figure 1 b).
  6. Insérer une sonde endotrachéale le long de la surface laryngée de l’épiglotte.
    Remarque : Il est possible d’utiliser un cathéter intraveineux de calibre 16 ou tube d’alimentation, de calibre 6-Français comme une sonde endotrachéale (Figure 1).
  7. Vérifier l' EtCO2 de la sonde endotrachéale afin de confirmer qu’il est correctement placé dans la trachée. Après avoir positionné le tube et mouvement des gaz respiratoires a été vérifiée, fixer la sonde endotrachéale au visage de l’Ouistiti avec du ruban.
  8. Maintenir l’anesthésie entre 1 à 3 % Isoflurane pendant l’opération.
  9. Surveiller le SpO2, EtCO2, température corporelle et la température rectale pendant les opérations. Effectuez toutes les procédures sur un tapis chauffant pour éviter une diminution de la température corporelle.

3. préparation préopératoire

  1. Préparer l’Ouistiti en position couchée et incliner la tête jusqu'à un angle de 30 à 45 degrés sur le côté non opératoire (Figure 2 a).
  2. Raser la région post-auriculaire du côté du dispositif.
  3. Désinfecter la zone chirurgicale avec de l’alcool et povidone iode, tant dans la région de l’auriculaire et le conduit auditif externe.
  4. Placez une feuille de drapage chirurgical avec un trou rond sur l’Ouistiti (Figure 2 b).

4. interventions chirurgicales

  1. Injecter 1 % de chlorhydrate de lidocaïne (avec 1/100 000 épinéphrine, 0,1 à 0,2 mL) par voie sous-cutanée dans l’incision de la peau. Faire une incision dans la peau de postauricular avec une lame de forme ronde n ° 15.
  2. Pour l’hémostase, appuyez sur la zone de saignement à l’aide d’une gaze imbibée adrénaline 1:5,000 dilué. Cautérisation bipolaire est également efficace (Figure 2).
  3. Ouvrir les tissus mous de la région auriculaire après donc ce cartilage auriculaire (c) et muscle auriculaire après (m) peut être reconnus. Exposer l’os du conduit auditif externe qui doit être visible dans le cartilage (Figure 3 a).
  4. Pour vérifier la profondeur de la membrane tympanique, exposer la partie osseuse de la jante tympanique qui peut être reconnue comme l’adhérence de la peau et d’os dans la partie la plus profonde du conduit auditif postérieure.
    Remarque : Cette étape nous permet de reconnaître la profondeur est de la partie latérale de la cavité de l’oreille moyenne (Figure 3 a).
  5. Peler les muscles après auriculaires (muscle sternocléidomastoïdien, ventre postérieur du muscle digastrique et le muscle splénius capitis) vers l’aspect caudal, séparé de l’OS temporal. Puis l’exposer la surface latérale de l’OS temporal (astérisque dans la Figure 3 b).
  6. Faire un trou d’environ 5 mm en arrière du conduit auditif externe avec un produits de diamant de 1,0 mm (Figure 3). Utiliser une vitesse de forage de 1 000-8 000 tr/min selon le site de forage.
    Remarque : Une vitesse lente est suffisante pour une manipulation délicate près du canal semicirculaire ou le nerf facial. Goutte à goutte la solution saline pour l’extraction du site correctement pour éviter le dommage thermique.
  7. Agrandir le trou de forage et de confirmer la position du canal semicirculaire horizontal (CSH), qui renflements vers la cavité mastoïde (Figure 3D).
  8. Confirmer la position du nerf facial dont la partie verticale s’exécute antérieure de HSC. Percer et enlever tous les septums OS, s’ils existent, afin d’obtenir une vision claire de la cavité faciale, qui se trouve au centre de la zone triangulaire entre le nerf facial et les timbales de chorda.
  9. Faire un petit trou de forage entre la partie verticale du nerf facial et le tympan jante (astérisque Figure4 a) avec une fraise diamantée à 0,6 mm de diamètre à 1 000 tr/min.
  10. Déplacer la fraise parallèle au mur canal postérieur pour éviter d’endommager le nerf facial, qui peut être vu comme une ligne rose à travers l’OS éclaircis. Arrêter le forage immédiatement avant que le nerf est exposé comme une structure de la ligne blanche (Figure 4 b).
  11. S’assurer que la niche de la fenêtre ronde peut être visualisée dans le trou (Figure 4). Puis, administrer des médicaments dans la niche avec une aiguille de calibre 25 ou plus mince. Afin de conserver les médicaments dans la niche de la fenêtre ronde, placez une solution visqueuse sur la niche (Figure 4).
  12. Après la confirmation de l’hémostase est bien contrôlée, fermer les couches (couche épidermique et couche dermique) par simple suture interrompu à l’aide de fils absorbants 6-0.
  13. Difficulté de gaze sur la plaie opératoire et y appose un pansement.

5. postopératoire soins

  1. Administrer le chlorhydrate d’Atipamézole (0,15 mg/kg) par voie intramusculaire dans le muscle crural d’antagoniser la médétomidine.
  2. Lorsque spontané respiration commence, retirer la sonde endotrachéale.
  3. Maintenir l’Ouistiti commun dans une unité de soins intensifs à 30 % O2, 29 ℃ jusqu'à ce que l’anesthésie s’estompe pour compléter l’excitation.
  4. Confirmer qu’il n’y a pas de conclusions évocateurs d’un dysfonctionnement vestibulaire comme un nystagmus et retourner l’animal à la cage de reproduction.

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Résultats

Tympanotomie postérieure s’est déroulée sans aucune complication tels que l’infection de site opératoire, saignement avec lésion vasculaire ou un dysfonctionnement vestibulaire, qui se produit parfois avec la manipulation de l’oreille moyenne. Nous avons effectué tympanotomie postérieure sur l’oreille droite de 7 ans Ouistiti commun et administré 1 µL de solution saline tamponnée au phosphate à la niche de la fenêtre ronde. RBZ ont été mesurés avant et deux mois après la chirurgie (

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Discussion

Le volume de la circulation sanguine cochléaire est extrêmement faible, estimée à environ 1/1 000 000 du débit cardiaque total chez l’homme, et l’accès est limité par la présence de la barrière sang-cochlée qui sépare l’oreille interne de la circulation générale19 ,,20. Pour ces raisons, drogues ou l’administration de vecteurs viraux dans l’oreille interne est favorable, sans passer par l’administration systémique mais plutôt par l’administration directe. Dans l...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Le travail est soutenu par des subventions de M.F. du gouvernement japonais MEXT KAKENHI (24592560, 15 H 04991 et 15 K 15624) et le FNS de Takeda à M.F. Jikei University stratégique priorité recherche Fonds pour H.J.O.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
ouistiti communCLEA JaponEDM :C.Marmoset(Jic)
isofluranePhizer
medetomidineZENOAQ
midazolamastellas
butorphanolMeiji Seika
ampicillineMeiji Seika
chlorhydrate de lidocaïneAstraZeneca
  ; 6-0 fil absorbantETHICONRD-1
chlorhydrate d’atipamézoleZENOAQ
phosphate saline tamponnéeWako045-29795
Surge WaveMoritaTR-900-OR
Diamond Bar 006Morita14070057
Diamond Bar 010Morita14070081
unité de soins intensifsMenixP-100

Références

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