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Article de méthode

Acide oléique-Injection chez les porcs comme modèle pour un Syndrome de détresse respiratoire aiguë

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DOI :

10.3791/57783

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26 octobre 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

Dans cet article

Résumé

Dans cet article, nous présentons un protocole visant à induire la lésion pulmonaire aiguë chez les porcs par injection centrale-veineuse d’acide oléique. Il s’agit d’un modèle animal établi pour l’étude du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA).

Résumé

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë est une maladie de réanimation pertinentes dont l’incidence est comprise entre 2,2 % et 19 % des patients de l’unité de soins intensifs. Malgré les progrès du traitement durant les dernières décennies, les patients SDRA souffrent encore des taux de mortalité entre 35 et 40 %. Il demeure nécessaire de poursuivre les recherches améliorer les résultats des patients atteints de SDRA. Un problème est qu’aucun modèle animal ne peut imiter le complexe globalement du syndrome de détresse respiratoire aiguë, mais il existe plusieurs modèles pour étudier les différentes parties de celui-ci. Injection d’acide oléique (OAI)-lésion pulmonaire induite est un modèle bien établi pour l’étude des stratégies de ventilation, distribution de mécanique et de la ventilation/perfusion pulmonaire chez les animaux. OAI mène à l’échange de gaz gravement altérée, détérioration de la mécanique pulmonaire et la rupture de la barrière alvéolo-capillaire. L’inconvénient de ce modèle est la pertinence mécaniste controversée de ce modèle et la nécessité d’accès veineux central, ce qui est difficile, surtout dans des modèles animaux plus petits. En résumé, induite par l’OAI poumon blessure aboutit à des résultats reproductibles chez les petits et grands animaux et représente donc un modèle bien adapté pour l’étude de SDRA. Néanmoins, d’autres recherches sont nécessaire de trouver un modèle qui simule toutes les parties du SDRA et n’a pas les problèmes associés avec les différents modèles existant aujourd'hui.

Introduction

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est un syndrome de soins intensifs qui a été largement étudié depuis sa première description il y a environ 50 ans1. Cet organisme de recherche a conduit à une meilleure compréhension de la physiopathologie et provoque le développement de SDRA aboutissant à améliorer les soins de patients et résultat2,3. Néanmoins, le taux de mortalité chez les patients atteints de SDRA reste très élevé avec environ 35-40 %4,5,6. Le fait qu’environ 10 % des admissions de l’ICU et 23 % des patients ICU qui nécessitent une ventilation mécanique est due à l’ARDS souligne la pertinence de poursuivre les recherches dans ce domaine.

Modèles animaux sont largement utilisés dans la recherche d’examiner les modifications physiopathologiques et des modalités de traitement possibles pour différents types de maladies. En raison de la complexité du SDRA, il n’y a pas de modèle animal unique pour imiter cette maladie, mais différents modèles représentant différents aspects7. Un modèle bien établi est l’injection de l’acide oléique (OAI)-induit des lésions pulmonaires. Ce modèle a été utilisé dans un large éventail d’animaux, y compris la souris8rats9, porcs10, chiens11et moutons12. L’acide oléique est un acide gras non saturé et les acides gras plus courants dans le corps de l’homme sain,13. Elle est présente dans le plasma, les membranes cellulaires et le tissu adipeux humain13. Physiologiquement, il est lié à l’albumine alors qu’il se fait par l’intermédiaire de la circulation sanguine13. Augmentation des niveaux d’acides gras dans le sang sont associées à des pathologies différentes et la gravité de certaines maladies des corrélats avec sérum acide gras niveaux13. L’acide oléique SDRA-modèle a été développé dans le but de reproduire le SDRA causé par embolies lipidiques, comme on le voit dans un traumatisme patients14. Acide oléique a des effets directs sur les récepteurs immunitaires innées dans les poumons13 et déclencheurs neutrophiles accumulation15, médiateur inflammatoire production16et cellule mort13. Physiologiquement, l’acide oléique induit une hypoxémie progresse rapidement, augmentation de la pression artérielle pulmonaire et l’accumulation d’eau pulmonaire extravasculaire. En outre, il induit une hypotension artérielle et une dépression myocardique7. Les inconvénients de ce modèle sont la nécessité d’accès veineux central, la pertinence discutable mécaniste et les progrès létales potentielles causées par une hypoxémie rapide et dépression cardiaque. L’avantage de ce modèle par rapport aux autres modèles est la facilité d’utilisation chez des animaux petits et grands, la reproductibilité valide des mécanismes physiopathologiques dans le SDRA, l’apparition soudaine de SDRA après l’injection d’acide oléique, et la possibilité d’étudier isolé SDRA sans inflammation systémique comme dans de nombreux autre septicémie modèles7. Dans l’article suivant, nous donner une description détaillée de la lésion pulmonaire induite par l’acide oléique chez les porcs et fournir des données représentatives afin de caractériser la stabilité des compromis fonction pulmonaire. Il existe différents protocoles pour lésion pulmonaire induite par l’OAI. Le protocole fourni ici est capable d’induire avec fiabilité la lésion pulmonaire aiguë.

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Protocole

Toutes les expériences animales décrites ici ont été approuvés par le Comité de protection des animaux institutionnelle et de l’État (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Allemagne ; numéro d’homologation G14-1-077) et ont été effectuées conformément aux directives de la Société européenne et allemande du laboratoire des Sciences animales. Les expériences ont été réalisées dans des porcs mâles anesthésiés (sus scrofa domestica) âgés de 2 à 3 mois, pesant 27-29 kg.

1. anesthésie, l’Intubation et Ventilation mécanique

  1. Retenir les aliments pendant 6 h avant l’anesthésie pour réduire les risques d’aspiration mais de permettre le libre accès à l’eau pour réduire le stress.
  2. Pour la sédation, injecter un mélange de kétamine (4 mg kg-1) et azapérone (8 mg kg-1) dans le cou ou le muscle fessier du porc avec une aiguille pour injection intramusculaire (20 G) alors que l’animal est dans la boîte de l’animale.
    ATTENTION : Porter des gants lorsque vous manipulez de l’animal.
  3. Insérer le cathéter veineuse périphérique (20 G) dans une veine de l’oreille après désinfection locale avec de l’alcool.
  4. Injecter l’atracurium (0,5 mg kg-1) par voie intraveineuse pour l’induction de l’anesthésie, de propofol (3 mg kg-1) et de fentanyl (4 µg kg-1).
  5. Quand le cochon s’arrête de respirer, placez-la en position couchée sur le brancard et immobiliser avec des bandages.
  6. Démarrer le contrôle de la saturation en oxygène périphériques (SpO2) en agrafant le capteur sur une des oreilles ou la queue de l’animal.
  7. Ventiler le porc avec un masque de ventilation chiens, taille 2, avec une pression inspiratoire de pointe inférieure à 20 cm H2O, un positif fin pression expiratoire (PEP) de 5 cm H2O, une fréquence respiratoire de 14-16/min et une fraction d’oxygène inspiratoire (FiO2) de 1.0.
  8. Démarrer une perfusion continue avec une solution équilibrée d’électrolyte (5 mLkg-1 h-1), propofol (8 à 12 mg kg-1 h-1) et le fentanyl (0,1 à 0,2 mg kg-1 h-1) pour maintenir l’anesthésie.
  9. Pour l’intubation, préparer un tube endotrachéal commun adapté pour l’animal (p. ex.., poids de 25 à 30 kg, diamètre intérieur de tube endotrachéal (ID) 6-7 mm) armé d’introducteur de la sonde endotrachéale et un laryngoscope commun avec un Macintosh lame 4.
    Remarque : Deux personnes sont nécessaires pour l’intubation.
  10. Personne 1 : Tirez sur la languette d’une main et appuyez sur le museau sur le dos avec l’autre.
  11. Personne 2 : Insérer le laryngoscope et le faire avancer comme d’habitude jusqu'à ce que l’épiglotte est en vue.
  12. Tirez le laryngoscope sur le ventre afin de visualiser les cordes vocales.
    NOTE : Parfois l’épiglotte « colle » à la palatine douce. Dans ce cas, il mobiliser avec le bout du tube.
  13. Insérer le tube par les cordes vocales et retirer l’introducteur.
  14. Bloquer le ballonnet de la sonde avec une seringue 10 ml d’air.
  15. Brancher le tube au ventilateur.
  16. Vérifier le bon positionnement du tube par expiration régulière de dioxyde de carbone (CO2) aide Capnographie et ventilation égale des deux poumons à l’auscultation.
  17. Démarrer la ventilation mécanique (volume respiratoire 6 à 8 mL/kg, positive PEEP 5 cm H20, FiO2 pour maintenir la saturation en oxygène périphériques (SpO2) entre 94 – 98 %17, fréquence respiratoire pour maintenir la pression marée fin de dioxyde de carbone (etCO 2) entre 35 à 45 mmHG).

2. instrumentation

  1. Rétracter les postérieurs avec des bandages pour étirer la peau au-dessus de la zone fémorale pour cathétérisme navires nécessaires.
  2. Préparer une seringue de 5 mL, une seringue de 10 mL, aiguille d’un Seldinger 3 gaines introducteur (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) avec les guides, un cathéter veineux central avec 3 ports (7 Fr, 30 cm) avec guide et un cathéter dans l’artère pulmonaire (7,5 Fr, 110 cm).
  3. Généreusement, désinfecter la zone fémorale avec un désinfectant de la peau appliquer un technique d’essuyez.
  4. Remplir complètement les cathéters avec du sérum physiologique.
  5. Placer la sonde d’échographie sur le ligament inguinal droit et balayage pour vaisseaux fémoraux.
  6. Tourner la sonde, 90° pour bien visualiser l’artère fémorale dans l’axe longitudinal.
  7. Canule dans l’artère fémorale droite sous visualisation échographique en ligne avec l’aiguille de la Seldinger.
    Remarque : Il existe différentes façons d’obtenir un accès vasculaire avec ou sans ultrasons. Guidée par échographie vasculaire canulation n’est pas nécessaire pour ce modèle.
  8. Lorsque palpitante sang vif s’écoule, introduire le fil de guidage et retirer l’aiguille.
  9. Visualiser la veine fémorale et Cathétériser la veine sous visualisation échographique en ligne et l’aspiration continue avec l’aiguille.
  10. Quand le sang veineux est aspirable, détacher la seringue et insérez le fil de guidage.
  11. Retirer l’aiguille.
  12. Vérifier la position des fils avec des ultrasons.
  13. Insérer la gaine artérielle (5 Fr) et le cathéter veineux central à l’aide de la méthode de Seldinger (pour plus de détails sur la technique de Seldinger, voir méthode publiée18).
  14. Répéter la ponction artérielle et veineuse sur l’autre côté et insérer les gaines introducteur en utilisant la technique de Seldinger´s tel que décrit ci-dessus (artère 6 Fr, veine 8 Fr).
  15. Raccorder la gaine artérielle et le cathéter veineux central à un système de transducteur adapté à l’équipement de surveillance.
  16. Calibrer le monitoring invasif contre atmosphère (zéro) en ouvrant les robinets à trois voies dans l’atmosphère, puis appuyez sur zéro tous sur le moniteur.
  17. Tournez les robinets à trois voies pour mesurer l’hémodynamique.
  18. Démarrer l’analyse hémodynamique.
  19. Placez tous les transducteurs de pression à la hauteur de l’oreillette droite.
  20. Passer l’infusion du propofol (8 à 12 mg kg-1 h-1) et le fentanyl (0,1 à 0,2 mg kg-1 h-1) à l’un des ports de la voie veineuse centrale pour maintenir l’anesthésie.

3. ultrarapide mesure de la pression partielle d’oxygène (pO2)

Remarque : La mesure pO2 avec la sonde pour ultrarapide pO2-mesure n’est pas obligatoire mais permet de visualiser les changements en temps réel de pO2.

  1. Ouvrez le logiciel NeoFox viewer , puis cliquez sur Options.
  2. Choisissez l’onglet Calibration et cliquez sur le bouton de Calibration ouvert .
  3. Choisissez fichier de calibrage, puis cliquez sur ouvrir et Télécharger.
  4. Validez la fenêtre pop-up en cliquant sur Oui.
  5. Ouvrez le dialogue d’Options .
  6. Choisissez l’onglet Calibration et cliquez sur point unique de calibrage.
  7. Entrez 21 % dans le domaine de l’oxygène et la température dans le champ de température.
  8. Cliquez sur utilisation actuelle Tau et Télécharger. Ensuite, confirmez la fenêtre pop-up en cliquant sur Oui.
  9. Introduire la sonde pour les mesures ultrarapides de pO2 dans la gaine artérielle gauche.

4. INSERTION D’UN CATHÉTER DANS L’ARTÈRE PULMONAIRE

  1. Vérifier le ballonnet du cathéter dans l’artère pulmonaire pour les dommages.
  2. Se connecter au système de transducteur adapté à l’équipement de surveillance.
  3. Calibrer la pression artérielle pulmonaire suivi contre l’atmosphère (zéro) en ouvrant le robinet à trois voies dans l’atmosphère et la presse zéro sur le moniteur.
  4. Retournez le robinet à trois voies pour mesurer la pression artérielle pulmonaire.
  5. Commencer à surveiller la pression artérielle pulmonaire.
  6. Insérer le cathéter dans l’artère pulmonaire dans la gaine veineuse gauche (ballonnet dégonflé).
  7. Lorsque le cathéter dans l’artère pulmonaire est passé dans la gaine, gonfler le ballonnet avec 1 mL d’air.
  8. Faire progresser le cathéter artériel pulmonaire et surveiller les formes d’onde typiques (vaisseaux veineux, oreillette droite, ventricule droit, artère pulmonaire et la pression capillaire pulmonaire). Dégonfler le ballonnet et vérifier, s’il est possible d’aspirer le sang dans tous les ports du cathéter artériel pulmonaire.
    Remarque : Pour obtenir des instructions détaillées sur la façon d’insérer le cathéter dans l’artère pulmonaire, reportez-vous à la précédente publication19.

5. l’induction de la lésion pulmonaire

  1. Préparer la solution d’acide oléique : 0,1 mL kg-1 d’acide oléique dans un 20 mL seringue et connectez-le à un robinet à 3 voies.
  2. Prélever 2 mL de sang dans une autre seringue de 20 mL et ajouter une solution saline pour un volume total de 20 mL dans les deux seringues.
  3. Raccorder la deuxième seringue également pour le robinet à 3 voies.
    ATTENTION : Utilisez des gants et des lunettes de protection lorsque vous travaillez avec de l’acide oléique.
  4. Préparer la norépinéphrine (0,1 mg/mL) pour la perfusion continue et en bolus (10 µg/mL).
  5. Branchez la pompe seringue de norépinéphrine à l’un des ports du cathéter veineux central sans démarrer il.
  6. Démarrer l’ultrarapide pO2-mesure.
  7. Avant l’induction de la lésion pulmonaire, enregistrez les valeurs (de base) de tous les paramètres pertinents.
  8. La valeur du FiO2 1.0 et effectuer une manœuvre de recrutement pulmonaire (plateau pression 40 cm H2O pendant 10 s).
  9. Raccordez le robinet à 3 voies à l’orifice proximal du cathéter artériel pulmonaire.
  10. Bien mélanger l’acide oléique et le mélange de sang/sérum physiologique par injection répétitive d’une seringue dans l’autre via le robinet à 3-voies et garder tout le temps de mélange.
  11. Quand c’est une émulsion homogène, injecter 2 mL de l’émulsion et continuer à mélanger.
    Remarque : Si le mélange est arrêté, l’émulsion peut séparer en un lipophile et une partie hydrophile.
  12. Mieux observer l’hémodynamique après l’injection d’acide oléique et le garder à portée de main, la norépinéphrine. Si nécessaire, donner la norépinéphrine (10 – 100 µg) en bolus ou perfusion continue de maintenir la pression artérielle moyenne supérieure à 60 mmHg.
  13. Renouveler l’injection de 2 mL de la solution toutes les 3 min jusqu'à ce que la pression partielle artérielle en oxygène (PaO2) / FiO2-ratio est inférieur à 200 mmHg.
  14. Si la seringue est vide avant de la PaO2/FiO2-ratio est entre 100 et 200 mmHg, préparer 2 seringues plus comme indiqué au point 5.1.
  15. Attendre 30 min et réévaluer la PaO2/FiO2-ratio. Si c’est encore plus de 200 mmHg, répétez les étapes jusqu'à ce que PaO2/FiO25.5-5.8-ratio se situe entre 100 et 200 mmHg.
  16. Si PaO2/FiO2-ratio est entre 100 et 200 mmHg, attendre 30 min et vérifier de nouveau.
  17. Si elle est persistante sous 200 mmHg commencer expérience/traitement, sinon préparer 2 seringues plus comme indiqué au point 5.1 et répétez les étapes 5,5 à 5,9.
  18. Réglez la ventilation selon les suggestions de l’ARDS network20.

6. fin de l’expérience et l’euthanasie

  1. Injecter 0,5 mg de fentanyl en plus de l’anesthésie continue et attendre 5 min. injecter 200 mg de propofol et 40 mmol de potassium chlorure d’euthanasier l’animal en une anesthésie profonde.

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Résultats

PaO2/FiO2-ratio diminue après une application fractionnée de l’acide oléique (Figure 1). Dans l’étude présentée, 0.185 ± 0,01 ml kg-1 oléique acide était nécessaire pour l’induction de la lésion pulmonaire. Tous les animaux ont montré une oxygénation réduite après l’induction de la lésion pulmonaire, avec des variétés dans la prolongation du délai cours. Chez les animaux, 1 et 3, il est resté à un niveau peu de fluctuations ; ...

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Discussion

Cet article décrit une méthode de lésion pulmonaire induite par l’acide oléique comme modèle pour étudier divers aspects du SDRA sévère. Il existe également d’autres protocoles avec différentes émulsions, sites d’injection différents et différentes températures de l’émulsion23,24,25,26,27,28 ,,29...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs ne divulguer aucun conflit d’intérêt financier ou autre.

Remerciements

Les auteurs souhaitaient remercier Dagmar Dirvonskis excellent soutien technique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Robinet d’arrêt à 3 voies bleuBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suède394602
robinet à 3 voies rougeBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suède394605
AtracuriumHikma Pharma GmbH , Martinsried4262659
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne301300
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlande
DésinfectionSchü ; lke & Mayr GmbH, Allemagne104802
Sonde endotrachéaleTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie112482
Introducteur de sonde endotrachéaleRü ; sch5033062
Engströ ; m CarestationGE Heathcare, Madison USA
FentanylJanssen-Cilag GmbH, Neuss
GlovesPaul Hartmann, Allemagne9422131
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi Germany GmbH9004112
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie671067-000020
Système logique de surveillance de la pressionSmith- Medical Germany GmbHMX9606
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cmSmith- Medical Germany GmbHMXA233x30x70-E
Masimo Radical 7Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Masque pour la ventilation des chiensHenry Schein, Allemagne730-246
Neofox KitOcean optics Largo, FL USANEOFOX-KIT-PROBE
NorepinephrineSanofi- Aventis, Seutschland GmbH73016
Acide oléiqueApplichem GmbH Darmstadt, Allemagne1,426,591,611
Original Perfusor seringue 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Allemagne8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cmEdwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA744F75
Kit d’introduction de gaine percutanée 8,5 et 9 Fr, 10 cm avec valve d’hémostase intégrée/port latéralArrow international inc. Reading, PA, USAAK-07903
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Allemagne8713820
Chlorure de potassiumFresenius, Kabi Germany GmbH6178549
Propofol 2 %Fresenius, Kabi Germany GmbH
SalineB.Braun Melsungen AG, Allemagne
Sonosite Micromaxx Système d’échographieSonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Taille 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie670000
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Allemagne
Stresnil 40mg/mlLilly Germany GmbH, Abteilung Elanco
10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne309110
Seringue 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne300928
Seringue 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne300296
Seringue 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne309050
cathéter veineux 22GB.Braun Melsungen AG, Allemagne4269110S-01
Seringue de santé animale

Références

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