Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1

9.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/57584

⸱

16 avril 2018

 ,  , 
1Department of Applied Chemistry, University of Tokyo, 2Global Research Center for Environment and Energy based on Nanomaterials Science, National Institute for Materials Science

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole d’expériences électrochimiques cellule entière pour étudier la contribution du transport de protons au taux de transport des électrons extracellulaire par les cytochromes de la membrane externe complexes de Shewanella oneidensis MR-1.

Résumé

Direct de détection électrochimique de c-type incorporés dans la membrane externe bactérienne du cytochrome complexes (membrane externe c-type du cytochrome complexes ; OM c- Cyts) a récemment émergé comme nouvelle méthode analytique cellule entière pour caractériser le transport des électrons bactérien de la chaine respiratoire à l’extérieur de la cellule, dénommé le transport des électrons extracellulaire (EET). Alors que la voie et la cinétique de l’écoulement d’électron au cours de la réaction de EET ont été étudiés, une méthode électrochimique cellule entière pour examiner l’impact du transport de cations associé à EET n’a pas encore été établie. Dans la présente étude, un exemple d’une technique biochimique pour examiner l’effet isotopique deutérium (KIE) sur EET par OM c- Cyts utilisant un microbe modèle, Shewanella oneidensis MR-1, est décrite. L’EIC sur le processus EET peut être obtenue si l’EET par OM c- Cyts agit comme l’étape cinétiquement limitante dans la production actuelle microbienne. À cette fin, avant l’ajout de D2O, le surnageant a été remplacé avec les supports neufs contenant une quantité suffisante de donneur d’électrons pour soutenir le taux de réactions métaboliques en amont et de retirer les cellules planctoniques un uniforme monocouche biofilm sur l’électrode de travail. Méthodes alternatives pour confirmer la limitante étape dans la production actuelle microbienne comme EET par OM c- Cyts sont également décrites. Notre technique d’un dosage électrochimique cellule entière pour étudier la cinétique du transport proton peut être appliquée à d’autres souches microbiennes électroactif.

Introduction

Des techniques électrochimiques de qualifier directement une protéine d’oxydo-réduction dans une cellule bactérienne intacte ont récemment émergé depuis la découverte de souches microbiennes-réduction des métaux, tels que S. oneidensis MR-1 ou Geobacter sulfurreducens PCA, qui ont des complexes de cytochrome c-type de membrane externe (OM c-Cyts) exposés à la cellule extérieur1,2,3,4,5. L' OM c- Cyts médiation transport des électrons de la chaine respiratoire à des substrats solides situé extracellulaire. Ce transport est dénommé extracellulaire transport d’électrons (EET)1,6 et est un processus critique pour les biotechnologies émergents, tels que les piles à combustible microbiennes6. Par conséquent, pour comprendre la cinétique EET sous-jacent et mécanismes et son lien avec la physiologie microbienne, OM c -Cyts ont été étudiés à l’aide de cellules entières électrochimie4,7, combinée avec la microscopie 8 , 9,10,de spectroscopie11et biologie moléculaire2,4. En revanche, méthodes pour étudier l’impact du transport de cations EET-liés, par exemple, les protons et sur la cinétique EET dans les cellules vivantes ont été guère établies, malgré le transport de protons à travers les membranes bactériennes ayant un rôle essentiel dans signalisation, homéostasie et énergie production12,13,,14. Dans la présente étude, nous décrivons une technique pour examiner l’impact du transport de protons sur la cinétique EET dans la cellule de MR-1 S. oneidensis à l’aide de mesures électrochimiques cellule entière, qui nécessite l’identification de l’étape cinétiquement limitante dans microbienne de production actuel15.

Une façon directe pour évaluer la contribution du transport de protons sur le EET associé est l’effet isotopique du deutérium (KIE). La KIE est observable comme le changement de cinétique de transfert d’électron sur le remplacement de protons avec des ions de deutérium, qui représente l’impact du transport de protons sur les électrons transfert cinétique16. La théorie de KIE lui-même a été clairement établie à l’aide de mesures électrochimiques avec enzymes purifiées,17. Toutefois, étant donné que la production actuelle en S. oneidensis MR-1 résulte de multiples processus variés et fluctuants18, on ne peut pas simplement identifier EET que le processus de limitation de vitesse. Pour observer la KIE sur les processus de transport de protons couplés avec EET, il faut confirmer que la production actuelle microbienne est limitée par transport d’électrons par l’intermédiaire de OM c- Cyts à l’électrode. À cette fin, nous avons remplacé la solution surnageante avec un milieu frais contenant une forte concentration de lactate comme donneur d’électrons au pH optimal et des conditions de température avant mesure KIE ; Ce remplacement a servi deux rôles : (1) il amélioré le taux des processus métaboliques en amont par rapport à l’EET et (2) omis les cellules de natation dans le surnageant détache le biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 sur la (électrode de travail électrode d’oxyde d’étain dopé (ITO) indium). Le protocole détaillé présenté est destiné à aider les nouveaux praticiens maintenir et confirmer que le processus EET est l’étape cinétiquement déterminante.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. formation d’un Biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 sur une électrode ITO (Figure 1)

Remarque : Pour éviter la contamination du réacteur électrochimique avec d’autres microbes, tous les médias, outils et composants du réacteur électrochimique doivent être stérilisés à l’avance. Quand à l’aide de cellules de S. oneidensis MR-1 et la construction des réacteurs électrochimiques, toutes les procédures doivent être réalisées sur un banc propre.

  1. Culture de cellules de S. oneidensis MR-1
    Remarque : Un biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 a été formé sur l’OIC électrode suivant les conditions signalées précédemment4.
    1. Pour cultiver des cellules S. oneidensis MR-1, ajoutez une colonie de S. oneidensis MR-1, cultivé sur une gélose comprenant Luria-Bertani (LB) (20 g/L) et bacto agar (15 g/L) dans 15 mL de milieu LB (20 g/L) à 30 ° C pendant 24 h dans des conditions aérobies avec agitation à 160 tours/minute.
    2. Centrifuger la suspension cellulaire à 6 000 × g pendant 10 min et remettre en suspension le culot cellulaire qui en résulte dans 15 mL de milieu défini (pH 7,8) (DM : NaHCO3 [2,5 g/L], CaCl2·2H2O [0,08 g/L], NH4Cl [1,0 g/L], MgCl2· 6 H2O [0,2 g/L], NaCl [10 g/L] et 2-[4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl] ethanesulfonic acide [HEPES ; 7,2 g/L]), additionné de 10 mM de lactate et extrait de levure 0,5 g/L comme source de carbone et d’oligo-éléments pour S. oneidensis MR-1 , respectivement.
    3. Encore cultiver la suspension cellulaire en aérobiose à 30 ° C pendant 12 h avec agitation à 160 tr/min et centrifuger à nouveau à 6 000 × g pendant 10 min. laver le culot qui en résulte deux fois avec DM moyen par centrifugation pendant 10 min à 6 000 × g avant l’électrochimique Faites des essais.
  2. Construction d’un réacteur électrochimique à trois électrodes (Figure 1)
    1. Mettre un substrat ITO comme l’électrode de travail en bas du réacteur.
    2. Par la suite, insérez un cylindre de verre (diamètre de 2 cm) et une couverture de polytétrafluoroéthylène (PTFE). Puis insérez Ag/AgCl (KCl saturé) et un fil de platine dans le réacteur comme les électrodes de référence et compteur, respectivement.
      Remarque : Pour éviter les fuites d’air et solution, insérez une feuille de caoutchouc butyle entre chaque composant.
    3. Ajouter 4,0 mL de DM additionné de 10 mM de lactate et d’extrait de levure de 0,5 g/L dans le réacteur électrochimique.
    4. Après avoir confirmé qu’il n’y a pas de fuite provenant du réacteur électrochimique, jettent le gaz d’azote dans le réacteur électrochimique pendant 20 min pour maintenir des conditions anaérobies dans le réacteur électrochimique.
      Remarque : Pour éviter la contamination par d’autres microbes, le gaz doit être filtré avant elle se jette dans le réacteur électrochimique.
    5. Connectez le réacteur électrochimique d’un potentiostat et appliquer + 0,4 V (versus l’électrode standard à hydrogène, elle) à l’électrode ITO, maintenir la température du réacteur électrochimique à 30 ° C à l’aide d’un système de circulation d’eau externe.
      Remarque : Pour éviter l’effet d’un champ électrique extérieur, le réacteur électrochimique devrait être placé dans une cage de Faraday.
  3. Électrochimique culture de cellules de MR-1 S. oneidensis (Figure 1 et Figure 2)
    1. Ajuster la densité des cellules de la suspension obtenue à l’étape 1.1 à une densité optique de 1,43 à 600 nm (OD600) avec DM complétée par de la levure de lactate et 0,5 g/L 10 mM extrait.
      Remarque : Pour obtenir la bonne OD600, appliquer la suspension cellulaire de OD600 ≤ 0,8 à un spectromètre UV-visible avant réglage de l' OD600 à 1,43.
    2. Ajouter 0,3 mL de la suspension cellulaire dans le réacteur électrochimique par l’orifice d’injection à l’aide d’une seringue : l' OD600 dans le réacteur passe à 0,1.
      Remarque : L’ajout de suspension cellulaire 0,3 mL avec OD600 = 1,43 dans réacteur électrochimique contenant 4,0 mL résultats moyenne à 4,3 mL de la solution avec un OD600 = 0,1. Lorsque vous utilisez d’autres réacteurs avec des volumes différents, le calcul de la densité cellulaire est nécessaire.
    3. Continuer l’application potentielle à + 0,4 V (par rapport à elle) à l’électrode ITO pour 25 h.
      Remarque : Pour la formation d’un biofilm monocouche sur une électrode ITO, assurez-vous que le courant produit montre un écart de moins de 50 % par rapport à la Figure 2.

2. remplacement du liquide surnageant avec un milieu frais DM avec 10 mM de Lactate (Figure 3)

  1. Arrêter l’application potentielle et déconnectez le réacteur électrochimique de la potentiostat et le système de circulation d’eau.
  2. Remplacement du liquide surnageant avec un milieu frais DM avec 10 mM de lactate
    1. L’azote gazeux se jettent dans une bouteille contenant des DM avec 10 mM de lactate pendant 20 min pour enlever l’oxygène du milieu.
    2. Retirez lentement tous le surnageant à l’intérieur du réacteur électrochimique à l’aide d’une seringue, en s’écoulant l’azote gazeux (Figure 3 a, b).
      Remarque : Pour éviter de casser le biofilm sur l’électrode ITO par gaz d’azote, le gaz doit circuler au-dessus de la surface du liquide.
    3. Ajouter 4,0 mL de DM frais contenant du lactate de 10 mM à l’aide d’une seringue (Figure 3C).
      Remarque : Pour éviter de casser le biofilm sur l’électrode ITO, injecter lentement le milieu le long du mur du réacteur électrochimique. Pour garder le biofilm humide, la moyenne s’ajouteront immédiatement après l’élimination du surnageant ; Injection de la moyenne jusqu'à 1 min après l’élimination du surnageant n’influe pas sur la production actuelle de biofilm de S. oneidensis MR-1.
    4. Incliner le réacteur électrochimique pour retirer tout le liquide surnageant fixé au mur du réacteur électrochimique.
    5. Répétez les étapes 2.2.2-2.2.4 trois fois au total.
  3. Arrêter l’écoulement de gaz et brancher le réacteur électrochimique pour le potentiostat nouveau, appliquant + 0,4 V (par rapport à elle) à l’électrode ITO à 303 K.

3. l’addition d’eau de deutérium pour mesurer la KIE sur le processus EET (Figure 4)

  1. Confirmer que la production actuelle d’un biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 est stable et n’augmente pas rapidement. Si le courant augmente fortement, attendez que le courant se stabilise au sein d’une augmentation de 5 % pendant 10 min.
    Remarque : La formation d’un biofilm monocouche sur une électrode ITO sans contamination des autres souches microbiennes a été confirmée par des séquences des ADNr et une balayage image microscopique de l’électron du biofilm sur une électrode ITO, tel que rapporté précédemment4. Pour la confirmation de la limitation de vitesse par le processus EET, surveiller l’effet de l’ajout de navette électron médiateurs tels que 100 µM anthraquinone-1-sulfonate (α-AQS). Reportez-vous à la section des Résultats représentant et référence15 pour plus de détails.
  2. Ajouter 40 µL d’anoxique 50 % (v/v) D2O dans le réacteur électrochimique à l’aide d’une seringue telle que la concentration est de 0,5 % (v/v) D2O dans le réacteur.
    Remarque : Pour éviter d’endommager le biofilm par addition de2O D, injecter la D2O goutte-à-goutte.
  3. Attendez que le courant se stabilise et ajoutez ensuite la D2O jusqu'à 4,0 % (v/v).
    Remarque : Pour obtenir la valeur KIE (le ratio de la production actuelle en présence D2O et H2O), vérifier l’effet du même volume d’addition2O H sur la production actuelle.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Après 25 h de demande potentielle, à + 0,4 V (par rapport à elle), un biofilm monocouche a été formé sur l’électrode de travail du verre ITO, qui a été précédemment confirmée par un microscope électronique à balayage ou une microscopie confocale4. L’évolution temporelle représentatifs de la production actuelle de M. S. oneidensis -1 lors de la formation d’un biofilm monocouche est montrée dans la Figure 2. Bien que le courant ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Notre essai électrochimique cellule entière a plusieurs avantages techniques par rapport à l’électrochimie de protéine. Tandis que la purification de la protéine nécessite des procédures fastidieuses multi-étapes, notre méthode de cellule entière prend une journée de formation de biofilm auto-organisé après culture cellulaire. Pour parvenir à une interaction stable entre OM c- Cyts et l’électrode, nous avons besoin seulement de stérilisation et de nettoyage de la surface de l’électrode ; il ne nécessite pas de m...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu financièrement par une subvention pour spécialement favorisé la recherche de la Japan Society for Promotion of Science (JSPS) KAKENHI Grant Number 24000010, 17H 04969 et JP17J02602, la nous Bureau du Naval Research Global (N62909-17-1-2038). Y.T. est chercheur JSPS et pris en charge par JSPS grâce au programme pour les écoles supérieures menant (mérite).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cylindre en verreN/AN/ASur mesure, utilisé comme
couvercle et base en PTFEN/AN/AFabrication sur mesure, utilisé comme couvercle et base du réacteur électrochimique
Caoutchouc buthyleN/AN/ASur mesure, inséré entre chaque composant du réacteur électrochimique
SeptaGL Science3007-16101Utilisé comme orifice d’injection d’un réacteur électrochimique
Électrode d’oxyde dopé à l’indium et à l’étain (ITO)GEOMATECn° 0001Utilisé comme électrode de travail, électrode saturée 5&Omega ;/
sq Ag/AgCl KClHOKUTO DENKOHX-R5Utilisé comme électrode de référence, &Phi ; Fil de platine de 0,30 mm
The Nilaco CooporationPT-351325Utilisé comme contre-électrode
Luria-Bertani (LB) Broth, MillerBecton, Dichkinson and Company244620Milieu pour la préculture de S. oneidensis MR-1
Gélose BactoBecton, Dichkinson and Company214010
Anthraquinone-1-sulfonate (&alpha ;-AQS)TCIA1428
Flavin mononucléotide (FMN)Wako184-00831
NaHCO3Wako191-01305Utilisé pour les milieux définis (DM)
CaCl2 · ; 2H2OWako031-00435Utilisé pour DM
NH4ClWako011-03015Utilisé pour DM
MgCl2 · ; 6H2OWako135-00165Utilisé pour DM
NaClWako191-01665Utilisé pour
l’acide éthanesulfonique DM 2-[4-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazinyl] (HEPES)DOJINDO346-08235Utilisé pour la
solution de lactate de sodiumDM Wako195-02305
Extrait de levure BactoBecton, Dichkinson and Company212750
Oxyde de deutérium (D, 99,9 %)Cambridge Isotope Laboratories, Inc.DLM-4-PKAdditif pour les expériences d’effet isotopique cinétique
IncubateurTOKYO RIKAKIKAI CO., LTD.LTI-601SDUtilisé pour la pré-culture
ShakerTAITECNR-3Utilisé pour la pré-culture
Machine autoclaveTOMY SEIKO CO. LTD.LSX-500Utilisé pour la stérilisation du réacteur électrochimique et du milieu
Banc propreSANYOMCV-91BNFUtilisé pour prévenir la contamination du réacteur électrochimique et du milieu par d’autres microbes
SéparateurEppendorf5430RVitesse de rotation jusqu’à 6000× ; g est nécessaire
Générateur d’azote gazeuxPuequ CO. LTD.PNTN-2La bouteille d’azote gazeux peut également être utilisée à la place du générateur de gaz
Spectromètre UV-visSHIMADZUUV-1800Utilisé pour l’optimisation de la densité cellulaire
PotentiostatBioLogicVMP3Utilisé pour la formation de biofilms et les expériences d’effet isotopique cinétique
Circulateur d’eau thermiqueAS ONETR-1AUtilisé pour le maintien de la température du réacteur électrochimique
Cage de FaradayHOKUTO DENKOHS-201SUtilisée pour les expériences électrochimiques
pour réacteur électrochimique centrifuge

Références

  1. Nealson, K. H., Saffarini, D. Iron and Manganese in Anaerobic Respiration - Environmental Significance, Physiology, and Regulation. Annu. Rev. Microbiol. 48, 311-343 (1994).
  2. Bretschger, O., et al. Current production and metal oxide reduction by Shewanella oneidensis MR-1 wild type and mutants. Appl Environ Microb. 73 (21), 7003-7012 (2007).
  3. Richter, H., et al. Cyclic voltammetry of biofilms of wild type and mutant Geobacter sulfurreducens on fuel cell anodes indicates possible roles of OmcB, OmcZ, type IV pili, and protons in extracellular electron transfer. Energy Environ. Sci. 2 (5), 506-516 (2009).
  4. Okamoto, A., Nakamura, R., Hashimoto, K. In-vivo identification of direct electron transfer from Shewanella oneidensis MR-1 to electrodes via outer-membrane OmcA-MtrCAB protein complexes. Electrochim. Acta. 56 (16), 5526-5531 (2011).
  5. Strycharz, S. M., et al. Application of cyclic voltammetry to investigate enhanced catalytic current generation by biofilm-modified anodes of Geobacter sulfurreducens strain DL1 vs. variant strain KN400. Energy Environ. Sci. 4 (3), 896-913 (2011).
  6. Lovley, D. R. Bug juice: harvesting electricity with microorganisms. Nat. Rev. Microbiol. 4 (7), 497-508 (2006).
  7. Coursolle, D., Gralnick, J. A. Reconstruction of extracellular respiratory pathways for iron(III) reduction in Shewanella oneidensis strain MR-1. Front. Microbiol. 3, (2012).
  8. Franks, A. E., et al. Novel strategy for three-dimensional real-time imaging of microbial fuel cell communities: monitoring the inhibitory effects of proton accumulation within the anode biofilm. Energy Environ. Sci. 2 (1), 113-119 (2009).
  9. McLean, J. S., Ona, O. N., Majors, P. D. Correlated biofilm imaging, transport and metabolism measurements via combined nuclear magnetic resonance and confocal microscopy. ISME J. 2 (2), 121-131 (2008).
  10. Busalmen, J. P., Esteve-Nunez, A., Berna, A., Feliu, J. M. C-type cytochromes wire electricity-producing bacteria to electrodes. Angew. Chem. Int. Ed. 47 (26), 4874-4877 (2008).
  11. Nakamura, R., Ishii, K., Hashimoto, K. Electronic Absorption Spectra and Redox Properties of C Type Cytochromes in Living Microbes. Angew. Chem. Int. Ed. 48 (9), 1606-1608 (2009).
  12. Myers, C. R., Nealson, K. H. Respiration-Linked Proton Translocation Coupled to Anaerobic Reduction of Manganese(IV) and Iron(III) in Shewanella putrefaciens MR-1. J. Bacteriol. 172 (11), 6232-6238 (1990).
  13. Tokunou, Y., Hashimoto, K., Okamoto, A. Extracellular Electron Transport Scarcely Accumulates Proton Motive Force in Shewanella oneidensis MR-1. Bull. Chem. Soc. Jpn. 88 (5), 690-692 (2015).
  14. Okamoto, A., Tokunou, Y., Saito, J. Cation-limited kinetic model for microbial extracellular electron transport via an outer membrane cytochrome C complex. Biophysics and physicobiology. 13, 71-76 (2016).
  15. Okamoto, A., Tokunou, Y., Shafeer, K., Hashimoto, K. Proton Transport in the Outer-Membrane Flavocytochrome Complex Limits the Rate of Extracellular Electron Transport. Angew. Chem. Int. Ed. 56, 9082-9086 (2017).
  16. Hammes-Schiffer, S., Stuchebrukhov, A. A. Theory of Coupled Electron and Proton Transfer Reactions. Chem. Rev. 110 (12), 6939-6960 (2010).
  17. Cleland, W. W. The use of isotope effects to determine enzyme mechanisms. J Biol. Chem. 278 (52), 51975-51984 (2003).
  18. Kouzuma, A., Kasai, T., Hirose, A., Watanabe, K. Catabolic and regulatory systems in Shewanella oneidensis MR-1 involved in electricity generation in microbial fuel cells. Front. Microbiol. 6, (2015).
  19. Kushner, D. J., Baker, A., Dunstall, T. G. Pharmacological uses and perspectives of heavy water and deuterated compounds. Can. J Physiol. Pharm. 77 (2), 79-88 (1999).
  20. Xie, X. S., Zubarev, R. A. Effects of Low-Level Deuterium Enrichment on Bacterial Growth. Plos One. 9 (7), e102071(2014).
  21. Okamoto, A., Hashimoto, K., Nealson, K. H., Nakamura, R. Rate enhancement of bacterial extracellular electron transport involves bound flavin semiquinones. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110 (19), 7856-7861 (2013).
  22. Edwards, M. J., et al. Redox Linked Flavin Sites in Extracellular Decaheme Proteins Involved in Microbe-Mineral Electron Transfer. Sci. Rep. 5, 11677(2015).
  23. Saito, J., Hashimoto, K., Okamoto, A. Flavin as an Indicator of the Rate-Limiting Factor for Microbial Current Production in Shewanella oneidensis MR-1. Electrochim. Acta. 216, 261-265 (2016).
  24. Guo, J. B., et al. Reduction of Cr(VI) by Escherichia coli BL21 in the presence of redox mediators. Bioresource Technol. 123, 713-716 (2012).
  25. Nealson, K., Saffarini, D., Moser, D., Smith, M. J. A Spectrophotometric Method for Monitoring Tactic Responses of Bacteria under Anaerobic Conditions. J Microbiol. Meth. 20 (3), 211-218 (1994).
  26. Myers, C. R., Myers, J. M. Cell surface exposure of the outer membrane cytochromes of Shewanella oneidensis MR-1. Lett. Appl. Microbiol. 37 (3), 254-258 (2003).
  27. Lower, B. H., et al. Antibody Recognition Force Microscopy Shows that Outer Membrane Cytochromes OmcA and MtrC Are Expressed on the Exterior Surface of Shewanella oneidensis MR-1. Appl. Environ. Microbiol. 75 (9), 2931-2935 (2009).
  28. Chen, X. X., Ferrigno, R., Yang, J., Whitesides, G. A. Redox properties of cytochrome c adsorbed on self-assembled monolayers: A probe for protein conformation and orientation. Langmuir. 18 (18), 7009-7015 (2002).
  29. McMillan, D. G. G., et al. The impact of enzyme orientation and electrode topology on the catalytic activity of adsorbed redox enzymes. Electrochim. Acta. 110, 79-85 (2013).
  30. Dinh, H. T., et al. Iron corrosion by novel anaerobic microorganisms. Nature. 427 (6977), 829-832 (2004).
  31. McGlynn, S. E., Chadwick, G. L., Kempes, C. P., Orphan, V. J. Single cell activity reveals direct electron transfer in methanotrophic consortia. Nature. 526 (7574), 531-535 (2015).
  32. Okamoto, A., Nakamura, R., Nealson, K. H., Hashimoto, K. Bound Flavin Model Suggests Similar Electron-Transfer Mechanisms in Shewanella and Geobacter. Chemelectrochem. 1 (11), 1808-1812 (2014).
  33. Okamoto, A., Hashimoto, K., Nealson, K. H. Flavin Redox Bifurcation as a Mechanism for Controlling the Direction of Electron Flow during Extracellular Electron Transfer. Angew. Chem. Int. Ed. 53 (41), 10988-10991 (2014).
  34. Tokunou, Y., Hashimoto, K., Okamoto, A. Acceleration of Extracellular Electron Transfer by Alternative Redox-Active Molecules to Riboflavin for Outer-Membrane Cytochrome c of Shewanella oneidensis MR-1. J Phys. Chem. C. 120 (29), 16168-16173 (2016).
  35. Rowe, A. R., et al. Tracking electron uptake from a cathode into Shewanella cells: implications for generating maintenance energy from solid substrates. bioRxiv. , 116475(2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Cytochromes de type c de la membrane externeEssai lectrochimique sur cellules enti resCin tique du transport de protonsCulture lectrochimiqueM diateur Alpha AQSAjout de mol cules de flavineProduction de courant microbien
Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.