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Article de méthode

Un modèle expérimental du Syndrome métabolique induite par l’alimentation chez le lapin : considérations méthodologiques, développement et évaluation

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DOI :

10.3791/57117

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20 avril 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CIBERCV, Instituto de Salud Carlos III, 2Department of Physiology, Universitat de València, 3INCLIVA, 4Department of Electronic Engineering, Universidad Politécnica de Valencia, 5UCIM, Universitat de València, 6Department of Physiotherapy, Universitat de València

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons des méthodes pour développer un modèle expérimental de syndrome métabolique induite par l’alimentation (MetS) chez des lapins à l’aide d’une alimentation riche en graisses haute-saccharose. Animaux ont développé l’obésité centrale, une hypertension légère, pré-diabète et dyslipidémie, reproduisant ainsi les principaux éléments des MetS humaine. Ce modèle chronique permettra l’acquisition de mécanismes sous-jacents de connaissance de la progression de la maladie.

Résumé

Ces dernières années, l’obésité et le syndrome métabolique (MetS) sont devenus un problème croissant pour la santé publique et de la pratique clinique, étant donné leur prévalence accrue en raison de la montée du mode de vie sédentaire et mauvaises habitudes alimentaires. Grâce à des modèles animaux, recherche fondamentale peut enquêter sur les mécanismes qui sous-tendent les processus pathologiques tels que les MetS. Nous décrivons ici les méthodes utilisées pour élaborer un modèle de lapin expérimental de MetS induite par l’alimentation et de l’appréciation. Après une période d’acclimatation, les animaux sont nourris une riche en matières grasses (huile de coco 10 % hydrogénée et saindoux de 5 %), le régime alimentaire de la haute-saccharose (15 % de saccharose dissous dans l’eau) pendant 28 semaines. Durant cette période, plusieurs procédures expérimentales ont été effectuées afin d’évaluer les différentes composantes du MetS : morphologiques et mesures de pression artérielle, dosage de tolérance de glucose et l’analyse de plusieurs marqueurs de plasma. À la fin de la période expérimentale, animaux mis au point l’obésité centrale, une hypertension légère, pré-diabète et dyslipidémie avec faible HDL, LDL élevé et une augmentation du taux de triglycérides (TG), donc reproduisant les principales composantes des MetS humaine. Ce modèle chronique permet de nouvelles perspectives pour comprendre les mécanismes sous-jacents à la progression de la maladie, la détection des marqueurs cliniques et précliniques qui permettent l’identification des patients à risque, ou même l’essai de nouvelles thérapeutiques approches pour le traitement de cette pathologie complexe.

Introduction

Obésité et syndrome métabolique (MetS) sont devenus un problème croissant pour la santé publique et de la pratique clinique, étant donné leur prévalence accrue en raison de la montée du mode de vie sédentaire et malsain d’habitudes alimentaires1. Il existe plusieurs définitions de MetS, mais la plupart d'entre eux Décrivez-le comme une grappe d’altérations métaboliques et cardiovasculaires tels que l’obésité abdominale, réduite de HDL et cholestérol LDL élevé, triglycérides élevés, intolérance au glucose et une hypertension2 ,3,4. Le diagnostic exige que trois de ces cinq critères sont présents.

Grâce à des modèles animaux, la recherche fondamentale a été en mesure d’étudier les mécanismes qui sous-tendent les processus pathologiques tels que les MetS. Plusieurs modèles animaux ont été utilisés, mais il est d’une importance cruciale que le modèle de choix reproduit les principales manifestations cliniques de la pathologie humaine (Figure 1). Dans ce but, des modèles animaux considérés comme semblables aux humains, principalement canine et porcine, ont été développés (voir Verkest5 et Zhang & Lerman6 pour examen). Cependant, modèles canins ne montrent pas de tous les composants de MetS, étant donné que le développement de l’athérosclérose ou d’hyperglycémie chez les chiens par le biais de l’alimentation est discutable5. Modèles de porcs présentent la similitude plus anatomique et physiologique chez l’homme et offrent ainsi une capacité prédictive importante pour élucider les mécanismes qui sous-tendent les MetS, mais leur entretien et la complexité des procédures expérimentales font l’utilisation de ce modèle de main de œuvre très intensive et coûteuse6.

En revanche, les modèles de rongeurs (souris et rat), régime alimentaire induite par spontanée et transgéniques, ont été largement utilisés dans la littérature pour l’étude de l’obésité, l’hypertension et MetS et ses conséquences pathologiques dans différents organes et systèmes (voir Wong et al. 7 pour examen). Bien que l’utilisation de ces modèles est plus abordable que canine ou porcine, ils présentent des inconvénients importants. En effet, selon les souches, les animaux développent certains composants de MetS, tandis que d’autres, comme l’hypertension, l’hyperglycémie et une hyperinsulinémie sont absents7. En outre, une des principales composantes du MetS, l’obésité, chez certaines souches génétiquement modifiés, ne dépend pas seulement sur des facteurs liés à l’alimentation, plutôt il a été démontré que certains animaux deviennent obèses avec de l’apport alimentaire normal ou même réduit8. Enfin, les souris et les rats présentent un déficit naturel en protéine de transfert cholesteryl ester (CETP) et utilisent HDL comme le principal moyen de transport du cholestérol, ce qui les rend relativement résistants au développement de l’athérosclérose. Il s’agit d’une différence importante dans le métabolisme des lipides chez l’homme, qui expriment la CETP et transporter leur cholestérol LDL9principalement.

À l’inverse, le lapin de laboratoire représente une étape intermédiaire entre le plus grand animal et rongeurs modèles expérimentaux. Ainsi, le lapin peut être facilement soumis à différents types de protocoles avec des exigences minimales du personnel et de maintenance, traitée plus facilement dans des procédures expérimentales que les plus grands modèles animaux. En outre, il a été signalé que les lapins nourris avec une alimentation riche en graisses ont des variations hémodynamiques et neuro-humoraux similaires comme les humains obèses8,10,11. À noter, concernant le métabolisme des lipides, le lapin a CETP abondant dans le plasma et leur profil de lipoprotéines est riche en LDL12, qui est également semblable à l’homme. En outre, les lapins développent hyperlipidémie assez rapidement étant donné que, comme les herbivores, ils sont très sensibles aux matières grasses alimentaires13.

figure-introduction-1
Figure 1 : comparaison des modèles animaux MetS. Voir Verkest5, Zhang et Lerman6et Wong et al. 7 pour examen. «figure-introduction-2» indique un avantage et "figure-introduction-3" indique un désavantage. *controversé, dépend de l’étude, *comme fait dehors par Carroll et al. 8, certaines souches génétiquement modifiés deviennent obèses indépendamment de la prise alimentaire. CEPT : protéine de transfert des esters de cholestérol. GTT : épreuve d’hyperglycémie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Afin d’élucider les mécanismes fondamentaux qui sous-tendent le remodelage pathologique produites par MetS dans les différents organes et systèmes et de comprendre cette pathologie complexe, le choix d’un modèle expérimental qui reproduit les principales composantes de MetS de l’humain est essentiel. Le lapin peut fournir beaucoup d’avantages compte tenu de sa similitude avec la physiologie humaine et le caractère abordable d’utilisation aux protocoles chroniques et mesures. Dans cette ligne, quelques modèles de lapin induite par l’alimentation à l’aide d’une alimentation riche en matières grasses et de la haute-saccharose ont été utilisé14,15,16,17,18,19 (tableau 1) et un caractérisation des différentes composantes des MetS est d’une grande importance lorsqu’un phénotype avec orgue remodelage. Ainsi, l’objectif principal de cet article est de décrire les méthodes pour développer un modèle de MetS induite par l’alimentation chez le lapin qui permet l’étude de sa physiopathologie et impact dans le remodelage de l’orgue.

ÉtudeRégime alimentaireDuréeRaceComposants de MetS
ObHTHGDL
Yin et al., (2002)14·    10 % de matière grasse24 semaines·      NZW mâlefigure-introduction-4-figure-introduction-5figure-introduction-6
·    37 % de sucrose·      2 kg
Zhao et al., (2007)15·    10 % de matière grasse36 semaines·      JW mâlefigure-introduction-7figure-introduction-8figure-introduction-9figure-introduction-10
·    30 % de saccharose·      16 semaines
Helfestein et coll. (2011)16·    10 % de matière grasse24 semaines·      NZW mâlefigure-introduction-11-figure-introduction-12figure-introduction-13
·    40 % de sucrose·      12 semaines
·    0,5-0,1 cholestérol
Ning et coll. (2015)17·    10 % de matière grasse8 à 16 semaines·      WHHL masculinfigure-introduction-14-figure-introduction-15figure-introduction-16
·    30 % fructose *·      12 semaines
Liu et al., (2016)18·    10 % de matière grasse48 semaines·      NZW mâlefigure-introduction-17-figure-introduction-18figure-introduction-19
·    30 % de saccharose·      12 semaines
Arias-Mutis et coll. (2017)19·    15 % de matière grasse28 semaines·      NZW mâlefigure-introduction-20figure-introduction-21figure-introduction-22figure-introduction-23

Tableau 1 : MetS induite par l’alimentation lapin modèles à l’aide de régime alimentaire riche en graisses, haute-saccharose. Le symbole "figure-introduction-24« indique l’absence, »figure-introduction-25" présence, et «- » non évalué. * limité. WHHL, Watanabe hiperlipidemic héréditaires lapins. JW, lapins blancs japonais. OB, l’obésité. HT, hypertension. HG, hyperglycémie. DL, dyslipidémie.

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Protocole

Soins des animaux et les protocoles expérimentaux utilisés dans cette étude conforme EU directive 2010/63 sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques et ont été approuvés par la Commission institutionnelle animalerie et utilisation (2015/VSC/pois/00049).

NOTE : Le protocole consiste en l’administration chronique d’une alimentation riche en graisses haute-saccharose pendant 28 semaines et l’évaluation des principales composantes des MetS. Nous avons utilisé 11 lapins New Zealand White (NZW) mâles adultes pesant 4,39 ± 0,14 (s.d.) kg, qui ont été de 20-22 semaines au début du protocole expérimental. Ils ont été logés dans une chambre avec humidité (50 ± 5 %) et des conditions de régulation de température (20 ± 1,5 ° C) avec une lumière 12 h cycle. Les mots « chow » et « diet » peut-être être interchangeables dans les étapes du protocole.

1. Administration de régime alimentaire

  1. Obtenir ou préparer des régimes
    1. Obtenir un commercialement disponible régime riche en graisses avec ajout de noix de coco hydrogénée (10 %) et le saindoux (5 %),19. Ce régime versera 3,7 kcal·g-1.
    2. Préparer 5 à 15 % des solutions de saccharose en dissolvant les montants appropriés de saccharose dans l’eau stérilisée (p. ex., utilisation 300 g de saccharose en stock de 2 L d’une solution de saccharose de 15 %). Une solution de 15 % offre kcal·mL 0,6-1.
    3. Obtenir un commercialement disponible diète témoin19qui fournit 2,7 kcal·g-1.
  2. Acclimater les animaux pendant 4 semaines
    1. Nourrir chaque animal dans le groupe témoin 120 g de diète témoin tous les jours. Fournir l’eau ad libitum.
    2. Nourrir les animaux en MetS chow de 250 g groupe commençant avec contrôle de 50 % et 50 % chow de haute teneur en graisses, augmentant progressivement à chow riche en matières grasses 100 % à la fin de la semaine 4.
      Remarque : L’objectif serait d’atteindre : (i) contrôle de 35 % et 65 % chow de haute teneur en graisses avant la fin de la semaine 1 ; (ii) contrôle 25 % et 75 % chow de haute teneur en graisses avant la fin de semaine 2 ; (iii) 15 % contrôle et 85 % chow riche en matières grasses à la fin de la semaine 3. (iv) 100 % chow de haute teneur en graisses avant la fin de la semaine 4.
    3. Donner des animaux dans les MetS eau groupe avec 5 % de saccharose au début et augmenter la concentration de saccharose à 15 % à la fin de la 4ème semaine.
    4. S’inscrire à la dose journalière de chow et saccharose solution pour calculer l’apport calorique selon les valeurs fournies en 1.1.1. et 1.1.2.
  3. Induire des MetS (28 semaines)
    1. Chaque animal dans le groupe témoin 120 g de contrôle d’alimentation chow et ad libitum d’eau par jour.
    2. Nourrir les animaux dans le groupe de MetS 250 g de saccharose chow et 15 % de gras dans l’eau. Remplacer les chow quotidiennement et la solution de saccharose tous les trois jours.
    3. Peser les autres chow et eau tous les jours pour estimer la dose journalière admissible.

2. morphologique évaluation

  1. Mesurer les animaux poids corporel sur une base hebdomadaire.
  2. Mesurer la hauteur, longueur, périmètre abdominalet longueur tibialet estimer IMC avant l’administration de la diète expérimentale et à la semaine 14 et 28 chez des animaux anesthésiés.
    1. Cathétériser la veine marginale oreille droite avec un cathéter stérile jetable (18-22 G) et injecter le propofol (8 mgkg-1), suivi par 1,5 mL de la solution de NaCl à 0,9 %. Chez le lapin anesthésié, effectuer les mesures énumérées dans les étapes ultérieures.
    2. Mesurer la hauteur et la longueur. À l’aide de mesure de bande, de mesurer et de noter la distance entre le nez et le talon en position de décubitus latéral (longueur). Dans la même position, prendre la distance entre l’acromion de l’épaule à la pointe de la patte (hauteur).
    3. Calculer le corps (IMC) Indice de masse20 en poids corporel (kg) · [corps longueur (m) x hauteur (m)] -1.
    4. Placez le mètre-ruban doucement autour du contour abdominal et prenez une mesure avec l’animal en décubitus dorsal.
    5. Mesurer la longueur tibiale de la partie inférieure de l’articulation du genou à l’insertion du tendon d’Achille.

3. le jeûne glycémie et Test de tolérance au Glucose par voie intraveineuse (IVGTT)

Remarque : Il est conseillé de commencer les procédures de la même heure (par exemple, 2-15:00).

  1. Préparer une solution stock de glucose (60 %) avec 60 g de glucose dans 100 mL de solution de NaCl à 0,9 %.
  2. Rapidement l’animal pendant 7 h (retirer les aliments et le maintien de l’eau), puis placez le lapin conscient dans une drisse en position couchée. Préparer le lecteur de glycémie (insérer une nouvelle bande dans le lecteur) et prendre le premier échantillon de la veine marginale oreille gauche avec une lancette pour obtenir une goutte de sang. Puis touchez la goutte de sang avec le test bandelette et mesure la glycémie en utilisant le lecteur de glycémie à jeun de la glycémie de déterminer.
  3. Cathétériser la veine marginale oreille droite avec un cathéter jetable (18-22 G) et injecter un bolus d’une solution de glucose 60 % (0,6 g·kg-1).
    Remarque : Pour préparer le bol, ajouter 1 mL/kg, le stock de glucose.
  4. Prélever des échantillons de sang avec la lancette (une goutte de sang) à 15, 30, 60, 90, 120 et 180 min après l’injection de glucose et les analyser avec le lecteur de glycémie comme en 3.2.
  5. Retirer le cathéter jetable et aspirer le site d’insertion du cathéter avec une gaze. Une fois que le sang a coagulé, retirer la gaze et vérifier l’état de l’animal.

4. la pression artérielle

  1. Préparer le système d’acquisition comprenant un capteur de pression, une seringue de 10 mL avec 0,9 % NaCl, un robinet à trois voies, un amplificateur et un PC/ordinateur portable avec le logiciel d’acquisition (pour l’enregistrement de la pression artérielle).
  2. Mettre en place l’équipement. Tout d’abord, placer le robinet à trois voies et la seringue dans le transducteur de pression, entre le capteur et le cathéter et connecter le capteur de pression à l’amplificateur. Puis branchez l’amplificateur sur le PC/ordinateur portable.
  3. Effectuer l’étalonnage de capteur de pression selon les recommandations du fabricant.
  4. Placez l’animal conscient dans une drisse de lapin en position couchée. Réchauffer l’oreille avant de canulation, puis par voie topique appliquer un anesthésique local (lidocaïne/prilocaïne 2,5 %) dans l’oreille autour du site d’insertion. Tapotez doucement la zone où le paquet vasculaire s’exécute d’identifier facilement l’artère. Puis insérer un cathéter stérile (18-22 G) dans l’artère centrale de l’oreille gauche. Desserrer le dispositif de retenue et de laisser l’animal à rester calme pendant 30 min.
  5. Enregistrer la pression artérielle en continu pendant 20 min directement à partir du cathéter artériel, placer le transducteur de pression placé à côté de l’animal au niveau cardiaque (fréquence d’échantillonnage : 1 KHz, voir Figure 5 b).
    Remarque : Pour maintenir la pression artérielle (PA) enregistrement gratuite contre le brouillage de coagulation de sang (BP signal perd amplitude ou disparaît), il faudrait une injection de NaCl (0,9 %). En utilisant le robinet à trois voies, fermer le circuit qui va du transducteur de la sonde, ouvrir le circuit qui va de la seringue à la sonde et injecter 1 à 2 mL. Cela supprimera les caillots sanguins qui peuvent se former dans le cathéter. Ensuite, ouvrir le circuit entre le transducteur et le cathéter et continuer l’enregistrement une fois que le signal a été récupéré.
  6. Une fois que l’enregistrement est terminé, retirer le cathéter et pincer avec une gaze sur le site d’insertion du cathéter à arrêter la perte de sang. Une fois que le sang a coagulé, retirer la gaze et vérifier l’état de l’animal.

5. plasmatique

Remarque : Il est conseillé de commencer les procédures de la même heure (par exemple, 2-15:00).

  1. Rapidement l’animal pendant 7 h (retirer les aliments et le maintien de l’eau), puis placez l’animal conscient dans une drisse en position couchée et insérer une aiguille de 21 G stérile dans la veine marginale de l’oreille gauche. Une fois que le sang commence à couler, jetez la première goutte et recueillir les échantillons de sang dans les tubes EDTA jusqu’au niveau indiqué dans le tube. Stocker les échantillons sur la glace.
  2. Centrifuger les échantillons de sang à 1 500 x g, 15 min, 4 ° C. Après centrifugation, le plasma à l’aide d’une pipette d’aspiration et de préparer des aliquots de 250 µL.
  3. Analyse des échantillons frais immédiatement. Paramètres de contrôle de base sont les suivants : triglycérides, cholestérol total, HDL et LDL cholestérol.
    Remarque : Les échantillons n'analysés pas fraîchement doivent être stockés immédiatement dans un congélateur à-80 ° C. Si vous êtes intéressé dans l’analyse de la glycémie des échantillons de plasma, le test de glycémie devrait utiliser des tubes avec fluorure Oxalate au lieu de l’EDTA.

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Résultats

MetS représente un regroupement des anomalies métaboliques et cardiovasculaires, dont l’étude peut être facilitée par l’utilisation de modèles expérimentaux. En effet, afin d’élucider les mécanismes qui sous-tendent la retouche pathologique produites par les MetS, le choix d’un modèle expérimental qui convenablement ressemble à la condition humaine et est adapté pour la recherche est d’une importance cruciale. Nous présentons ici les méthodes pour induire des MetS chez le lapin à l’aide d...

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Discussion

La mise en place d’un modèle expérimental approprié peut fournir une méthode plus cohérente et plus fiable pour étudier le développement des MetS, et il est également nécessaire de comprendre les mécanismes de base qui sous-tendent les organes et les systèmes de remodelage. Nous décrivons ici les méthodes utilisées pour élaborer un modèle expérimental pertinent de MetS induite par l’alimentation et comment évaluer les principales composantes de cet amas d’anomalies cardiovasculaires et métaboliques qui caractérisent ce m...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Generalitat Valenciana (GV2015-062), Universitat de València (UV-INV-PRECOMP14-206372) à MZ, Generalitat Valenciana (PROMETEOII/2014/037) et Instituto de Salud Carlos III-FEDER Fonds (CB16/11/0486 CIBERCV) FJC.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Balance vétérinaireSOEHNLE7858Scale
https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale
Pelle pour alimentation aluminiumCOPELE10308Pelle pour alimentation aluminium
http://copele.com/es/herramientas/48-pala-para-pienso-de-aluminio.html
BalancePCE Ibé ; ricaPCE-TB 15Balance
http://www.pce-iberica.es/medidor-detalles-tecnicos/balanzas/balanza-compacta-pce-bdm.htm
Crépine (20 cm diam.)ZWILLING39643-020-0Passoire
https://es.zwilling-shop.com/Menaje-del-hogar/Menaje-de-cocina/Menaje-especial/Accesorios/Colador-20-cm-ZWILLING-39643-020-0.html
BolZWILLING40850-751-0Échelle
https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale
EntonnoirBT Ingenierosnon disponibleEntonnoir
http://www.bt-ingenieros.com/fluidos-y-combustibles/961-juego-de-4-embudos-de-plastico.html?gclid=EAIaIQobChMIuInui_y-1QIVASjTCh28Zwf-EAQYBSABEgK7xPD_BwE
Introcan Certo 22G bleuB Braun4251318Cathéter intraveineux périphérique
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan-Propofol
Lipuro 10 mg/ml flacon 20 mlB Braun3544761VETAnesthésique général par voie intraveineuse
> http://www.bbraun-vetcare.es/producto/propofol-lipuro-1-FisioVet solution sérique 500mlB Braun472779Scale
https://www.soehnle-professional.com/en/productgroup/details/103/veterinary-scale
Askina Film Vet 1,25cm x 5mB BraunOCT13501Plastic Plaster
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/askina-film-vet
Askina Film Vet 2,50cm x 5mB BraunOCT13502Plastic Plaster
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/askina-film-vet
Injekt siringe 10ml luerB Braun4606108VSeringue d’injection-aspiration de deux corps à usage unique
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/injekt-Seca
201secaseca 201Ruban ergonomique pour mesurer les périmètres
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Emla lidocaïne/prilocaïneAstraZenecanon disponibleAnesthésiques locaux
https://www.astrazeneca.es/areas-terapeuticas/neurociencias.html
Introcan Certo 18G shortB Braun4251342Cathéter intraveineux périphérique
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan-Introcan Certo 20GB Braun4251326Cathéter intraveineux périphérique
http://www.bbraun-vetcare.es/producto/introcan-Transducteurs de
pression artérielle-MA1 72-4497Appareil de Harvard724497Sonde pour la surveillance de la pression artérielle
http://www.harvardapparatus.com/physiology/physiological-measurements/transducers/pressure-transducers/research-grade-pressure-transducers.html
Amplificateur PowerLab 2/26AD InstrumentsML826
https://www.adinstruments.com/products/powerlab
LabChart ver. 6AD Instrumentsnon disponiblesLogiciel d’acquisition
https://www.adinstruments.com/products/labchart
Animal Bio AmpAD InstrumentsFE136Amplificateur
https://www.adinstruments.com/products/bio-amps#product-FE136
K2EDTA 7.2mgBD367861Tubes de prélèvement sanguin
http://catalog.bd.com/nexus-ecat/getProductDetail?productId=367861
CentrifugeuseSciQuip2-16KLCentrifugeuse
http://www.sigma-centrifuges.co.uk/store/products/refrigerated-sigma-2-16k-centrifuge/
Eppendorf Référence 2, 100 &ndash ; 1000 &mu ; LEppendorf4920000083Pipette
https://online-shop.eppendorf.es/ES-es/Pipeteo-44563/Pipetas-44564/Eppendorf-Reference2-PF-42806.html
Eppendorf Safe-Lock Tubes, 0,5 mLEppendorf30121023Tubes
https://online-shop.eppendorf.es/ES-es/Puntas-tubos-y-placas-44512/Tubos-44515/Eppendorf-Safe-Lock-Tubes-PF-8863.html
Lapins NZW (16-18 semaines)Granja San Bernardonon disponibleLapins blancs de Nouvelle-Zélande
http://www.granjasanbernardo.com/en/welcome/
Saccharose  ;SigmaS0389-5KGSaccharose pour solution à boire
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=es®ion=ES
Régime de contrôle d’entretien pour lapinsSsniffV2333-000Régime de contrôle
http://www.ssniff.com/
Régime riche en graisses pour lapinsSsniffS9052-E020Régime riche en graisses
http://www.ssniff.com/
Grille et abreuvoir pour lapinsSodispannon disponibleRack pour lapins
https://www.sodispan.com/jaulas-y-racks/racks-conejo-y-cobaya/
Contention pour lapinsZoonlab3045601http://www.zoonlab.de/en/index.html

Références

  1. Cornier, M. A., Dabelea, D., Hernandez, T. L., Lindstrom, R. C., Steig, A. J., Stob, N. R., et al. The metabolic syndrome. Endocr rev. 29 (7), 777-822 (2008).
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