Comme les mitochondries sont seulement un petit pourcentage de la cellule végétale, ils doivent être purifiés pour une série d’études. Les mitochondries peuvent être isolés dans divers organes de la plante par homogénéisation, suivie par centrifugation en gradient de différentiel et densité afin d’obtenir une fraction mitochondriale hautement purifiée.
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Article de méthode
Isolement et mesures respiratoire des mitochondries d’Arabidopsis thaliana
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les mitochondries sont des organites essentiels impliqués dans nombreuses voies métaboliques chez les plantes, notamment la production de l’adénosine triphosphate (ATP) de l’oxydation des composés réduits tels que la nicotinamide adénine dinucléotide (NADH) et la flavine adénine dinucléotide (FADH2). L’annotation complète du génome d’Arabidopsis thaliana a mis en place il comme plante modèle système le plus utilisé, et donc la nécessité de purifier les mitochondries des divers organes (feuilles, racines ou fleurs) est nécessaire pour utiliser pleinement les outils qui sont maintenant disponibles pour Arabidopsis étudier la biologie mitochondriale. Les mitochondries sont isolées par homogénéisation du tissu en utilisant une variété d’approches, suivie d’une série d’étapes de centrifugation différentielle produisant un granulé mitochondrial brut qui est ensuite purifiée à l’aide de gradient de densité colloïdal continue centrifugation. La matière colloïdale de densité est ensuite supprimée par plusieurs étapes de centrifugation. A partir de 100 g de tissus de la feuille fraîche, 2 à 3 mg de mitochondries peuvent être régulièrement obtenu. Respiratoires expériences sur ces mitochondries affichent les taux typiques de 100-250 nmol O2 min-1 mg de protéines mitochondriales total-1 (taux de NADH-dépendante) avec la possibilité d’utiliser divers substrats et inhibiteurs de déterminer quels substrats sont être oxydés et la capacité de l’alternative et cytochrome oxydases terminales. Ce protocole décrit une méthode d’isolement des mitochondries des feuilles d’Arabidopsis thaliana en utilisant des gradients de densité colloïdal continue et une mesure efficace respiratoire des mitochondries végétales purifiée.
Introduction
L’histoire de recherche mitochondriale plante remonte à plus de 100 ans1. Les mitochondries intactes ont été isolées pour la première dans les années 1950 en utilisant la centrifugation différentielle. Mitochondries à être purifié sans souffrir l’ajustement osmotique a permis l’avènement d’un gradient de densité colloïdales dans les années 1980. Tandis que les mitochondries purifiées dégradés ne conviennent pas pour la plupart des cas, en raison de la sensibilité de la spectrométrie de masse, contaminants même relativement mineures peuvent être détectés et peuvent être affectées indûment un emplacement mitochondrial2. L’utilisation de libre circulation électrophorèse peut enlever les deux plastidique et peroxysomes contamination3, mais libre écoulement électrophorèse est une technique hautement spécialisée et n’est pas requis pour la grande majorité des études. En outre, quand déterminer l’emplacement d’une protéine, qu'il faut rappeler que double ou multiple ciblant des protéines se produit dans les cellules. Plus de 100 doubles protéines ciblées sont décrits pour les chloroplastes/plastes et mitochondries4et un certain nombre de protéines ciblées aux mitochondries et peroxysomes sont également connus5. En outre, la re-localisation de protéines sous des stimuli spécifiques, par exemple le stress oxydatif, est un thème émergent dans la biologie cellulaire6. Ainsi, l’emplacement des protéines doit être examinée dans le contexte de la biologie a étudié, et une variété d’approches sont utilisées pour déterminer et vérifier l’emplacement2.
Les mitochondries sont généralement isolés des tissus végétaux par homogénéisation, il faut un équilibre entre rupture ouverte la paroi pour libérer les mitochondries et ne pas endommager les mitochondries. Traditionnellement, avec pommes de terre et chou-fleur, homogénéisation implique l’utilisation d’appareils ménagers blender/centrifugeuse pour faire un extrait liquide dans un tampon avec différents composants pour maintenir l’activité. Isolation des mitochondries de feuilles de pois, (un matériel populaire pour isolement mitochondriale à l’aide de jeunes plants (~ 10 jours), utilise un mélangeur pour lyser les cellules car le matériel de feuille est doux. Avec la disponibilité d’insertional knock out de Arabidopsis thaliana ADN-T, la nécessité d’être en mesure de purifier les mitochondries à réaliser des études fonctionnelles a nécessité l’élaboration de méthodes pour isoler les mitochondries des feuilles, racines ou fleurs tissus. Dans l’ensemble les méthodes mises au point pour les autres plantes a travaillé bien contre7, avec l’accessoire qui broyer du matériel nécessaire pour être optimisé. Pour Arabidopsis, cela peut être réalisé de diverses façons (voir ci-dessous) et diffère entre les types de tissus (racine contre shoot). L’utilisation du gradient continu peut également être optimisée comme la densité des mitochondries des différents organes ou stades moyens ils peuvent migrer différemment. Ainsi, pour séparation maximale, la densité du gradient peut être raffinée pour faire en sorte de réaliser la meilleure séparation.
Une fois purifié la mitochondrie peut être utilisée pour une variété d’études, y compris les expériences d’absorption de protéines et ARNt, tests d’activité enzymatique, chaîne respiratoire et buvardage de western. Mitochondries isolées peuvent également servir pour les analyses de la spectrométrie de masse de l’abondance de la protéine. Ciblé plusieurs réaction suivi des analyses (MRM) permet pour la quantification des définie des protéines, mais nécessitent le développement significatif de dosage. En revanche, quantification de diméthyle ou autres isotopes étiquettes8, fournit une approche de découverte dans l’identification des différences à travers le protéome entier qui peut être utilisé pour découvrir de nouveaux points de vue biologiques.
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Protocole
Ce protocole est utilisé pour l’isolation des mitochondries intactes des organes d’Arabidopsis thaliana cultivées sur un sol à l’aide de gradients de densité colloïdal continue. Toutes les procédures après la collecte du matériel sont réalisés à 4 ° C.
1. préparation du tampon de Medium, lavage et Gradient Solutions de meulage
- Préparer 300 mL de broyage moyen (moins ascorbate et cystéine) et 200 mL de tampon de lavage x 2 après le tableau 1 , un jour avant l’isolement, les garder au froid à 4 ° C.
NOTE : Ajouter ascorbate de sodium et de la L-cystéine (base libre) à une concentration finale de 17,84 et 20,36 mM, respectivement, au milieu de broyage dans la matinée de l’isolement. Si les mitochondries sont utilisés pour la tache occidentale ou bleu natif-polyacrylamide gel analyses d’électrophorèse (BN-PAGE), composent 2 x tampon de lavage sans BSA. - Préparer des gradients dans la matinée d’isolement mitochondriale (Figure 1 et tableau 1).
- Faire les solutions lourdes et légères de gradients dans deux béchers ; 35 mL de chacune est suffisant pour deux tubes de gradients.
- Laver les chambres du bec verseur dégradé et tuyau péristaltique en PVC avec de l’eau désionisée et assurer un flux même par l’intermédiaire de la tubulure de tous les tuyaux.
- Mettre 2 tubes à centrifuger (50 mL) avec un léger angle sur la glace avec les sorties du tube péristaltique PVC collée à l’intérieur des tubes pour que la solution dégradée s’exécute sur le côté des tubes.
- Fermer la connexion entre les chambres intérieures et extérieures (levier noir vers le bas). Placez verseur dégradé sur un agitateur magnétique avec une barre de petits remous dans la chambre intérieure.
- Versez la solution dégradé lourd de 35 mL dans la chambre intérieure (chambre avec sortie tube). Diluer la solution dégradée lourde dans les tubes à deux centrifuger mis dans la glace jusqu'à ce que la moitié est restant avec le taux de pompe péristaltique rapide (300 mL/h) la valeur.
- Verser la solution de dégradé léger 35 mL dans le vase externe (chambre sans prise de tubes). Ouvrir la connexion entre les chambres (levier-poussoir noir à mi-chemin vers le haut) et permettent des solutions à mélanger doucement. Mélanger les solutions à l’aide de l’agitateur magnétique.
- Permettre les solutions couler lentement (60 mL/h) jusqu'à ce que tous le mix dégradé a été prélevée des chambres entraînant deux 0 - 4,4 % (p/v) tubes remplis de gradient de la polyvinylpyrrolidone (PVP). Garder les gradients sur la glace jusqu’au moment de l’utiliser en étape 2.12.
Remarque : Une fois que le dégradé a été établi, diluer 2 x lavage moyen à 1 x avec prérefroidies-désionisée et garder froid à 4 ° C.
2. l’homogénéisation et l’isolement mitochondriale
- Couper le tissu de rosette entière de 4 - semaine vieux Arabidopsis plantes cultivées sur le sol avec des ciseaux, au moins 80 usines sera nécessaires pour 1 prép.
NOTE : 10-14 jours vieille eau cultures, minimum de 5 pots/prep, ou 2 - semaine vieux plantules cultivées sur milieu gélosé milieu de Murashige et Skoog basale sel mélange (MS), minimum de 4 assiettes, peuvent également être utilisés. - Placer la moitié de la matière végétale qui a été coupée en petits morceaux dans un grand mortier préalablement refroidi à 4 ° C et le pilon avec 75 mL de broyage moyen (tableau 1) et moudre intensivement pendant plusieurs minutes jusqu'à ce qu’aucun des gros morceaux de tissu ne sont laissés.
- Pré mouillage 4 couches de matériau de filtration (22-25 µm taille de pore) avec support de meulage et filtrer l’homogénat à travers les 4 couches de matériau de filtration à travers un entonnoir en plastique dans une fiole conique de 500 mL.
- Broyer l’autre moitié du tissu avec un autre 75 mL de milieu de meulage.
- Combiner des homogénats dans les matériaux de filtration et filtre autant que possible homogénat à travers.
- Moudre le tissu restant restant sur le matériel de filtration à nouveau avec le restant 150 mL de mouture moyenne, filtre à nouveau dans la fiole conique de 500 mL.
- Centrifuger l’homogénat filtrée dans 8 tubes de centrifugeuse en plastique préalablement refroidie 50 mL à 2 500 g à 4 ° C dans un rotor à angle fixe pendant 5 min.
- Versez le liquide surnageant dans tubes à centrifuger propre (50 mL ; ne pas perturber la pastille verte) et centrifuger à 17 500 x g à 4 ° C pendant 20 min dans un rotor à angle fixe.
- Jeter tout sauf < 3 mL du surnageant par aspiration (ou décanter doucement sans déranger le culot). Doucement Resuspendre le culot dans le surnageant résiduel à l’aide d’un petit pinceau fin.
- Ajouter 10 mL de 1 x tampon de lavage à chaque tube et combiner 4 tubes en tube 1 centrifugeuse propre (c'est-à-dire, donnant 2 tubes).
- Remplir ces tubes de 50 ml de tampon de lavage 1 x et répétez les étapes 2,7 à 2,9.
- Piscine bruts granulés mitochondriales dans 1 tube à l’aide d’un compte-gouttes et dispersent uniformément avec le pinceau fin (une petite quantité du tampon de lavage peut-être être utilisée mais le volume final doit être inférieur à 3 mL pour s’adapter sur le dessus de la pente). La couche doucement la suspension mitochondriale avec un compte-gouttes sur les gradients PVP 0 - continus 2 4,4 % (p/v).
- Équilibrer les tubes en poids (à l’aide de 1 x tampon de lavage) et centrifuger à 40 000 x g à 4 ° C pendant 40 min. Vérifiez que la pause est éteint. Mitochondries vont migrer vers une bande au bas du tube, ou peuvent être présents dans la solution lourde au fond du tube (identifié par une bande nuageuse, jaunâtre ; La figure 2).
- Retirez soigneusement les 5 cm supérieur de solution au-dessus de la bande mitochondriale par aspiration.
- Distribuer le reste de la solution contenant les mitochondries dans 2 tubes propres et remplir avec 1 x tampon de lavage. Répartir uniformément le gradient de densité colloïdales et des mitochondries en couvrant l’embouchure du tube avec un film de paraffine en plastique et en retournant plusieurs fois. Centrifuger 15 min à 31 000 x g à 4 ° C avec freinage lent.
Remarque : Avant la centrifugation, assurez-vous que les mitochondries et le gradient de densité colloïdal restantes sont réparties uniformément. Dans le cas contraire, le gradient de densité colloïdal peut se concentrer au fond du tube et empêcher la granulation des mitochondries. - Retirez le surnageant par aspiration, remplir le tube avec lavage 1 x jusqu'à 50 mL de tampon, puis retournez à nouveau pour assurer un mélange. Centrifuger 15 min à 31 000 x g à 4 ° C avec freinage lent.
- Aspirer le surnageant et recueillir les pellets mitochondriales en aussi petit un volume (~ 500 µL) possible à l’aide d’une pipette avec mis à jour le 200 µL conseils (coupés la pointe un peu au-dessus de son extrémité pour augmenter son ouverture). Placer les mitochondries dans un tube de 1,5 mL et le maintenir sur la glace pour une utilisation immédiate ou conserver à-80 ° C.
Remarque : Si vous servira des mitochondries pour sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel électrophorèse (SDS-PAGE), BN-PAGE ou analyses immunoblot, 1 x tampon de lavage sans BSA utilisent pour les liquides de lavage finales (c.-à-d., étape 2.15 et 2.16). - Déterminer la concentration de protéines des mitochondries à l’aide de la méthode de Bradford.
Remarque : Pour les aliquotes de BN-PAGE centrifuger à 4 ° C et pellet magasin à-80 ° C jusqu'à l’utilisation. Pour la mesure de la consommation d’oxygène, seuls les mitochondries fraîchement isolées peuvent être utilisés.
3. les mesures de consommation d’oxygène
NOTE : La consommation d’oxygène par fraîchement isolées plante mitochondries peuvent être analysées avec une électrode à oxygène de type Clark, permettant la détermination de mitochondrial intact, l’activité cytochrome c voie et l’activité de la voie alternative.
- Installation du logiciel
- Installer sous licence oxygène surveillance logiciel sur l’ordinateur utilisé pour la mesure de la consommation d’oxygène.
- Préparation du milieu de respiration, substrats, solutions chimiques de stock et la sonde à oxygène de type Clark
- Préparer le support de la respiration (300 mM de sucrose, 10 mM NaCl, 5 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4, 0,1 % (p/v) d’albumine sérique bovine (BSA), 10 mM TES (pH 7,2)) utilisé pour des essais de consommation d’oxygène.
- Préparer des substrats, inhibiteurs et effecteurs utilisés pour mesurer la respiration mitochondriale (tableau 2). Ceux-ci peuvent être préparés plus tôt et conservés à-20 ° C.
NOTE : Neutraliser le pH des solutions acides tels que les acides organiques à pH 7,0 avec NaOH avant utilisation. - Chauffer le milieu de la respiration à la même température que la chambre de test (25 ° C).
- Assembler la sonde à oxygène de type Clark comme décrit dans le protocole du fabricant.
- Placer 1 mL d’eau saturée d’air (l’eau saturée d’air est obtenue en agitant vigoureusement une petite quantité d’eau déionisée dans une fiole conique de grande) dans la chambre de mesure. Pour basculer sur l’agitateur, cliquez sur le bouton de « Vitesse d’agitation ». Cliquez sur le bouton « On » et régler la vitesse de l’agitateur à 65 tr/min. Cliquez sur « OK » pour continuer. Remuer l’eau continuellement à 25 ° C.
- Étalonnage de la sonde à oxygène
- Chauffer l’eau qui est utilisée pour l’étalonnage à la même température que la chambre de test (25 ° C).
- Attendez que le courant à stabiliser et à calibrer la sonde à oxygène.
- Pour démarrer l’étalonnage de la sonde à oxygène, cliquez sur le bouton de « Calibrer », sélectionnez « Calibrage de Phase liquide », puis « Air saturées eau. »
- Une nouvelle fenêtre s’ouvrira (oxygène Calibration (Phase liquide) - étape 1 de 5). Sélectionnez le canal à étalonner (le canal de) que la boîte de commande d’électrode est attachée) et entrez les variables (définies « Température de la chambre » à 25 ° C et la « Pression atmosphérique » à 101,32 kPa). Cliquez sur « OK « pour continuer.
- Dans la prochaine étape (étape 2 de 5), le programme d’installation de la vitesse d’agitation (65 tr/min) et cliquez sur « OK » pour continuer.
- À l’étape 3 de 5, attendez le signal atteindre un plateau. Le terme « Plateau atteint, appuyez sur OK pour continuer » s’affiche dans la boîte. Cliquez sur « OK » pour continuer.
- À l’étape 4 de 5, établir zéro d’oxygène dans la chambre en ajoutant le dithionite de sodium 5 mg. Cliquez sur « OK » pour continuer.
Remarque : Une baisse de la concentration d’oxygène doit être visible dans la trace et devrait atteindre 0. - Dans la dernière étape de calibrage (étape 5 de 5), attendez le signal atteindre un plateau. Le terme « Plateau atteint, appuyez sur OK pour continuer » s’affiche dans la boîte. Cliquez sur « OK » pour continuer.
- Cliquez sur « Calibrage de sauver » pour enregistrer l’étalonnage. Une nouvelle fenêtre s’ouvrira. Cliquez sur « OK » pour confirmer pour enregistrer le nouveau calibrage de la boîte de contrôle de l’oxygène.
Remarque : Après l’étalonnage réussi, l’étiquetage « oxygène (nmol/mL) » s’affiche sur l’axe y. - Après calibration, nettoyer la chambre de mesure en rinçant la chambre avec de l’eau (au moins 5 - 10 fois) afin d’assurer un nettoyage correct. Placez 1 mL de milieu de respiration dans la mesure de chambre et laisser la membrane s’équilibrer pendant quelques minutes jusqu'à ce que la trace de la consommation d’oxygène est linéaire.
- Adapter la balance de la trace de la consommation d’oxygène pour obtenir une vue de la bonne pente. Cliquez sur « Zoom XY » et entrez les variables (valeur « Oxygen » 0 - 300 et le « axe du temps » de 0 à 45 min).
- Détermination de l’intégrité mitochondriale
- Avec piston ouvert, ajouter 970 µL de milieu de respiration d’air saturé à la chambre de réaction.
- Ajouter 30 µL isolé mitochondries ou 150 µg de protéines mitochondriales déterminée après l’isolement des mitochondries (protéine totale doit être inclus dans les calculs par la suite) à la chambre de réaction à l’aide d’une pipette avec une pointe coupée.
- Agiter la suspension mitochondriale en continu avec un agitateur magnétique bar (65 tr/min) à 25 ° C à air-saturer la solution.
- Sceller la chambre avec le piston, cliquez sur « Start Recording » pour enregistrer la consommation d’oxygène et permettre la consommation d’oxygène stabiliser (1-2 min).
- Déterminer le taux de consommation d’oxygène manuellement après l’ajout d’ascorbate de 10 mM et 25 µM cytochrome c pendant 5 min obtenir le taux « avant détergent ».
Remarque : Pour spécifier que l’addition de substrats, inhibiteurs et effecteurs directement dans la trace, cliquez sur le bouton « Ajouter événement marque » et saisissez la désignation étiquette correspondante. Cliquez sur « OK » pour continuer. - Déterminer le taux de consommation d’oxygène manuellement pendant 3 min après l’ajout de détergent de 0,05 % (v/v) pour donner le rythme « après détergent ». Cliquez sur « Arrêter l’enregistrement ».
- Cliquez sur le bouton « Tarifs de la Table de modifications ». 2 curseurs apparaissent comme des lignes verticales sur l’écran graphique. Cliquer et glisser les deux curseurs de taux aux postes requis dans la trace pour définir l’intervalle de taux. Déplacer l’intervalle de vitesse le long de la trace à l’aide du curseur gauche taux. Définissez l’intervalle de taux lui-même en utilisant le curseur de droite taux. L’oxygène automatiquement le logiciel de surveillance dessine une ligne de régression entre les deux curseurs tout en déplaçant les curseurs d’intervalle de vitesse le long de la trace.
- Une fois que l’intervalle de taux souhaité et la position a été définie, entrer le taux dans la table avec un clic droit sur 1 des 2 curseurs et sélectionnez « Ajouter le taux à Table. » Cliquez sur le bouton « Ajouter » pour confirmer pour afficher la vitesse sur le tableau principal taux.
- Calculer l’intégrité mitochondriale en divisant le taux « avant détergent » par le taux « après détergent », exprimé en pourcentage et il en soustraire 100.
- Détermination de la respiration mitochondriale
- Avec piston ouvert, ajouter 970 µL de milieu de respiration d’air saturé à la chambre de réaction. Ajouter 500 µM ATP et 30 mitochondries µL isolé ou 150 µg de protéines mitochondriales en utilisant une pipette avec une pointe coupée au milieu de la respiration dans la chambre de réaction.
- Agiter la suspension mitochondriale en continu à l’aide d’un agitateur magnétique bar (65 tr/min) à 25 ° C.
- Piston à proximité, cliquez sur « Start Recording » pour enregistrer la consommation d’oxygène et attendre 1-2 min pour le taux de consommation d’oxygène stabiliser (lorsque la trace de la consommation d’oxygène est linéaire). Ajouter succinate de 5 mM. Enregistrer le taux de consommation d’oxygène pendant environ 2 min.
Remarque : Pour spécifier que l’addition de substrats, inhibiteurs et effecteurs directement dans la trace, cliquez sur le bouton « Ajouter événement marque » et saisissez la désignation étiquette correspondante. Cliquez sur « OK » pour continuer. - Ajouter 1 mM l’adénosine diphosphate (ADP). Continuer à enregistrer le taux de consommation d’oxygène pendant 2 min.
- Ajouter 1 mM NADH. Enregistrer le taux de consommation d’oxygène pendant 4 à 8 min. Ce taux est la capacité de respiration par l’intermédiaire de la cytochrome oxydase.
- Ajouter 1 mM le cyanure de potassium (KCN) (ou 2,5 µM myxothiazol ou 5 µM antimycine A) pour inhiber la voie du cytochrome c et continuer d’enregistrer pendant environ 2 min observer la consommation d’oxygène par l’intermédiaire de l’oxydase alternative.
- Ajouter 5 mM le dithiothréitol (DTT) et pyruvate de 10 mM pour activer complètement l’oxydase alternative. Continuer à enregistrer pour les 5-7 min : il s’agit de la capacité de l’oxydase alternative.
- Ajouter 500 µM n-propyl gallate (nPG) et d’enregistrer pendant 2 min. Cela évalue le taux de consommation d’oxygène résiduel qui ne peut être inhibée chimiquement. Soustrayez ce taux depuis les autres taux enregistrés, car il n’est pas susceptible d’être mitochondriale à l’origine. La consommation d’oxygène produisent encore après l’inhibition du cytochrome c et voie AOX (par KCN et nPG) est très probablement provenir des peroxydases présents comme contaminants dans les mitochondries isolées9.
- Cliquez sur « Arrêter l’enregistrement ».
- Cliquez sur le bouton « Tarifs de la Table de modifications » et entrer le taux dans la table avec un clic droit sur l’un des deux curseurs, puis sélectionnez « Ajouter des taux à Table ». Cliquez sur le bouton « Ajouter » pour confirmer pour afficher la vitesse sur le tableau principal taux.
Remarque : Lorsque ajoutant effecteurs dissous dans des solvants organiques (p. ex.., l’antimycine A, nPG, myxothiazol), la chambre et le piston doivent être rincés avec de l’éthanol et puis de l’eau pour assurer un nettoyage correct.
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Résultats
Utilisant ce protocole, nous avons été en mesure de détecter différentes protéines mitochondriales par SDS-PAGE et immunoblotting. Comme le montre la Figure 3 a, la protéine isolée du tissu de la culture de l’eau est suffisante pour détecter une faible bande (2 µg). Intensité du signal augmente proportionnellement aux montants chargés. Pour les mitochondries isolées des tissus cultivés sur des plaques (Figure 3 b), la réponse au ...
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Discussion
En règle générale, isolation des mitochondries de l’Arabidopsis laisse rendements jusqu'à 3 mg de mitochondries d’environ 80-100 3 - 4 - semaine vieilles centrales, bien que les rendements de plus de 5 mg est possible souvent avec ponçage minutieux. Le rendement varie en fonction des conditions de croissance et diminue considérablement comme feuilles sénescentes, bien que la structure de la mitochondrie semble être bien entretenu au cours de la sénescence,9. Une des caractéristiques plus important...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Cette étude a été financée par un australien recherche Conseil Centre d’Excellence en usine énergie biologie CE140100008, une australienne Conseil avenir bourse de recherche (FT130100112) pour MWM et une bourse de recherche Feodor Lynen (Alexander von Humboldt Fondation, Allemagne) au JS.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| ADP | Sigma-Aldrich | A2754 | Chimique |
| Antimycine A | Sigma-Aldrich | A8674 | Produit chimique, dissous dans |
| Anticorps AOX | de Tom Elthon | Elthon et al., 1989 | |
| Ascorbate | Sigma-Aldrich | A0157 | Ascorbate Oxydase de Cucurbita sp. |
| ATP | Sigma-Aldrich | A26209 | Produit chimique |
| Albumine sérique bovine (BSA) | Bovogen | BSAS 1.0 | Clarté chimique |
| substrat ECL occidental | Bio-Rad Laboratories | 1705061 | Chemical |
| Criterion Gels préfabriqués sans coloration 8-16 % 18 puits | Bio-Rad Laboratories | 5678104 | Cyanure chimique |
| Sigma-Aldrich | 60178 | chimique | |
| Cytochrome c | Sigma-Aldrich | C3131 | Gélose |
| Difco chimique, granulée | BD Biosciences | 214530 | Chimique |
| Dithiotreitol | Sigma-Aldrich | D0632 | |
| Chimique EDTA Sel disodique | Sigma-Aldrich | E5134 | Chimique |
| Gamborg B-5 Milieu basal | Austratec | G398-100L | Chimique |
| Gamborg Vitamin Solution (1000x) | Austratec | G219-100ML | Chimique |
| Chèvre Anti-Souris IgG (H + L)-HRP Conjugué | Bio-Rad Laboratories | 1706516-2ml | Chimique |
| Chèvre Anti-Lapin IgG (H + L)-HRP Conjugué | Bio-Rad Laboratories | 1706515-2ml | Chimique |
| L-Cysteine | Sigma | C7352-100G | |
| Chimique Sulfate | de magnésiumSigma-Aldrich | 230391 | Chemical |
| Murashige & Skoog Basal Salt Mixture (MS) | Austratec | M524-100L | Chemical |
| Myxothiazol | Sigma-Aldrich | T5580 | Chimique, dissous dans l’éthanol |
| NADH | Sigma-Aldrich | N8129 | |
| Chemical Ndufs4 | anticorps de Etienne Meyer | Meyer et al., 2009 | |
| n-Propyl gallate | Sigma-Aldrich | P3130 | Chimique, dissous dans l’éthanol |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | Produit chimique, gradient de densité colloïdale |
| Polyvinylpyrrolidone (PVP40) | Sigma-Aldrich | PVP40 | |
| Chimique Cyanure de potassium | Sigma-Aldrich | 60178 | Produit chimique |
| Phosphate de potassium monobasique (KH2PO4) | Sigma-Aldrich | P5655 | |
| Pyruvate | Sigma-Aldrich | P2256 | Chlorure |
| sodium | Chem-Supply | SA046 | |
| Dithionite de sodium | chimique Sigma-Aldrich | 157953 | |
| Chimique L-ascorbate de sodium | Sigma | A4034-100G | |
| Succinate | Sigma-Aldrich S2378 | ||
| Chimique Saccharose | Chem-Supply | SA030 | Chimique |
| TES | Sigma-Aldrich | T1375 | Pyrophosphate |
| tétrasodique chimique (Na4P2O7 · ; 10H2O) | Sigma-Aldrich | 221368 | Chemical |
| Trans-Blot Turbo RTA Midi Nitrocellulose Transfer Kit | Bio-Rad Laboratories | 1704271 | Chemical |
| Triton-X 100 | Sigma-Aldrich | X100 | Chimique, détergent |
| Western Blocking Réactif | Sigma | 11921681001 | Balance chimique |
| Mettler Toledo | XS204 | Équipement | |
| Béchers | Isolab | 50 mL | |
| Centrifugeuse | Beckman Coulter | Avanti J-26XP | |
| Équipement Tubes à centrifuger | Nalgene | 3117-9500 | Équipement |
| Circulateur | Julabo | 1124971 | Attaché à chambre d’électrode d’oxygène |
| Fiole conique | Isolab | 500 mL | |
| Compte-gouttes | 3 mL | ||
| Rotor à angle fixe | Beckman Coulter | JA25.5 | |
| Équipement Entonnoir | Per Alimenti | 14 cm | Pour la filtration |
| Verseur à gradient | Bio-Rad | 165-4120 | Pour la préparation des gradients |
| Agitateur magnétique ATE | VELP Scientifica | F20300165 | Equipment |
| Miracloth | VWR | EM475855-1R | Matériau de filtration |
| Mortier et pilon | Jamie Oliver | Granite, 6 Inch Equipment | |
| O2view | Hansatech Instruments | Logiciel de surveillance de l’oxygène | |
| Système Oxygraph Plus | Hansatech Instruments | 1187253 | électrode d’oxygène de type Clark |
| Pinceau | Artiste premier choix | 1008R-12 | |
| Parafilm | Bemis | PM-996 | film de paraffine plastique |
| Pompe péristaltique | Gilson | F155001 | Pour la préparation des dégradés |
| Tube péristaltique | en PVC Gilson | F117930 | Pour la préparation des dégradés Bain d’eau |
| VELP Scientifica | OCB | Équipement |
Références
- Day, D. A. Highlights in plant mitochondrial research. Methods in molecular biology. Plant mitochondria. 1305, v-xvi (2015).
- Millar, A. H., Carrie, C., Pogson, B., Whelan, J. Exploring the function-location nexus: Using multiple lines of evidence in defining the subcellular location of plant proteins. Plant Cell. 21 (6), 1625-1631 (2009).
- Eubel, H., et al. Free-flow electrophoresis for purification of plant mitochondria by surface charge. Plant J. 52 (3), 583-594 (2007).
- Murcha, M. W., et al. Protein import into plant mitochondria: Signals, machinery, processing, and regulation. J. Exp. Bot. 65 (22), 6301-6335 (2014).
- Carrie, C., et al. Approaches to defining dual-targeted proteins in Arabidopsis. Plant J. 57 (6), 1128-1139 (2009).
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