Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Guidée par l’image de la résection du glioblastome et Implantation intracrânienne d’échafaudages de graines cellules souches thérapeutiques

7.9K vues

⸱

DOI :

10.3791/57452

⸱

16 juillet 2018

 ,  ,  , 
1Division of Pharmacoengineering and Molecular Pharmaceutics, UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Lineberger Comprehensive Cancer Center, University of North Carolina at Chapel Hill

Dans cet article

Résumé

Recherche de tumeur thérapeutiques cellules souches mésenchymateuses (CSM) semblent prometteuses comme traitement pour le glioblastome envahissante. Optimale transplantation implique livraison de MSCs dans la cavité de résection de tumeur sur les échafaudages. Ici, précliniques techniques d’étude MSC traitement du glioblastome figurent notamment : la résection de tumeur guidée par l’image ; implantation de graines MSC échafaudages ; et suivi un traitement postopératoire.

Résumé

Glioblastome (GBM), le cancers du cerveau primaire plus courantes et les plus agressifs, porte une espérance de vie de 12 à 15 mois. La courte espérance de vie est due en partie à l’incapacité de la cure actuelle, consistant en une exérèse chirurgicale suivie de radiations et de chimiothérapie, afin d’éliminer les foyers de tumeur invasive. Traitement de ces foyers peut-être être améliorée avec effets humain cellules souches mésenchymateuses (CSM). MSCs pièce tropisme tumeur puissant et peuvent être conçues aux protéines thérapeutiques express qui tuent les cellules tumorales. Avancements dans les modèles précliniques indiquent que la résection chirurgicale induit une perte prématurée de MSC et réduit l’efficacité thérapeutique. Efficacité du traitement du CSM peut être améliorée en semis MSCs sur un échafaud poly(lactic acid) biodégradables (PLA). Livraison MSC dans la cavité de résection chirurgicale sur un échafaud PLA restaure rétention cellulaire, persistance et meurtre de tumeur. Afin d’étudier les effets de l’implantation de graines MSC PLA sur GBM, un modèle préclinique précis est nécessaire. Ici, nous fournissons un protocole chirurgical préclinique pour la résection de la tumeur guidée par l’image de GBM chez des souris immunodéficientes suivie d’implantation de l’échafaudage de graines MSC. MSCs sont conçus avec des constructions des gènes à constitutivement express et sécrètent des thérapeutique liées à TNFα induisant l’apoptose ligand (TRAIL) ainsi que la protéine fluorescente verte (GFP) pour permettre le suivi fluorescent. De même, les cellules de tumeur U87 sont machinés pour mCherry express et luciférase firefly, offrant double fluorescent/luminescents de suivi. Alors qu’il est actuellement utilisé pour enquêter sur les cellules souches médiée par livraison d’agents thérapeutiques, ce protocole peut être modifié afin d’étudier l’impact de la résection chirurgicale sur les autres interventions GBM.

Introduction

Glioblastome (GBM) est le cancer le plus fréquent primaires du cerveau chez les adultes, avec une médiane de survie lamentable de seulement 12 à 15 mois1,2,3,4,5. Survie n’a pas significativement amélioré depuis 2005 alors que la norme actuelle clinique de résection maximale suivie par radiation et chimiothérapie par témozolomide concomitante et adjuvante était adopté6,7. Alors que ce traitement donne les patients avec un soulagement temporaire des symptômes, norme de soin entraîne invariablement une réapparition comme des foyers de cancer invasif soustraire à la résection et sont protégés contre les thérapies systémiques de la barrière sang - encéphalique (BHE). Les stratégies qui visent des foyers de tumeur invasive tout en contournant la BHE sont urgent pour séduire le contre cette maladie agressive et débilitante.

Cellules souches mésenchymateuses humaines (MSCs) semblent prometteuses comme drogue de vecteurs pour GBM en raison de leur tumeur native tropisme8,9. MSCs possèdent des récepteurs pour et migrent vers des facteurs solubles qui sécrètent des tumeurs, y compris de facteur de culture cellulaire stromale 1α (SDF-1 bis), matrice métalloprotéinase-1 (MMP-1) et monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1) entre autres10, 11 , 12 , 13. génie MSCs d’exprimer et de sécréter des médicaments cytotoxiques leur permet d’être exploités comme véhicules de livraison de drogue tumeur-homing. MSCs machinés se déplacent vers des foyers de tumeur invasive et livrer des protéines thérapeutiques. Cette approche a démontré la faisabilité de diverses précliniques GBM modèles9,14. Cependant, la grande majorité de ces modèles n’inclure pas de résection chirurgicale malgré la pertinence clinique de cette composante. Émergentes à l’aide de nouveaux modèles de résection des études ont révélé que le déplacement chirurgical de la tumeur diminue la persistance de cellules souches qui sont directement injectés dans la cavité chirurgicale15. Efficacité réduite a entraîné la perte de viabilité, probablement due à une diminution de la dose et la durée des médicaments livrés pour les foyers de tumeur invasive.

Afin d’accroître la viabilité des cellules souches et medicaments, MSCs peuvent être semés sur les échafaudages avant l’implantation. Dans ce protocole, biocompatible et résorbable électrofilées nanofibrous poly(lactic acid) (PLA) sert d’échafaudage pour le PLA MSCs. fléchit et est conforme à la forme de la cavité de résection sur implant, ce qui maximise la couverture thérapeutique et minimise les distance MSCs doit parcourir pour atteindre les cellules tumorales. MSCs restent sur l’échafaud pendant l’implantation et puis migrent hors l’échafaudage vers les cellules tumorales après implantation16,17. MSCs et les médicaments cytotoxiques qu’ils transportent ensuite s’accumuler dans les foyers de la tumeur. Livraison de médicaments cytotoxiques pour la tumeur nécessite viabilité MSC et persistance, qui sont aidés par l’implantation sur des échafaudages.

Dans cette procédure, les vecteurs LENTIVIRAUX sont utilisés pour induire l’expression stable de fluorescent (in vitro de suivi) et bioluminescence (in vivo suivi) marqueurs dans les lignes des cancers et des cellules souches. La lignée humaine de GBM U87 est infectée par mCherry et firefly luciférase (U87 mCh-Fl) et les non thérapeutique MSCs avec GFP et renilla luciférase (MSC GFP-Rluc). La variante thérapeutique de MSCs expriment le ligand (MSC-TRAIL) d’induisant l’apoptose liées à TNFα. SENTIER, une protéine sécrétée constitutivement, lie à proximité des récepteurs de mort sur le cancer des cellules et initie l’apoptose induite par la caspase18.

Ici, nous fournissons un protocole pour guidée par l’image préclinique GBM résection chirurgicale et implantation des échafaudages graines MSC. En bref, souris Nudes reçoivent une craniotomie suivie trois jours plus tard par injection orthotopique stéréotaxique U87 mCh-FL pour établir la tumeur primitive. La tumeur implantée se développe pendant une période d’environ une semaine. Les échafaudages PLA sont ensemencées avec MSCs 48 h avant la chirurgie d’exérèse. La tumeur est ensuite réséquée sous direction fluorescente et l’échafaud MSC-chargé est implanté dans la cavité de résection. Survie de fardeau et souris de tumeur sont ensuite suivis de post-opératoire avec bioluminescence imaging (BLI). Une chronologie de ces procédures est présentée ci-dessous (Figure 1).

figure-introduction-1
Figure 1 : chronologie des procédures. Souris reçoivent au départ une fenêtre crânienne (jour 0). Après une période de récupération de trois jours, les tumeurs sont implantés (jour 3) et de se développer pendant environ une semaine. Les échafaudages sont ensemencées avec MSCs (jour 8) deux jours avant la procédure de résection et d’implantation des tumeur (jour 10). La progression tumorale et l’efficacité thérapeutique sont évaluées via post-opératoire d’imagerie par la suite (jour 10 +). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de The University of North Carolina à Chapel Hill.

Remarque : Cette procédure est effectuée sur des souris avec une craniotomie ouvert, comme une version modifiée du protocole par Mostany et Portera-Cailliau19 dans laquelle le tissu osseux qui est enlevé chirurgicalement est abandonné, laissant le cerveau accessible pour la mise en place et éventuelle résection de tumeurs GBM. Suite craniotomie, tumeurs sont établis par l’intermédiaire de l’implantation stéréotaxique visée à Ozawa et James20. Nous implanter 1 x 105 U87 mCh-Fl cellules aux coordonnées suivantes (en mm de bregma) stéréotaxiques : (2.5, 0, -0,5).

1. cellule Culture et préparation d’échafaudage

NOTE : Les échafaudages doivent être préparés à 48 h avant l’implantation chez la souris. Les volumes suivants sont fournis sur une base de par-échafaudages. Multipliez les quantités selon les besoins pour les échafaudages supplémentaires.

  1. Couper les échafaudages PLA en morceaux de taille cavité de résection (environ 2 x 2 mm). Échafaudages peuvent être coupés à la main à l’aide de ciseaux ou un poinçon de répétabilité.
  2. Stériliser en les immergeant dans l’éthanol à 70 % pendant 15 min puis en les immergeant dans du PBS. Placez échafaudage au moyen de l’aigle modifié de Dulbecco (DMEM) contenant 10 % sérum fœtal (SVF) et 1 % la pénicilline-streptomycine pendant la préparation de cellules pour l’amorçage.
  3. Soulever les MSCs cultivées à l’aide de 0.05 % de trypsine (3 à 5 mL pour une fiole T75). Incuber à 37 ° C pendant 5 min. veiller à ce que les cellules ont levé, puis ajouter les 7-10 mL DMEM dans le ballon pour inactiver la trypsine.
  4. Transférer le contenu de la fiole dans un tube à centrifuger de 15 mL. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre. Pellet 5 x 105 MSCs pour chaque échafaudage par centrifugation à 100 x g pendant 5 min.
  5. Aspirer hors surnageant et remettre en suspension les MSCs dans 5 µL DMEM par 5 x 105 cellules.
  6. Préparer les échafaudages à l’ensemencement par tapoter les sécher.
    1. Supprimer un échafaudage d’immersion DMEM avec une pince et le placer temporairement sur le couvercle de la plaque 6 puits. Soulevez l’échafaud glisser le couvercle, laissant derrière lui une goutelette de DMEM excédentaire.
    2. Replacez l’échafaud sur le couvercle à nouveau dans un endroit nouveau et sec. Répétez 3 à 5 fois, puis placer l’échafaudage partiellement séché dans une nouvelle plaque 6 puits pour l’amorçage. Répétez pour chaque échafaudage.
      Remarque : Un échafaudage partiellement séché offre optimale cellulaire ensemencement des résultats. Si l’échafaudage est trop humide, cellules seront glissent à l’échafaud et adhère à la plaque bien ci-dessous. Si l’échafaudage est trop sec, la goutte ne s’étendra pas sur l’échafaud ensemble, ayant pour résultat cellule initiale mauvaise distribution.
  7. À l’aide d’une pipette, mélanger doucement le flacon de cellules souches pour homogénéiser la suspension comme certaines cellules peuvent se sont installés au fond.
  8. Lentement, pipette 2,5 µL fraîchement mélangé suspension SMC directement sur l’échafaud, créant une petite goutte sur le haut de l’échafaud.
  9. Ajouter 300 µL DMEM vers les bords de chaque puits. Cela permettra d’éviter l’évaporation rapide de la gouttelette de cellule. Incuber à 37 ° C pendant 30 min, ce qui permet des cellules attacher à l’échafaud.
  10. Avec une pince, doucement renversera les échafaudages de la plaque bien. Suspension MSC semences 2,5 µL fraîchement mélangé (il en résulte un total de 5 x 105 cellules ensemencées par échafaudage). Incuber à 37 ° C pendant 30 min, ce qui permet des cellules attacher à l’échafaud.
  11. Couvrir les échafaudages en DMEM en ajoutant 2 mL dans chaque puits de la plaque 6 puits. Soulevez doucement les échafaudages pour permettre des médias s’écouler sous eux. Incuber à 37 ° C dans cet État pendant 48 h avant la chirurgie d’implantation.
  12. Vérifier les échafaudages après 24h et ajouter/modifier des médias si on observe une évaporation excessive ou médias décoloré à cause de déséquilibre du pH.

2. fluorescence guidée par la résection et l’Implantation de l’échafaudage

NOTE : Stériliser tous les outils avant l’initialisation de la chirurgie. Administrer une analgésie prophylactique tel qu’indiqué dans votre protocole IACUC institutionnel.

  1. Placer le cadre stéréotaxique sur la scène d’une fluorescence stéréomicroscope de dissection.
  2. Anesthésier la souris sous inhalation isoflurane dans une chambre à induction. Une fois anesthésié, fixez la souris dans le cadre stéréotaxique avec anesthésie par inhalation continue d’alimentation via un adaptateur de coiffe isoflurane. Maintenir la température du corps avec un coussin chauffant ou une sonde.
    NOTE : 4-5 % isoflurane est adapté pour l’induction et 2 à 3 % est adapté pour l’entretien, mais cela doit être adapté et surveillé pour chaque souris.
  3. Appliquer pommade ophtalmique sur les yeux pour éviter le dessèchement de la cornée. Stériliser l’incision du cuir chevelu avec une série de trois alcool et trois lingettes de Bétadine.
  4. Effectuer le test de réflexe de pincement orteil sur chaque branche et confirmer la réponse négative pour assurer le bonne anesthetization. Assurer un rythme respiratoire régulier d’environ 55-65 respirations/min.
  5. Avec une pincette, pincer et soulevez doucement le cuir chevelu. Faire une incision médiane de rostral caudal linéaire avec des ciseaux chirurgicaux. Irriguer le site de l’incision avec du PBS et enlever le gras sous-cutané avec un coton-tige dans un mouvement de brossage circulaire. Organiser la peau telle que la fenêtre crânienne établies soit entièrement visible.
  6. Doucement perforer la dura seulement intérieur jusqu’aux frontières de la fenêtre crânienne à l’aide d’une aiguille 18 G. Répétez jusqu'à ce que l’incision retrace entièrement l’intérieur de la fenêtre.
  7. Retirez la dura de peeling loin à l’aide de pinces fines, révélant le parenchyme sous-jacent et la tumeur.
  8. Localiser la tumeur de mCh-Fl U87 en éteignant les lumières de la pièce et allumer le stéréomicroscope fluorescence-mode. Préparez résection en chargeant une pointe de pipette 1-200 µL dans l’extrémité du tuyau d’une pompe à vide.
  9. Allumer la pompe à vide. Résection de la tumeur en aspirant doucement le tissu fluorescent jusqu'à ce qu’aucun signal de la demeure. Éteindre la pompe à vide et jeter l’embout de la pipette. Tourner la fluorescence au large et la salle de feux arrière sur.
    Remarque : Pour contrôler le saignement, irriguer avec PBS froid et appliquer une pression constante avec un coton-tige. Dans les cas plus graves, la cavité de résection peut également être temporairement emballée avec un agent hémostatique tant qu’il est supprimé lorsque le saignement est arrêté suivie d’une autre d’irrigation de PBS.
  10. Immédiatement avant l’implantation, lentement tremper un échafaudage PLA MSC graines dans du PBS pour enlever des médias non désirées et les composants associés. L’échafaudage de l’implant dans la cavité de résection. Si nécessaire, ajouter 1 fibrinogène µL (67-106 mg/mL) suivi par 1 thrombine µL (400-625 U/mL) pour garantir l’échafaud en place.
  11. Avec la dure-mère supprimé et le lambeau osseux de la fenêtre crânienne déjà abandonné, joint la plaie simplement en fermant la peau et appliquer la colle chirurgicale. Enlever l’animal d’anesthésique inhalé et permettent de récupérer sur une surface chauffée.
  12. Souris une fois ambulatoire, retour à la cage. Administrer un analgésique le calendrier approuvé par IACUC. Répéter pour chaque souris.

3. post-opératoire d’imagerie

  1. À l’aide de la seringue à insuline 28-G, injecter la souris avec D-luciférine (150 mg/kg voie intrapéritonéale).
  2. Attendre 10 min. Cela permettra la luciférine de circuler dans tout le corps et réagissent avec les cellules cancéreuses exprimant luciférase dans le cerveau pour obtenir l’expression maximale.
  3. Sous anesthésie isoflurane (comme mentionné précédemment), image souris une bioluminescence d’imagerie (BLI) afin de visualiser les tumeurs. Varier les durées d’exposition comme nécessaires (secondes ou minutes) selon la taille de la tumeur.
  4. Répétez la procédure d’imagerie comme nécessaires à la détermination de la cinétique de croissance tumorale. Continuer à surveiller la santé des animaux.
    Remarque : Les thérapeutiques MSCs exprimera constitutivement TRAIL, tuer les cellules cancéreuses et la suppression de la croissance tumorale globale. Tous les 2-5 jours d’imagerie fournit une fréquence suffisante à cette fin.
  5. Lorsque des points de terminaison prédéterminés décrites dans le protocole IACUC ont été satisfaites, sacrifier des souris en perfusion transcardial et recueillir des tissus pour analyse.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Cellules tumorales U87 ont été machinés pour mCherry express et luciférase firefly (U87 mCh-Fl) avant l’injection et pour permettre la résection guidée par l’image et bioluminescence suivi (Figure 2 a-C). Les cellules souches ont été de même conçus avec diagnostic GFP-Rluc (MSC-GFP) ou GFP-essai thérapeutique (MSC-TRAIL) et ensemencées sur les échafaudages PLA pour confirmer l’attachement et la prolifération (Figure 2D

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Chirurgie peut généralement être complétée en 30 min par souris, étant donné que les points suivants sont pris en considération pour maximiser la précision et éviter les pièges chronophages. Tout d’abord, assurez-vous que la souris est positionnée correctement dans l’instrument stéréotaxique avant de commencer la procédure. Des mouvements de tête indésirables limitera la précision chirurgicale de la craniotomie, localisation de l’implantation de la tumeur et le degré de la résection de tumeur. Avant la résection, enlever...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les Drs Sheets, Bagó et Hingtgen ont équité dans Falcon Therapeutics, qui a obtenu une licence des aspects de la technologie de l’échafaudage de UNC Chapel Hill et de cellules souches.

Remerciements

Les auteurs reconnaissent les contributions éditoriales de Dr. Kathryn Pietrosimone. PLA échafaudages ont été fabriqués par le laboratoire du Dr Elizabeth Loboa à North Carolina State University. Ce travail a été soutenu par l’Université Cancer Research Fund de l’UNC Lineberger Comprehensive Cancer Center et l’UNC translationnelle et Institut de Sciences cliniques (KL2TR001109, UL1TR001111).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Juste pour souris instrument stéréotaxiqueStoelting51730Maintient un positionnement stable de la tête pendant l’opération
Stéréomicroscope à dissection par fluorescenceLeicaM165 FC  ;Permet l’imagerie en temps réel de la tumeur pendant la résection
Système d’injecteur stéréotaxique intégré motorisé (ISI)Stoelting53315Permet un volume et un taux précis d’injection de cellules tumorales
Adhésif tissulaire Vetbond3M1469Colle sugical pour fermer la plaie cutanée
Larmes artificiellesAkorn664268Empêche les yeux de se dessécher pendant l’opération
Webcol alcool préparationsCovidien6818Stériliser le site d’incision
Gommage chirurgical à la bétadinePurdue Fredick Company6761815117Stériliser le site d’incision
Applicateurs à embout en cotonFisherbrand23-400-115Outil chirurgical
Système d’aspiration E-vacArgosEV310Pompe à vide utilisée pour réséquer la tumeur
Fibrinogène et thrombine extraits de TISSEELBaxterPour fixer temporairement l’échafaudage dans la cavité de résection
IVIS Système d’imagerie optique cinétique in vivoCaliper Life ScienceImageur bioluminescent
D-Luciférin sel de potassiumPerkinElmer122799Agent d’imagerie in vivo

Références

  1. Adamson, C., et al. Glioblastoma multiforme: a review of where we have been and where we are going. Expert opinion on investigational drugs. 18 (8), 1061-1083 (2009).
  2. Asthagiri, A. R., Pouratian, N., Sherman, J., Ahmed, G., Shaffrey, M. E. Advances in Brain Tumor Surgery. Neurologic Clinics. 25 (4), 975-1003 (2007).
  3. Affronti, M., et al. Overall survival of newly diagnosed glioblastoma patients receiving carmustine wafers followed by radiation and concurrent temozolomide plus rotational multiagent chemotherapy. Cancer. 115 (15), 3501-3511 (2009).
  4. Erpolat, O., Akmansu, M., Goksel, F., Bora, H., Yaman, E., Büyükberber, S. Outcome of newly diagnosed glioblastoma patients treated by radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide: a long-term analysis. Tumori. 95 (2), 191-197 (2009).
  5. Minniti, G., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma in elderly patients. Journal of Neuro-Oncology. 88 (1), 97-103 (2008).
  6. Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
  7. Delgado-López, P., Corrales-García, E. Survival in glioblastoma: a review on the impact of treatment modalities. Clinical and Translational Oncology. 18 (11), 1062-1071 (2016).
  8. Wu, X., et al. In vivo tracking of superparamagnetic iron oxide nanoparticle-labeled mesenchymal stem cell tropism to malignant gliomas using magnetic resonance imaging. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 108 (2), 320-329 (2008).
  9. Nakamizo, A., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas. Cancer Research. 65 (8), 3307-3318 (2005).
  10. Xu, F., Shi, J., Yu, B., Ni, W., Wu, X., Gu, Z. Chemokines mediate mesenchymal stem cell migration toward gliomas in vitro. Oncology Reports. 23 (6), 1561-1567 (2010).
  11. Park, S., et al. CXCR4-transfected human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells exhibit enhanced migratory capacity toward gliomas. International Journal of Oncology. 38 (1), 97-103 (2011).
  12. Ho, I., et al. Matrix Metalloproteinase 1 Is Necessary for the Migration of Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells Toward Human Glioma. STEM CELLS. 27 (6), 1366-1375 (2009).
  13. Bexell, D., Svensson, A., Bengzon, J. Stem cell-based therapy for malignant glioma. Cancer Treatment Reviews. 39 (4), (2012).
  14. Nouri, F., Wang, X., Hatefi, A. Genetically engineered theranostic mesenchymal stem cells for the evaluation of the anticancer efficacy of enzyme/prodrug systems. Journal of Controlled Release. 200, 179-187 (2015).
  15. Kauer, T., Figueiredo, J. -L., Hingtgen, S., Shah, K. Encapsulated therapeutic stem cells implanted in the tumor resection cavity induce cell death in gliomas. Nature Neuroscience. 15 (2), 197-204 (2011).
  16. Bagó, J., Pegna, G., Okolie, O., Hingtgen, S. Fibrin matrices enhance the transplant and efficacy of cytotoxic stem cell therapy for post-surgical cancer. Biomaterials. 84, 42-53 (2016).
  17. Bagó, J., Pegna, G., Okolie, O., Mohiti-Asli, M., Loboa, E., Hingtgen, S. Electrospun nanofibrous scaffolds increase the efficacy of stem cell-mediated therapy of surgically resected glioblastoma. Biomaterials. 90, 116-125 (2016).
  18. Loebinger, M., Eddaoudi, A., Davies, D., Janes, S. Mesenchymal Stem Cell Delivery of TRAIL Can Eliminate Metastatic Cancer. Cancer Research. 69 (10), 4134-4142 (2009).
  19. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging. J. Vis. Exp. (12), e680(2008).
  20. Ozawa, T., James, C. D. Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging. J. Vis. Exp. (41), e1986(2010).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Résection du glioblastomethérapie par cellules souchesimplantation d'échafaudageensemencement de CSMtropisme tumoralsuivi fluorescentprotocole chirurgicalmodèle précliniqueadministration thérapeutiqueguidage par imagerie
Guidée par l’image de la résection du glioblastome et Implantation intracrânienne d’échafaudages de graines cellules souches thérapeutiques
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.