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Article de méthode

Synthèse et analyse de spectrométrie de masse des Oligo-peptoids

10.2K vues

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DOI :

10.3791/56652

⸱

21 février 2018

 ,  ,  , 
1Department of Chemistry, University of the Pacific

Dans cet article

Résumé

Un protocole est décrit pour la synthèse manuelle des oligo-peptoids suivie par le séquençage par spectrométrie de masse.

Résumé

Peptoids sont contrôlées par séquence des oligomères de peptide-imitant constitués d’unités de glycine N-alkylés. Parmi les nombreuses applications potentielles, peptoids ont été considérés comme un type de stockage de l’information moléculaire. Analyse par spectrométrie de masse a été considéré la méthode de choix pour les peptoids de séquençage. Peptoids peut être synthétisé par l’intermédiaire de la chimie en phase solide à l’aide d’un cycle répétitif de réaction en deux étapes. Nous présentons ici une méthode pour synthétiser manuellement oligo-peptoids et d’analyser la séquence de la peptoids à l’aide de techniques de spectrométrie de masse (MS/MS) en tandem. L’exemple peptoid est un nonamer composé d’une alternance de N-(2-methyloxyethyl) glycine (Nme) et N-(2-phényléthyle) glycine (Npe), ainsi qu’une glycine N-(2-aminoéthyl) (Nae) à l’extrémité N-terminale. La formule de la séquence de la peptoid est Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, Ac désignant le groupe acétyle. La synthèse se déroule dans un réacteur de phase solide disponible dans le commerce. La résine d’amide de patinoire est utilisée comme le support solide pour produire la peptoid avec un groupe amide à l’extrémité C-terminale. Le produit de peptoid qui en résulte est soumis à l’analyse de la séquence à l’aide d’un spectromètre de masse quadripolaire triple couplé à une source d’ionisation par électronébulisation. La mesure de la SM/SM produit une gamme d’ions fragments résultant de la dissociation des peptoid chargée. Les ions fragments sont triées selon les valeurs de leur rapport masse sur charge (m/z). Les valeurs de m/z des ions fragments sont comparées les masses nominales des ions fragments prédites théoriquement, selon le schéma de fragmentation peptoid. L’analyse génère un modèle de fragmentation de la peptoid chargée. Le patron de fragmentation est corrélé à la séquence de monomère de la peptoid neutre. À cet égard, l’analyse MS lit les informations de séquence de la peptoids.

Introduction

Peptoids sont une classe de polymères séquence contrôlée avec des structures de base imitant la structure des peptides. Peptoids peut être synthétisé de diverses amines, qui permet peptoids d’exposer des propriétés hautement accordables1,2. Peptoids ont servi de modèles moléculaires pour la recherche biophysique, considérés comme agents thérapeutiques et conçu en tant que ligands pour protéines3,4,5,6. Peptoids ont été élaborés dans une variété de composés biologiquement actifs, tels que les matériaux antisalissure et anticorps-mimétique, agents antimicrobiens et enzyme inhibiteurs7,8,9. Avec un caractère très ordonné et accordable, peptoids ont aussi été considérés comme un type de stockage d’information moléculaire10. La découverte de ces appels de diverses applications pour le développement de méthodes d’analyse efficaces pour caractériser la séquence et la structure des peptoids. Techniques basées sur la spectrométrie en tandem mass ont montré prometteur comme la méthode de choix pour analyser les propriétés de la séquence de polymères séquence-contrôlée, notamment peptoids11,12,13, 14,15. Cependant, corrélant les patrons de fragmentation peptoid ion résultant des études systématiques des études de spectrométrie de masse et l’information structurale de peptoids sont très limitées.

Peptoids peuvent être facilement synthétisés en utilisant une méthode de la phase solide. La méthode bien développée implique une itération de l’un en deux étapes monomère addition cycle16,17. Dans chaque cycle d’addition, une amine résine liée est acétylée par un acides haloacétiques (généralement l’acide bromoacétique, BMA), et elle est suivie d’une réaction de déplacement avec une amine primaire. Bien que la synthèse automatique des protocoles ont été appliqués systématiquement pour la synthèse de peptoid, les peptoids peuvent être synthétisés manuellement avec d’excellents rendements dans une norme chimie laboratoire16,18,19, 20.

Notre laboratoire a adopté la méthode de synthèse de peptoid manuel et simplifié les appareils utilisés dans les méthodes existantes. Nous avons précédemment étudié les patrons de fragmentation d’une série de peptoids à l’aide de MS/MS techniques21,22,23. Nos résultats montrent que peptoids produire fragmentations caractéristiques lorsqu’elles sont soumises à la dissociation induite par collision (CID)21,23 ou capture d’électrons expériences22 dissociation (DPE). Dans cet article, nous démontrons comment oligo-peptoids peut être synthétisée dans un laboratoire de chimie standard, comment réaliser les expériences de CID à l’aide d’un spectromètre de masse quadripolaire triple et analyser les données spectrales. La peptoid à être synthétisé et caractérisé est un nonamer avec l’acétylation N-terminal et C-terminal amidation, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. La structure de la peptoid est illustrée à la Figure 1.

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Protocole

1. synthèse de la Peptoid

NOTE : La synthèse commence avec l’activation de la résine par un gonflement de la résine et en supprimant le groupe protecteur. Elle est suivie par la chaîne de peptoid sur la résine par le biais de répétition monomère addition cycles de plus en plus. Le premier monomère couplé à la résine est le résidu C-terminal. Le peptoid est allongé de l’extrémité C-terminale à l’extrémité N-terminale. Une fois la séquence peptoid désiré est atteint, la résine est clivée au large et le produit peptoid est épuré.

  1. Préparation des réactifs
    Remarque : Les réactifs liquides sont mesurées à l’aide d’une micropipette et les réactifs solides sont mesurés à l’aide d’une balance analytique.
    1. Mélanger 6,2 mL de N, N'-diisopropylcarbodiimide (DIC) et 43,8 mL de N, N-diméthylformamide (DMF) pour préparer un 0,8 M de solution DIC/DMF.
    2. Dissoudre le 5,56 g de BMA dans 50,0 mL de DMF pour préparer une solution de M BMA/DMF 0,8.
    3. Mélanger 2 mL de pipéridine (Pip) et 8 mL de DMF pour atteindre 20 % solution de Pip/DMF.
    4. Dissoudre 1,9 mL de Npe dans 13,1 mL de DMF pour atteindre 1,0 M Npe/DMF.
    5. Dissoudre 1,3 mL de Nme dans 13,7 mL DMF pour atteindre 1,0 M Nme/DMF.
    6. Dissoudre 0,32 mL de Nae dans 2 mL de DMF pour atteindre 1,0 M Nae/DMF.
      ATTENTION : La plupart des produits chimiques utilisés dans la synthèse est dangereuse. L’acide trifluoroacétique (TFA), DIC, Pip et BMA sont dangereux pour la peau, les yeux et les voies respiratoires. DMF et le dichlorométhane (DCM) sont des cancérogènes présumés. Toutes les réactions doivent être effectuées sous une hotte et des équipements de protection individuelle approprié doivent être utilisé. Veuillez consulter la fiche signalétique (FS) de tous les produits chimiques utilisés dans la synthèse.
  2. Activation de la résine
    1. Mesurer 84 mg de résine d’amide Rink (résine, 0,047 mmol, chargement 0.56 mmol/g) et ajoutez-le à un navire de réaction en phase solide en polypropylène de 10 mL. Introduire le piston dans le navire.
    2. Ajouter 2 mL de DMF dans la cuve de réaction et le cap du navire avec un bouchon de pression. Placer le récipient sur un shaker et agiter le navire à la température ambiante sous l’angle du mouvement d’environ 12 degrés et 385 oscillations/min pendant 30 min. vidange la solution vers un conteneur à déchets en enlevant le bouchon et en poussant le piston de la cuve de réaction.
    3. Ajouter 2 mL de solution de Pip/DMF de 20 % pour le navire et le cap du navire. Il agiter sur l’agitateur pendant 2 min et égoutter la solution à la poubelle.
    4. Ajouter 2 mL de solution de Pip/DMF de 20 % au bateau, cap du navire et il agitation à température ambiante pendant 12 min. Retirer le bouchon et vidanger la solution à la poubelle.
    5. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, couvrant le navire et agiter le bateau pendant 1 min. Retirer le bouchon et videz la solution en poussant le piston. Laver la résine avec DMF pour 4 fois supplémentaires.
  3. Ajout de monomère et acétylation N-terminal
    NOTE : Chaque monomère addition cycle implique de déplacement, de bromoacetylation et de deux étapes.
    1. Effectuer le premier cycle d’addition de monomère pour former Nme-résine.
    2. Effectuer une réaction bromoacetylation. Mélanger 1 mL de solution de M BMA/DMF 0,8 et 1 mL de 0,8 M DIC/DMF solution dans un bécher. Transférer le mélange dans une cuve de réaction contenant de la résine et le cap du navire. Placer le récipient sur le shaker et agiter il à température ambiante pendant 20 min. Retirez le capuchon et vidanger la solution à la poubelle.
    3. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, couvrant le navire, il i ' agitation pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et drainage de la solution. Laver la résine avec du DCM une fois de plus et puis le laver deux fois avec DMF.
    4. Effectuer une réaction de déplacement. Ajouter 1 mL de solution de 1,0 M Nme/DMF, cap du navire, agiter le navire à température ambiante pendant 60 min. Retirer le bouchon et videz la solution en poussant le piston.
    5. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en dessinant dans 1 mL de dichlorométhane, agitant pendant 1 min et drainage de la solution. Laver le DCM une fois de plus, lavé avec DMF, deux fois.
    6. Répétitivité des cycles de monomère ajout d’étapes 1.3.2 à 1.3.5 pour former Nae-(Npe-Nme)4-résine. Quand on répète l’étape de la réaction de déplacement (1.3.4), utilisez une solution d’amine spécifique selon la séquence peptoid.
      Remarque : La chaîne peptoid est allongée de l’extrémité C-terminale à l’extrémité N-terminale avec le résidu C-terminal lié à la résine.
    7. Effectuer l’acétylation N-terminal pour former Ac-Nae-(Npe-Nme)4-résine.
    8. Anhydride acétique Mix 92 µL du, 43,5 µL de N, N-diisopropyléthylamine (DIPEA) et 2 mL de DMF dans un bécher de faire environ 2 mL d’acétylation cocktail.
    9. Ajouter 2 mL d’acétylation cocktail au navire contenant de la résine, cap du navire et il agitation à température ambiante pour 60 min. Retirez le bouchon et videz la solution en poussant le piston.
    10. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et drainage de la solution. Répéter le lavage de la résine avec du DCM une fois de plus, puis laver avec deux fois plus de DMF.
    11. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Répéter le lavage avec du DCM deux fois. Enlever le bouchon et laissez la résine sécher à l’air dans le réacteur pendant 10 min.
  4. Clivage et purification
    1. Mélanger 3,8 mL de TFA, 100 µL de triisopropylsilane (conseils) et 100 µL de qualité HPLC H2O dans un bécher de faire 4 mL de clivage cocktail.
    2. Ajouter 4 mL de fraîchement clivage cocktail au navire contenant de la résine, cap du navire et il agitation à température ambiante pendant 2 h.
    3. Enlever le bouchon et recueillir la solution de filtrat dans un tube à centrifuger en polypropylène 50 mL. Ajouter 1 mL d’AGT dans le navire, couronner et agiter pendant 1 min. recueillir la filtrat de solution dans le même tube à centrifuger.
    4. Évaporer TFA en soufflant dans un courant d’azote gazeux doucement jusqu'à ce qu’environ 1 mL solution visqueuse est laissée.
    5. Ajouter 15 mL d’éther diéthylique pour le reste de la solution, boucher le tube à centrifuger et il incuber dans un congélateur à-20 ° C pendant 2 h pour la nuit. Le peptoid brut précipite comme solide blanc.
    6. Granule le solide à l’aide d’une centrifugeuse à 4 427 x g pendant 10 min. Retirer le bouchon du tube à centrifuger et décanter l’éther dans un bécher avec soin sans perdre le solide.
      ATTENTION : l’éther est un solvant organique inflammable. S’il vous plaît utiliser une centrifugeuse sécuritaire de l’éther diéthylique.
    7. Lavage du solide en ajoutant 10 mL de diéthyléther glacée dans la centrifugeuse tube contenant le solide, bouchage du tube et en le plaçant dans la centrifugeuse. Effectuer centrifugation à 4 427 x g pendant 10 min. Retirez la centrifugeuse tube de la centrifugeuse et décanter l’éther dans un bécher avec soin sans perdre le solide.
    8. Sécher le solide en soufflant doucement dans un courant d’azote gazeux.
    9. Ajouter 10 mL de qualité HPLC H2O à dissoudre le solide séché. Passer la solution à travers un filtre de seringue en nylon avec la taille des pores de 0,45 µm et recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger en polypropylène préalablement pondérée 50 mL.
    10. Coquille gel la solution en plaçant et en tournant la centrifugeuse de tube contenant la solution de peptoid dans un gobelet en polystyrène expansé 1/3 12 onces, superposés remplie d’azote liquide. Lyophiliser la solution congelée pendant la nuit pour produire des solide peptoid.
    11. Répéter la lyophilisation une fois de plus en dissoudre le solide peptoid dans 10 mL de qualité HPLC H2O, shell congélation dans l’azote liquide et déposer toute la nuit. La peptoid qui en résulte est suffisamment pure pour le séquençage par spectrométrie de masse.

2. Mme mesures et analyse des séquences

NOTE : L’expérience de la SM/SM s’effectue dans un spectromètre de masse quadripolaire triple couplé à une source d’ionisation (ESI) électrospray. Collecte de données est contrôlée en utilisant le logiciel d’acquisition de données accompagné de l’instrument. La procédure générale comprend 1) exécutant l’expérience de la spectrométrie de masse d’analyse complète et d’enregistrer le spectre de masse, 2) effectuant la CID MS/MS expérimenter et enregistrer le spectre MS/MS et 3) en comparant les données spectrales MS/MS avec théorique schéma de fragmentation prédit basé sur la caractéristique structurelle de le peptoid.

  1. Préparation de la solution échantillon
    1. Peser 1,0 à 2,0 mg peptoid solide dans une fiole de verre de 3 à 5 mL. Ajouter 1 mL de mélange solvant d’acétonitrile et d’eau (ACN/H2O, 1:1, v/v) pour dissoudre le peptoid. Cela donne l’exemple stock de solution avec une concentration d’environ 10-3 M.
    2. Transférer 20 µL de solution mère dans un tube à centrifuger 1,5 mL et ajouter 1 mL de mélange solvant d’ACN/H2O pour donner une solution de l’échantillon dilué d’environ 10-5 M.
    3. Enlever toutes les particules insolubles possibles dans la solution de l’échantillon dilué en effectuant la centrifugation à 4 427 x g pendant 3 min. transfert environ 700 µL de la partie supérieure de la solution dans un autre centrifugeuse de 1,5 mL de tube pour faire le peptoid MS solution de travail avec concentration d’environ 10-5 M.
    4. Ajuster la concentration de la solution de travail MS basée sur l’intensité du signal observé lors des mesures de spectrométrie de masse.
    5. Un autre moyen pour éliminer les particules insolubles possibles dans la solution de l’échantillon dilué consiste à passer la solution de l’échantillon à travers un filtre de seringue 0,20 µm et recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger 1,5 mL pour faire le peptoid MS solution de travail d’environ 10-5 M.
  2. Enregistrement de spectres de masse
    1. Exécuter un solvant mixte d’ACN/H2O (1:1, v/v) par l’intermédiaire de la source d’ionisation (ESI) électrospray et mettre en place l’instrument en un ion positif standard, le mode de spectrométrie de masse de balayage complet avec une gamme de rapport masse-à-charge (m/z) de 100-1500.
      Remarque :
      Paramètres de fonctionnement typiques :
      Tension d’aiguille de ESI, 5 kV
      Tension capillaire, 40 V
      Séchage à la température de gaz (azote), 200 ° C.
    2. Ajouter environ 300 µL de solution de travail peptoid MS (environ 10-5 M) dans un 500 µL ou une seringue de 1 mL et raccorder la seringue à l’entrée ESI à l’aide de tubes de capillaire polyéther éther cétone (PEEK). Placer la seringue sur le pousse-seringue et régler le débit à 10 µL/min à infuser la solution de l’échantillon dans l’entrée de l’ESI.
    3. La tension de l’aiguille ESI pour activer le processus de l’ESI et puis allumez le détecteur. Définir l’affichage en mode profile et la gamme de m/z de 1 100-500. Affichage d’un profil de spectre de masse affiché dans la fenêtre de profil. Le pic à m/z 1 265 (affiché comme m/z de 1,264.6) correspond à la peptoid de peptoid ion ou protonés.
    4. Enregistrer le spectre MS pendant 2 min. Dans la fenêtre « méthode », utiliser 2 min comme le « exécution ». Ouvrez la fenêtre d’enregistrement et renseignez un nom de fichier appropriée et commencer à enregistrer le spectre.
      Remarque : Le spectre de masse qui en résulte est illustré à la Figure 3.
    5. Optimiser l’intensité du pic à m/z de 1 265. Définir la plage de m/z à 1 150-1 350 et ajuster la tension capillaire tout en regardant le pic d’intensité en mV affichée dans la fenêtre de profil. Par exemple, augmenter la tension capillaire à 50 V ou supérieur et Découvre le changement de l’intensité du pic. L’intensité du pic optimale est d’environ 150-200 mV.
      Remarque : Le réglage de la tension capillaire peut changer considérablement l’abondance de certains ions. Augmentation de la tension capillaire peut augmenter l’intensité de l’ion peptoid. Toutefois, une haute tension capillaire peut également induire la dissociation de l’ion de peptoid dans la source d’ions et diminuez l’intensité observée. Réglage de la température de séchage des gaz peut augmenter l’intensité du pic à m/z 1 265, mais il est moins efficace que la régulation de la tension capillaire. Si le pic à m/z 1 265 n’atteint pas l’intensité optimale, ajuster la concentration d’échantillon (ou exemple, doubler la concentration de la solution de travail de MS).
    6. Passer l’appareil en mode MS/MS. La valeur de l’ion précurseur à m/z 1 265 et les MS/MS masse gamme à m/z de 1 100-400. Dans la fenêtre « méthode » utiliser m/z 1 265 comme la « première messe Q1 » et ne renseignez pas la masse de la Q1 « dernier ». Utiliser m/z 100 comme la « Q3 première messe » et m/z 1 400 comme la messe « Q3 dernier. »
      Remarque : En mode MS/MS, premier quadripôle lʼappareil (Q1) fonctionne comme un filtre de masse pour isoler l’ion peptoid comme l’ion précurseur, la deuxième unité de quadrupôle (Q2) est une cellule de collision et troisième quadrupolaire lʼappareil (Q3) fonctionne comme un analyseur de masse.
    7. Ensemble, l’énergie de collision à 40 eV et le gaz de collision (argon, en l’occurrence) pression à 1,5 mTorr.
    8. Affichage d’un profil de spectre de masse affiché dans la fenêtre de profil. Le pic à m/z de 1 265 correspond à l’ion peptoid, et les sommets avec des valeurs plus basses de m/z représentent les fragments de l’ion peptoid.
    9. Ajuster l’énergie de collision pour optimiser l’affichage du spectre fragmentation. Par exemple, augmenter l’énergie de collision à 45 eV et Découvre le changement du profil du spectre.
      Remarque : en général, augmenter l’énergie de collision améliorera l’abondance des ions fragments et réduire l’abondance de l’ion peptoid. Augmentation de la pression de gaz de collision améliorera aussi l’abondance des ions fragments.
      ATTENTION : N’augmentent pas la pression du gaz collision au-delà de 2 mTorr.
    10. Enregistrer le spectre MS/MS pendant 2 min. Dans la fenêtre « méthode » utiliser 2 min comme le « exécution ». Ouvrez la fenêtre d’enregistrement et renseignez un nom de fichier appropriée et commencer à enregistrer le spectre.
    11. Répétez l’enregistrement 1 à 2 fois.
  3. Peptoid analyse de la séquence
    Remarque : En vertu de la condition de CID, l’ion peptoid fragmenterait aux liaisons amide le long de la dorsale peptoid afin de produire une série de fragments de N-terminal appelé B-ions et une série de fragments C-terminal appelé Y-ions
    1. Faire ressortir la structure chimique de la peptoid acétylé en plaçant l’extrémité N-terminale sur le côté gauche et l’extrémité C-terminale du côté droit et de tracer une ligne pointillée à chaque liaison amide pour générer un schéma de fragmentation, comme illustré à la Figure 2 a. Dessiner un proton avec un cercle en pointillés pour indiquer le porteur de charge. À partir du côté gauche de la structure, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments de N-terminal B1, B2, B8. À partir de la droite, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments C-terminal comme Y1, Y2, Y8.
      Remarque : Un logiciel de dessin chimique peut être utilisé pour dessiner la structure peptoid.
    2. Imaginez la fragmentation au niveau de la liaison d’amideth 4 du côté gauche et tracer les structures le fragment N-terminal et le fragment C-terminal avec des accusations formelles appropriées, comme illustré à la Figure 2 b. Placer l’étiquette de B4 sur le fragment N-terminal et placer l’étiquette de Y5 sur le fragment C-terminal. Calculer la valeur m/z B4 en additionnant la masse nominale des éléments dans la structure pour donner une valeur de 580 et m/z 580 sur le fragment N-terminal. Calculer la valeur de m/z de Y5 et m/z 685 sur le fragment C-terminal.
    3. Calculer les valeurs de m/z pour tous les huit ions de B et tous les huit Y et les assembler dans une table, comme illustré dans le tableau 1.
      Remarque : Les valeurs de m/z des fragments peuvent être calculées à l’aide d’un produit chimique, logiciel de dessin.
    4. Ouvrir le spectre MS/MS enregistré de la peptoid en utilisant le logiciel de revue de données accompagné de l’instrument. Définir les préférences d’étiquetage à « Voir la Ion d’étiquettes » et Label seuil à 3 %. Cette opération génère un spectre MS/MS avec les valeurs de m/z étiquetés sur les sommets.
    5. Exporter la SM/SM des données spectrales comme un fichier texte dans le fichier CSV format et reconstituer le spectre à l’aide de logiciels de traitement de données. Placez les valeurs de m/z sur les sommets. Le spectre MS/MS qui en résulte est illustré à la Figure 4.
      Remarque : Certains spectromètres de masse sont équipés de logiciel de traitement de données capable pour générer le spectre MS/MS. Dans ce cas, l’exportation des données spectrales MS/MS n’est pas nécessaire.
    6. Affectez les valeurs de m/z montrés sur le spectre MS/MS à celles indiquées dans le tableau 1 pour identifier les B - et Y-ions correspondants. Par exemple, le pic à m/z 580 est identifié comme le B4-ion et à m/z 685 est identifié comme le Y5-ion. Étiqueter les sommets avec des symboles correspondants B et Y sur le spectre, comme illustré à la Figure 4.

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Résultats

La structure d’un peptoid 9-mer avec l’acétylation N-terminal, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, est illustrée à la Figure 1. Le peptoid a été synthétisé manuellement dans un réacteur en polypropylène fritté via l’approche de la phase solide. Résine d’amide patinoire (0,047 mmol, 84 mg avec chargement 0.56 mmol/g) est utilisé comme le support solide pour produire le peptoid avec une extrémité C-terminale d’amidés. La chaîne peptoid est construite e...

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Discussion

Un peptoid nonamer, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, a été synthétisé en utilisant le protocole présenté. Les appareils de synthèse implique un navire seringue comme réaction en phase solide en polypropylène et un agitateur mécanique. Les navires de la réaction sont commercialement disponibles et peu coûteux. Un agitateur mécanique est un dispositif commun dans les laboratoires de chimie. Avec l’utilisation d’un réacteur de type seringue, solutions peuvent être aspirées et poussées hors du récipient en déplaç...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs aimeraient remercier M. Michael Connolly et Dr Ronald Zuckermann (The Molecular Foundry, Lawrence Berkeley National Laboratory) de soutien technique dans la synthèse de peptoid. Nous reconnaissons l’appui de la National Science Foundation (CHE-1301505). Toutes les expériences de spectrométrie de masse ont été menées à l’installation de spectrométrie de masse de chimie à l’Université du Pacifique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Spectromètre de masse quadrupôle triple ESI, Varian 320LAgilent Technologies Inc.Le spectromètre de masse a été acquis auprès de Varian, Inc.
Varian MS workstation, version 6.9.2, un logiciel d’acquisition et de revue de donnéesVarian Inc.Le logiciel fait partie du package Varian 320L
Burrell Scientific Shaker à action de poignet, modèle 75 DDFisher Scientific International Inc.14-400-126
Centrifugeuse Hermle, Modèle Z 206 AHermle Labortechnik GmbH
Récipient de réaction en phase solide, 10 mLTorviqSF-1000
Capuchons de pression pour les récipients de réactionTorviqPC-SF
Filtres à seringue, taille des pores 0,2 et mu mFisher Scientific Inc.03-391-3B
Filtres à seringue, taille des pores 0,45 et mu mFisher Scientific Inc.03-391-3A
Remorqueurs centrifugeuses en polypropylène, 50 mLVWR International, LLC.490001-626
Remorqueurs centrifugeuses en polypropylène, 15 mLVWR International, LLC.490001-620
ChemBioDraw, Ultra, Version 12.0CambridgeSoft CorporationCambridgeSoft fait désormais partie de PerkinElmer Inc.
Tasse en polystyrène, 12 ozSupermarché Commun
Résine amide de patinoireChem-Impex International, Inc.10619
PipéridineChem-Impex International, Inc.02351Très toxique
N, N'-diisopropylcarbodiimideChem-Impex International, Inc.00110Très toxique
Acide bromoacétiqueChem-Impex International, Inc.26843Très toxique
2-PhényléthhylamineVWR International, LLC.EM8.07334.0250
2-méthyoxyéthylylamineSigma-Aldrich Co. LLC.241067
N-Boc-éthylénediamineVWR International, LLC.AAAL19947-06
Anhydride acétiqueSigma-Aldrich Co. LLC.252845
N, N-diméthétylformamideVWR International, LLC.BDH1117-4LGDistillation supplémentaire avant utilisation
N, N-diisopropyléthhylamineChem-Impex International, Inc.00141
TriisopropylsilaneChem-Impex International, Inc.01966
Acide trifluoroacétiqueChem-Impex International, Inc.00289Très toxique
Système académique de purification de l’eau Millipore MILLI-QMillipore CorporationZMQP60001Pour la production d’eau de qualité HPLC
Eau de qualité HPLCProduit à partir de Millipore MILLI-Q® ; Système académique de purification de l’eau
MéthanolPharmco-Aaper339 USP/NFQualité HPLC
AcétonitrileFisher Scientific International, Inc.A998-4Qualité HPLC
Éther diéthyliqueVWR International, LLC.BDH1121-19LDistillation supplémentaire avant utilisation
DichlorométhaneVWR International, LLC.BDH1113-19LDistillation supplémentaire avant utilisation
Gaz azoteFresno Oxygen/Barnes SupplyNIT 50-C-FUltra haute pureté, 99,9995 %
Gaz argonFresno Oxygen/Barnes SupplyARG 50-C-FUltra haute pureté, 99,9995 %

Références

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