Method Article

Une méthode simple et efficace d’isoler des kératinocytes humains primaires provenant de tissus de la peau adulte

DOI:

10.3791/57784

⸱

August 25th, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Shandong Provincial Key Laboratory of Oral Tissue Regeneration and Laboratory for Tissue Engineering and Regeneration, School of Stomatology, Shandong University, 2Suzhou Institute of Shandong University, 3Department of Urology, Qilu Hospital of Shandong University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons ici un protocole pour isoler efficacement les kératinocytes humains primaires provenant de tissus de la peau adulte. Cette méthode simplifie la procédure conventionnelle en utilisant le Y-27632 inhibiteur ROCK dans le milieu de l’inoculation pour séparer spontanément les cellules épidermiques des cellules dermiques.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Des kératinocytes humains primaires isolés des tissus de la peau fraîche et leur expansion in vitro ont été largement utilisées pour la recherche en laboratoire et pour des applications cliniques. La méthode d’isolation classiques des kératinocytes humains implique une procédure en deux étapes séquentielles de la digestion enzymatique, qui s’est avérée inefficace dans la génération de cellules primaires provenant de tissus adultes en raison du taux de récupération des cellules faibles et cellulaire réduite viabilité. Nous avons récemment rapporté une méthode avancée pour isoler les cellules progénitrices épidermiques primaires humaines provenant de tissus de la peau qui utilise l’inhibiteur de kinase Rho Y-27632 dans le milieu. En comparaison avec le protocole traditionnel, cette nouvelle méthode est plus simple, plus facile et moins chronophage et augmente le rendement des cellules souches épithéliales et améliore leurs caractéristiques de cellules souches. De plus, la nouvelle méthodologie ne nécessite pas la séparation de l’épiderme, du derme et, est donc adaptée pour isoler les cellules de différents types de tissus adultes. Cette nouvelle méthode d’isolement surmonte les principales lacunes des méthodes conventionnelles et est plus adaptée pour produire un grand nombre de cellules épidermiques avec forte puissance pour laboratoire et pour des applications cliniques. Nous décrivons ici la nouvelle méthode en détail.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’objectif était d’élaborer un protocole simple et efficace pour isoler des kératinocytes humains primaires (HKCs) provenant de tissus adultes, en particulier pour des applications cliniques. Les cellules souches épidermiques peau, localisées dans la couche basale de la peau, possèdent un potentiel élevé de proliférer et de différencier et de fournir des kératinocytes pour maintenir les fonctions de la peau1,2,3, 4. HKCs isolées de la peau, les tissus sont employés couramment pour peau tissu ingénierie et régénération, particulièrement dans la réparation de la peau endommagée et en thérapie génique pour des applications cliniques5,6. La question clé pour les applications HKC est d’isoler efficacement et de développer un grand nombre de HKCs avec haut potentiel in vitro7,8. Bien que plusieurs groupes de recherche ont mis au point des méthodes pour produire des cultures de souches-comme HKCs, ces méthodes sont parfois long et compliqué à réaliser et ont d’autres limitations, telles que les cellules faibles rendements et limité par le type d’échantillon de peau utilisé9. Par exemple, la méthode traditionnelle pour isoler HKCs de tissus cutanés implique une digestion enzymatique en deux étapes avec une séparation de l’épiderme, le derme6. Cette méthode fonctionne généralement bien pour tissus néonatales, mais il devient très difficile lorsqu’il est utilisé pour isoler les cellules provenant de tissus adultes.

Y-27632, un inhibiteur de la protéine associée à Rho kinase (ROCK), a été signalé à améliorer considérablement l’efficacité des cellules souches épidermiques isolement et colonie croissance10,11,12. Dans une étude précédente, nous avons découvert que Y-27632 facilite la croissance clonale de cellules épidermiques, mais réduit le rendement des cellules dermiques de façon différentielle contrôlant l’expression des molécules d’adhérence13. Nous avons aussi établi un nouveau milieu conditionné l’inoculation, appelé G-medium, qui soutient la croissance et le rendement des cellules épidermiques primaires. En combinant le milieu G-avec Y-27632, cette nouvelle méthode permet de séparer spontanément des cellules épidermiques et dermiques après digestion enzymatique, éliminant ainsi l’étape de l’épiderme-derme séparation13,14. Se fondant sur les rapports précédents, nous avons maintenant décrire la procédure détaillée de cette nouvelle méthode isoler HKCs du tissu cutané adulte.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les tissus humains utilisés dans le présent protocole ont été traités conformément aux directives du Comité d’éthique de l’Institution recherche humaine (NO.2015120401, date : 12 mai 2015).

1. les préparatifs

  1. Tissus de la peau d’abdominale adultes frais virés écartés de chirurgie plastique à l’hôpital dans un tube de 50 mL avec 10 mL de Dulbecco glacee modifiée milieu Eagle (DMEM). L’échantillon peut être maintenu à 4 ° C pendant 72 h sans affecter sensiblement la viabilité des cellules.
  2. Préparer les réactifs et le milieu de culture, tel que décrit ci-dessous.
    1. Ajouter 1 mL de pénicilline (100 U/mL) et à la streptomycine (100 mg/L) dans 50 mL de solution tamponnée au phosphate (PBS), afin de préparer la solution de lavage.
    2. Préparer deux ensembles de solutions de digestion enzymatique : (1) préparation de 50 mL d’a (2,5 mg/mL en DMEM) et 50 mL de type I collagénase (2,5 mg/mL en DMEM) séparément pour la méthode conventionnelle ; et (2) préparer 50 mL d’un mélange d’a et de collagénase de type I (dissoudre 125 mg de poudre d’a et 125 mg de type I poudre de collagénase dans 50 mL de DMEM) pour la nouvelle méthode.
      Remarque : Toutes les solutions enzymatiques doivent être filtrées avec un filtre de 0,22 µm et conservées à 4 ° C.
    3. Préparer des solutions de digestion pour les deux méthodes : la trypsine 0.05 % et 0,25 % de trypsine ont été achetées dans le commerce. Préparer une DNase 10 mg/mL j’ai solution en dissolvant 50 mg de DNase I poudre dans 5 mL de PBS, filtrez-le avec un filtre de 0,22 µm et conserver à-20 ° C.
    4. Préparer 500 mL de milieu pour neutraliser la digestion enzymatique : milieu DMEM avec 10 % sérum fœtal (SVF) et 1 % la pénicilline/streptomycine.
    5. Préparer 500 mL de milieu de l’inoculation (moyen contenant du facteur de croissance, appelée G-milieu) : DMEM/F12 (3:1) medium contenant 1 % pénicilline/streptomycine, 40 µg/mL fungizone, 40 ng/mL facteur de croissance fibroblastique 2 (FGF2), 20 facteur de croissance épidermique (EGF), ng/mL et Supplément de 2 % B27.
    6. Prétraitez les cultures cellulaires de 100 mm plats avec 2 mL de matrice de revêtement contenant du type j’ai collagène pendant 30 min à température ambiante.

2. conventionnel méthode

  1. Prétraitement de tissus de la peau
    1. Prendre 1,5 cm2 du tissu cutané et lavez-le 1 x 10 ml de PBS ; Ensuite, rincez-la avec 10 mL d’éthanol à 70 % pendant 30 s et il Incuber 2 x 10 ml de solution (PBS contenant 2 % de pénicilline et de streptomycine), de lavage 5 min chacun.
      Remarque : Tous les lavages sont effectuées dans les récipients de culture de cellules de 100 mm à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire.
    2. Coupez le tissu avec des ciseaux stériles pour enlever la couche de graisse sous-cutanée dans une boîte de Petri de cellule de 100 mm et, ensuite, peser les tissus de la peau (le poids est 1 g dans le présent protocole).
      Remarque : Compensation suffisante est tout à fait crucial pour la séparation efficace de l’épiderme du derme. La couche de graisse jaunâtre peut être aisément distinguée visuellement.
    3. Transférer le tissu dans un autre récipient stérile de 100 mm avec le côté du derme vers le bas et, ensuite, couper les tissus de la peau en lanières de 3 à 4 mm-largeur à l’aide d’une lame de bistouri.
      Remarque : Le côté du derme avec la couche de graisse est facilement reconnaissable visuellement.
    4. Ajouter 10 mL de solution a 2,5 mg/mL pour les tissus cutanés dans une boîte de Petri de 100 mm et, ensuite, incuber le plat du jour au lendemain à 4 ° C (pas plus de 20 h).
      Remarque : La quantité de solution a peut être calculée à l’aide de 10 mL de solution a pour la digestion de chaque gramme de tissu.
  2. Séparation de l’épiderme dans les tissus de la peau
    1. Le deuxième jour, peler l’épiderme du derme à l’aide de pinces fines.
      Remarque : S’il est difficile à décoller de l’épiderme, la digestion a ne suffisait pas, qui est habituellement en raison de l’insuffisante Coupe du tissu. Dans ce cas, le tissu a besoin d’un temps d’incubation plus longs.
    2. Émincer l’épiderme Pelée avec 500 µL de milieu de culture cellulaire dans une boue de tissu à l’aide de lames de bistouri ; Ensuite, il resuspendre avec 10 mL de 0,25 % de trypsine dans un tube de 50 mL et il incuber 20 min dans un bain d’eau à 37 ° C, sous agitation.
  3. Collecte et mise en culture de cellules primaires
    1. Neutraliser l’activité de la trypsine en ajoutant un volume égal de solution de neutralisation (10 mL dans le présent protocole).
    2. Dissocier les cellules épidermiques en pipettant également, la solution de haut en bas 20 x avec une pipette sérologique de 10 mL et passer la solution de la cellule à travers un tamis de cellule de 100 µm pour éliminer les débris de tissu résiduel.
    3. Centrifuger la solution cellulaire à 200 x g pendant 5 min après filtration ; Resuspendre le culot dans un milieu de neutralisation pour le lavage et, ensuite, le centrifuger à nouveau à 200 x g pour obtenir le culot cellulaire.
    4. Resuspendre le culot dans 10 mL de milieu de kératinocytes de faible teneur en calcium, sans sérum (GDF). Prendre 10 µL de cette solution pour compter le nombre total de cellules et, ensuite, plaque environ 2 x 106 cellules avec 10 mL de l’AFD dans les récipients de culture 100 mm cellule prétraités avec matrice de revêtement (contenant du collagène de type I).
      Remarque : Le revêtement est une étape nécessaire à la méthode conventionnelle.
    5. Changer le milieu de culture tous les 2 jours.
      Remarque : Vérifier l’adhérence de cellules au microscope avant et après avoir changé le milieu de culture.
    6. Les cellules de passage lorsqu’ils atteignent environ 80 % confluence.
      Remarque : Tous les récipients de culture sont prétraités avec la matrice de revêtement.

3. la nouvelle méthode

  1. Prétraitement de tissus de la peau
    1. Percevoir le tissu tel que décrit ci-dessus (étape 2.1) pour la méthode conventionnelle.
    2. Laver les tissus de la peau 1 x 10 ml de PBS et, ensuite, il peser dans un flacon en plastique stérile par une balance électronique (le poids est environ de 1 g dans le présent protocole).
      Remarque : Le poids minimum de tissu nécessaire pour que ce protocole est 0,1 g, car il est difficile d’obtenir un nombre suffisant de cellules si l’échantillon de tissu utilisé est trop petite. Il n’y a aucun poids maximum du tissu pour ce protocole, qui dépendante de la capacité de manutention de l’opérateur.
    3. Utiliser des pinces pour rincer le tissu cutané avec 10 mL d’éthanol à 70 % pendant 30 s.
    4. Incuber le tissu 2 x 10 ml de solution (préparée à l’étape 2.1.1), pendant 5 min à laver chaque fois.
      Remarque : Toutes les étapes de lavage susmentionnées sont effectuées dans les récipients de culture de cellules de 100 mm à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire (une hotte de culture de tissus).
    5. Transférer le tissu dans un autre récipient stérile de la culture cellulaire de 100 mm.
    6. À l’aide de lames de bistouri, émincer les tissus soigneusement dans une boue de tissu.
    7. Ajouter 200 µL de PBS toutes les 5 min pour garder les tissus humides.
      Remarque : Prendre environ 15 min pour obtenir la procédure 3.1.5 - 3.1.7. Toutes les étapes ci-dessus sont effectuées à température ambiante.
  2. Digestion du tissu cutané
    1. Transvaser la solution de tissu homogénéisé dans un tube de 50 mL. Ajouter 10 mL de mélange d’enzymes par 1 g de tissu cutané. Bien mélanger les enzymes avec les tissus homogénéisés.
    2. Incuber le mélange avec la secousse dans un bain-marie à 37 ° C pendant 1 h.
    3. Ajouter un volume de 1/5 de 0,25 % de trypsine (2,5 mL dans le présent protocole) au mélange digestion pendant 30 min dans un bain d’eau à 37 ° C.
    4. Ajouter DNase I solution au mélange enzyme à un ratio de 1 : 100 (v/v) (250 µL dans le présent protocole) et il incuber pendant 5 min à température ambiante.
  3. Collecte et mise en culture de cellules primaires
    1. Arrêter le processus de digestion en ajoutant 12,5 mL de milieu de neutralisation dans un rapport 1:1. Déposer la solution monter et descendre pour environ 20 x, à l’aide d’une pipette sérologique de 10 mL de dissocier les cellules.
    2. Filtrer les cellules dissociées à travers un tamis de cellule de 100 µm pour éliminer les débris tissulaires. Centrifuger le surnageant à 200 x g pendant 5 min. Observez la pastille au fond du tube.
    3. Jeter le surnageant et laver le culot cellulaire avec 10 mL de milieu de neutralisation et centrifuger à nouveau à 200 x g pendant 5 min recueillir les cellules.
    4. Resuspendre le culot dans 10 mL de milieu de l’inoculation (G-milieu de l’étape 1.2.5) avec 10 µM de Y-27632.
    5. Prendre 10 µL de la solution de compter le nombre total de cellules et, ensuite, plaque environ 2 x 106 cellules avec 10 mL de milieu-G dans une boîte de Petri de cellule de 100 mm.
      Remarque : L’étape alluvionnaire n’est pas nécessaire pour la nouvelle méthode, et aucun ablation de la couche dermique n’est nécessaire non plus.
    6. Après 3 jours, remplacez le milieu de l’inoculation par moyen de GDF de faible teneur en calcium. Changer le milieu de culture tous les 2 jours.
      Remarque : Vérifier l’adhésion cellulaire avant et après avoir changé le milieu.
    7. Les cellules de passage lorsqu’ils atteignent environ 80 % confluence.
      Remarque : Si nécessaire, un prétraitement des cellules avec de la trypsine 0.05 % pendant 2 min et laver les cellules avec du PBS pour enlever la contamination des cellules dermiques avant trypsinisation les cellules épidermiques.

4. cellule passage

  1. Enlever le milieu, laver les cellules avec du PBS et, ensuite, ajouter 2 mL de 0.05 % de trypsine (par chaque plat de 100 mm).
  2. Incuber les cellules dans un incubateur (37 ° C avec 5 % de CO2) pendant 5 min.
  3. Vérifier les cellules à l’aide d’un microscope pour s’assurer que toutes les cellules ont détaché de la boîte de Pétri.
  4. Ajoutez 8 mL de DMEM avec 10 % FBS à neutraliser la réaction enzymatique et, puis, de recueillir les cellules dans un tube de 15 mL.
  5. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min obtenir le culot cellulaire.
  6. Retirez le surnageant lentement et, ensuite, resuspendre le culot cellulaire avec 10 mL de milieu de GDF et compter le nombre de cellules.
  7. Plaque de 1 x 106 cellules avec 10 mL de la GDF dans chaque boîte de cellule de 100 mm.
  8. Changer le milieu tous les 2 jours.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diagrammes schématiques de la nouvelle méthode (Figure 1 a) et la méthode conventionnelle (Figure 1 b) sont présentés dans la Figure 1. La méthode conventionnelle est une digestion en deux étapes, qui nécessite une procédure de 2 jours. En revanche, la nouvelle méthode est une digestion en une seule étape, qui dure environ 3 heures à effectuer. Ce qui est important, la nouvelle méthode en une seule é...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

HKCs primaires cultivées ont été largement utilisés pour traiter les plaies dans les cliniques pendant plus de trois décennies et, depuis lors, il a toujours été important obtenir efficacement un nombre suffisant de cellules pour des applications cliniques en temps opportun. Par conséquent, dans la pratique, la méthode conventionnelle d’isolement, qui requiert une séparation de l’épiderme du derme, rend difficile de répondre à ces demandes, en raison du faible rendement des cellules et la faible capacité de passage des c...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par la National Key Research and Development Programme of China (2017YFA0104604), le programme général de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (NSFC, 81772093), la Science et la technologie de développement programme de Suzhou (ZXL2015128), la Fondation sciences naturelles de la Province du Jiangsu (BK20161241) et une bourse de chercheur Shandong Taishan (tshw201502065).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Compteur automatisé de cellules CountessInvitrogen Inc.  ;C10227Comptage automatique des cellules  ;
Incubateur CO2Thermo Scientific51026333Pour l’incubation cellulaire
Centrifugeuse Sorvall ST 16R CentrifugeuseThermo Scientific75004380Centrifugeuse
à cellules Agitateur à température constanteShanghai Boxun150036Pour bain-marie
Balance électroniqueHarbin Zhonghui1171193Pour le pesage de tissus
Plat de culture cellulaireEppendorf30702115Pour la culture cellulaire
50ml Tube à centrifugerKIRGEN171003Pour centrifugeuse cellulaire
Crépine de celluleCorning incorporé431792Filtration cellulaire
Solution tamponnéeau phosphate Solarbio Life Science  ;P1020-500Solution de lavage
DMEMThermo ScientificC11995500Composant du milieu de neutralisation
Défini K-SFMLife Technologies10785-012Milieu de culture de cellules épidermiques
Pénicilline StreptomycineThermo Scientific15140-122Antibiotiques
Sérum fœtal bovinBiological Industries04-001-1AC5Composant du milieu de neutralisation
0,05 % TrypsineLife Technologies25300-062Pour la dissociation HKC
0,25 % Trypsine  ;Beijing Solarbio Science & TechnologieT1350-100Pour la dissociation HKC
Kit de matrice d’enrobageLife TechnologiesR-011-KPour l’enrobage de la matrice
DispaseGibco17105-041Pour l’isolation HKC
Collagénase Type ILife Technologies17100-017Pour l’isolement HKC
Déoxyribonucléase ISigma9003-98-9Pour l’isolation HKC
F12 Mélange de nutriments, HamsLife Technologies31765035Composant du G-medium
B27 SupplémentTechnologies17504044Facteur de croissance en G-medium
FGF-2 MilliporeMerck Biosciences341595Facteur de croissance en G-medium
Y-27632Sigma-AldrichY0503Inhibiteur de ROCK
FungizoneGibco15290026Préparation pour
protéine humaine recombinante EGF G-mediumGibcoPHG0311Facteur de croissance dans le G-medium
Cell Counting Kit-8Thermo ScientificNC9864731tests de prolifération cellulaire et de cytotoxicité
Cytokératine anti-humaine chez la souris5Hewlett-Packard Development CompanyMA-20142Pour la coloration par immunofluorescence afin de vérifier le marqueur de différenciation des HKCs
Loricrine anti-humaine de lapinCovancePRB-145pPour la coloration par immunofluorescence afin de vérifier le marqueur de différenciation des HKCs Technologie de
signalisation cellulaireanti-humaine Vimentine de souris3390Pour la coloration par immunofluorescence des fibroblastes dermiques
Intégrine et alpha ; 6(GOH3)Santa Cruz  ;SC-19622Analyse par cytométrie en flux des HKCs
Rat IgG2a FITCSanta Cruz  ;SC-2831anticorps de contrôle négatif de &alpha ; 6-intégrine  ; en analyse par cytométrie en flux  ;
Life la

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