Method Article

Imagerie tridimensionnelle à grande échelle de l’organisation cellulaire dans le néocortex de souris

DOI:

10.3791/58027

⸱

September 5th, 2018

 ,  ,  , 
1RIKEN Brain Science Institute, 2Tokyo Metropolitan Institute of Medical Science

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous décrivons une procédure pour la compensation des tissus, marquage fluorescent et l’imagerie à grande échelle du tissu de cerveau de souris qui, ainsi, permet la visualisation de l’organisation en trois dimensions des types de cellules dans le néocortex.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le néocortex mammifère se compose de nombreux types de neurones excitateurs et inhibiteurs, chacune avec des propriétés électrophysiologiques et biochimiques spécifiques, les connexions synaptiques, et in vivo des fonctions, mais leur base anatomique et fonctionnelle Organisation de cellulaires à l’échelle du réseau est mal comprise. Nous décrivons ici une méthode pour l’imagerie en trois dimensions des neurones marqués fluorescent à travers de vastes zones du cerveau pour l’enquête de l’organisation cellulaire corticale. Certains types de neurones sont étiquetés par l’injection de traceurs fluorescents de neuronales rétrogrades ou l’expression de protéines fluorescentes chez les souris transgéniques. Bloc des échantillons de cerveau, par exemple, un hémisphère, préparés après fixation, rendues transparentes avec des méthodes de compensation des tissus et soumis d’immunomarquage fluorescent des types spécifiques de cellules. Grandes surfaces sont analysés à l’aide de microscopes confocaux ou deux photons équipés d’objectifs de distance de travail grand et platines motorisées. Cette méthode peut résoudre l’organisation périodique des modules fonctionnels spécifiques au type microcolonne cellulaire dans le néocortex de souris. La procédure peut être utile pour l’étude de l’architecture cellulaire tridimensionnelle dans les zones du cerveau différentes et d’autres tissus complexes.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le néocortex mammifère est composé d’un grand nombre de types de cellules, chacune avec les modèles d’expression de gènes spécifiques, les propriétés électrophysiologiques et biochimiques, les connexions synaptiques, et in vivo fonctionne1,2 ,3,4,5,6,7. Si ces types de cellules sont organisés en structures répétées a été peu clair. Les colonnes corticales, y compris les colonnes de l’orientation visuelle et somatosensoriels barils, ont répété les structures, mais leur organisation cellulaire reste peu clair8,9. Ceux-ci sont présents dans les zones corticales spécifiques et ne sont pas un système à l’échelle du cerveau.

Dans la couche néocorticale 5, la grande majorité des neurones est classée en quatre grandes catégories. Un type majeur des neurones excitateurs, neurones de projection Sub cérébrale, projette des axones vers des cibles sous-corticales incluant les pons, la moelle épinière et colliculus supérieur et, représente donc la sortie corticale importante voie10. Neurones de projection corticale, un autre principal type de neurones excitateurs, innervent le cortex10. Neurones inhibiteurs contiennent également deux grandes catégories : les cellules exprimant le parvalbumine et exprimant la somatostatine11.

Des analyses récentes indiquent que les types de quatre cellules sont organisés en structures répétées12,13,14. Neurones de projection cérébrale Sub12,13,14 tant de neurones de projection corticale14 organisent en type cellulaire spécifique microcolumns avec un diamètre de 1 à 2 cellules. Les cellules exprimant le parvalbumine et exprimant la somatostatine alignent plus précisément microcolumns de neurones de projection Sub cérébrale mais pas avec microcolumns de neurones de projection corticale14. Microcolumns s’aligner régulièrement pour former un hexagonal tableau14 en treillis et sont présents dans plusieurs aires corticales, y compris les villes de visuels, somesthésiques et moteurs dans le cerveau de souris12,14 et dans la langue zones du cerveau humain13. Neurones dans la microcolonne individuel montrent une activité synchronisée et ont des réponses sensorielles semblables14. Ces observations indiquent que les types de cellules couche 5 organisent en une structure en treillis microcolonne qui représente la première organisation à l’échelle du cerveau connue de répéter les modules fonctionnels.

Microcolumns ont un rayon d’environ 10 µm et ont une périodicité spatiale d’environ 40 µm. En outre, l’orientation des microcolumns est parallèle à leurs dendrites apicaux et change en fonction de leur position dans le cortex14. Le système de la microcolonne est donc difficile d’analyser à l’aide des tranches de cortex conventionnels avec une épaisseur typique de quelques dizaines de micromètres. En outre, exige que l’analyse de la périodicité des données tridimensionnelles d’un large éventail de régions du cerveau et, par conséquent, la zone d’imagerie typique de la microscopie confocale ou l’imagerie in vivo 2 photons est trop étroite.

Récemment, les techniques ont été développées pour effacer les tissus épais15,16. Nous décrivons ici l’application de ces méthodes pour obtenir des images à grande échelle, en trois dimensions des types de grandes cellules en couche néocorticales souris 5 qui composent le système de la microcolonne. Neurones de projection subcerebral sont marqués par l’étiquetage rétrograde ou par l’expression de la protéine fluorescente verte améliorée dans Crym-egfp souris transgéniques12et projection corticale neurones sont étiquetés par le rétrograde marquage ou par l’expression de tdTomato en Tlx3-cre/Ai9 souris17. Les cellules exprimant le parvalbumine et exprimant la somatostatine sont étiquetés par immunohistochimie. La méthode (anticorps échelle S) AbScale18 est utilisé pour l’anticorps coloration expériences, tandis que la méthode (voir Deep Brain) SeeDB19 est utilisé pour d’autres expériences. Ces méthodes de surmonter les difficultés susmentionnées des méthodes d’imagerie conventionnelles et révèlent l’organisation cellulaire précise de couche 514.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvés par le Comité des expériences sur animaux RIKEN Wako et Comité de sécurité de Experiment RIKEN génétique recombiné et interprétés conformément aux directives institutionnelles des animaleries de la RIKEN Brain Science Institut.

1. préparation de l’imagerie Chambers

  1. L’imagerie chambre19
    1. À partir de feuilles de caoutchouc de silicone, préparer une chambre avec une épaisseur d’environ 5 mm et le plancher des plaques de différentes épaisseurs. Également, préparer des boîtes de Pétri avec et sans un fond de verre (Figure 1 a).
  2. Entretoise de tranche
    1. Préparer des entretoises pour contenir les échantillons, à l’aide de feuilles de caoutchouc de silicone d’une épaisseur de 0,5 mm (Figure 1).

2. Injection de traceur

Remarque : Faire des injections dans le colliculus supérieur (2.2) ou pons (2.1). Injection dans les neurones de projection cérébrale sous étiquette pons dans une région du cerveau large y compris les zones visuelles et motrices, tandis que de l’injection dans les neurones de projection cérébrale sous étiquettes colliculus supérieur dans l’aire visuelle. Pour des expériences de contrôle, injecter une solution saline au lieu de la sous-unité de toxine de choléra fluorescent marqué B. Pour le maintien de l’état stérile utilisent le matériel stérilisé et des gants en plastique, nettoyés avec de l’éthanol.

  1. Faire des injections dans la protubérance de souris adultes.
    1. Dessiner 1 µL de sous-unité de toxine de choléra fluorescent marqué B (25 µg/µL dans du PBS) dans une seringue de Hamilton G 26.
    2. Placer une pompe d’injecteur sur la seringue.
    3. Placer la seringue et pompe sur le porte-outil d’un manipulateur placé sur un instrument stéréotaxique. Inclinez le manipulateur 12° vers l’arrière de l’axe vertical.
    4. Anesthésier une souris adulte mâle ou femelle (C57BL/6J ou Tlx3-cre/Ai9) par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (60 mg/kg de poids corporel) ou par l’administration d’isoflurane (2 – 3 %). Attendez que la souris n’apporte aucune réponse quand sa queue est pincée avec une pince, ce qui indique que la souris est complètement anesthésiée.
    5. Placez votre souris sur l’instrument stéréotaxique.
    6. Retirer délicatement les cheveux à l’aide d’une lame de rasoir pour prévenir l’infection et couper 10 mm du cuir chevelu afin que le bregma lambda sont visibles. Administrer 0,1 mL de lidocaïne à 1 % à l’aide d’une pipette. Réglez l’angle de la tête en ajustant la position verticale de l’embout sur l’instrument stéréotaxique afin que le bregma et lambda ont le même niveau z.
    7. Ajustez la position du manipulateur en le glissant sur l’instrument stéréotaxique afin que l’embout de la seringue est proche du bregma et enregistrer la position du manipulateur. Retirer la seringue en déplaçant le porte-outil sur le manipulateur.
    8. Déplacez le manipulateur 5,4 mm vers l’arrière et 0,4 mm latéralement. La seringue à l’avance afin que la pointe se trouve à proximité du point d’entrée sur le crâne. Retirer la seringue et marquer le point d’entrée.
    9. À l’emplacement marqué, percer un trou d’un diamètre d’environ 1 mm.
    10. Insérer l’embout de la seringue dans le trou de sorte que la profondeur de la pointe est 6,9 mm de plus que celle mesurée à la bregma.
    11. Injecter 1 µL de traceurs à l’aide de la pompe à 0.2 µL/min.
    12. Retirer la seringue du cerveau.
    13. Si nécessaire, couvrir le cerveau exposé avec de petits fragments de pince hémostatique microfibrillaire et adhésif instantané.
    14. Rincez le cerveau exposé à l’aide de sérum physiologique livré avec une pipette pour prévenir l’infection et la suture du cuir chevelu.
    15. Retirer la souris de l’instrument stéréotaxique. Laissez la souris récupérer de l’anesthésie dans un incubateur à 30 ° c, généralement pendant 1 h. N’abandonnez pas la souris jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Retourner la souris à la compagnie d’autres animaux après que elle a entièrement récupéré.
    16. Maintenir la souris pendant 3 à 7 jours.
  2. Faire des injections dans le colliculus supérieur de souris adultes.
    1. Préparer une pipette en verre avec un diamètre de 30 – 50 µm.
    2. Se connecter à la pipette de verre à une seringue de Hamilton à travers un tube en plastique (Figure 2 a).
    3. Remplir la pipette en verre, tube en plastique et Hamilton seringue avec le liquide de la paraffine.
    4. Placer une pompe d’injecteur sur la seringue.
    5. Placez la pipette de verre sur le manipulateur et inclinez le manipulateur 60° vers l’arrière de l’axe vertical (Figure 2 b).
    6. Exécuter 2.1.4–2.1.9. La position du manipulateur est postérieure, 1,4 mm 0,5 mm latéral à la lambda.
    7. Placer un film de paraffine en plastique petit sur le crâne, puis mettre environ 1 µL de la solution de traceur là-dessus. Rapidement progresser la pipette en verre et le remplir avec au moins 0,5 µL de la solution de traceur.
    8. Insérer la pipette de verre pour que la profondeur de la pointe est de 3,0 mm de la surface du cerveau.
    9. Injecter 0,5 µL de traceurs à l’aide de la pompe à 0.2 µL/min.
    10. Retirez la pipette de verre du cerveau.
    11. Exécuter 2.1.13–2.1.16.

3. fixation et coupe

  1. Injecter par voie intrapéritonéale pentobarbital sodique (60 mg/kg de poids corporel) une souris (C57BL/6J ou Tlx3-cre/Ai9, avec ou sans l’injection de traceurs tel que décrit à l’étape 2. Attendez que la souris n’apporte aucune réponse quand sa queue est pincée avec une pince, ce qui indique que la souris est complètement anesthésiée.
  2. Euthanasier la souris sans cruauté en perfusant la souris transcardially20 avec la solution saline à 0,9 %.
  3. Corriger la souris20 en perfusant la paraformaldéhyde (PFA) de 4 % dans un tampon phosphate 0,1 M (pH 7.5).
  4. Couper le cuir chevelu à l’aide d’une paire de ciseaux pour exposer le crâne comme décrit20.
    1. Couper la ligne médiane du crâne exposé à l’aide d’une paire de ciseaux. Retirez le crâne avec une pincette.
    2. S’il est nécessaire de marquer la position du bregma et lambda, retirez d’abord un hémisphère du crâne. Insérer les aiguilles minces tungstène dans le cerveau aux positions du bregma et lambda sur le crâne restant sur le cerveau, puis retirez le crâne restant.
      Remarque : Le cerveau peut être stocké dans du PBS à 4 ° c.
  5. Pour effectuer la souillure d’anticorps de neurones inhibiteurs, couper les échantillons de cerveau en tranches.
    1. Placer l’échantillon de cerveau sur un vibratome.
    2. Couper en tranches jusqu'à 500 µm d’épaisseur dans du PBS à température ambiante et passez à l’étape 5 (la méthode AbScale).
  6. Si l’anticorps n’est pas nécessaire, découper l’échantillon de cerveau à bloque (jusqu'à 3 mm d’épaisseur) à l’aide d’une lame de rasoir (Figure 3) et passez à l’étape 4 (méthode SeeDB).
    Remarque : Le cerveau peut être stocké dans du PBS à 4 ° C après la coupe ou la tondeuse. La méthode de SeeDB est préférable lorsque l’anticorps n’est pas nécessaire car elle nécessite moins de temps que la méthode de e AbScal.

4. compensation sans anticorps coloration (méthode SeeDB)

  1. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de α-thioglycérol de 0,5 % et 20 % (p/v) de fructose et il incuber pendant 4 h avec agitant doucement à température ambiante.
  2. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de α-thioglycérol de 0,5 % et 40 % (p/v) de fructose et il incuber pendant 4 h avec agitant doucement à température ambiante.
  3. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de α-thioglycérol de 0,5 % et 60 % (p/v) de fructose et il incuber pendant 4 h avec agitant doucement à température ambiante.
  4. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de α-thioglycérol de 0,5 % et 80 % (p/v) de fructose et il incuber pendant 12 heures avec agitant doucement à température ambiante.
  5. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de α-thioglycérol de 0,5 % et 100 % (p/v) de fructose et il incuber pendant 12 heures avec agitant doucement à température ambiante.
  6. Transférer l’échantillon à l’aide d’une spatule pour un tube en plastique de 50 mL contenant 20 mL de 0,5 % α-thioglycérol et de 80,2 % (p/p) fructose et il incuber pendant 24 h avec agitant doucement à température ambiante.
    NOTE : Manipuler l’échantillon avec précaution pour garder les déformations aussi petit que possible. Pas Incuber les échantillons est retardee, comme échantillons peuvent rapidement devenir opaques.
  7. Incorporer l’échantillon dans une chambre d’imagerie remplie de la solution de fructose de 80,2 % (Figure 1 b). Si nécessaire, fixez l’exemple en mettant des petits morceaux d’adhésif de caoutchouc autour. Si la chambre est trop profonde, mettre une plaque de sol dans la chambre avant de placer les échantillons.
  8. Placez la boîte de Pétri avec un couvercle en verre sur la chambre d’imagerie et mettre de l’eau dans le plat et l’image à l’aide de la microscopie confocale ou deux photons avec une immersion en eau long objectif de distance de travail. Longueurs d’onde excitation et filtres d’émission sont décrites dans le tableau 1. Si nécessaire, utilisez une platine motorisée.

5. compensation avec anticorps coloration (AbScale méthode)

  1. Préparer des réactifs comme décrit dans le tableau 2.
  2. Transférer les tranches à l’aide d’une spatule dans un tube en plastique de 5 mL contenant 4 mL de solution de Sca/eS0 et les incuber pendant 12 h avec agitation douce à 37 ° C (Figure 4 b).
  3. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de solution de Sca/eA2 et incuber les tranches pendant 36 h avec agitant doucement à 37 ° C.
  4. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de solution de Sca/eB4 et incuber les tranches pendant 24 h avec agitant doucement à 37 ° C.
  5. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de solution de Sca/eA2 et incuber les tranches pendant 12 h avec agitation douce à 37 ° C.
  6. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de PBS et incuber les tranches pendant 6 h avec agitant doucement à température ambiante.
  7. Retirer délicatement les tranches dans un tube en plastique de 2 mL à l’aide d’une spatule.
  8. Incuber les anticorps primaire (tableau 3) dans 1 mL de solution d’AbScale pendant 48 à 72 h à 37 ° C (Figure 4) avec agitant doucement.
  9. Retirer délicatement les tranches pour un tube de plastique de 5 mL à l’aide d’une spatule.
  10. Incuber dans 4 mL de solution d’AbScale 2 h 2 fois à température ambiante avec agitant doucement.
  11. Retirer délicatement les tranches dans un tube en plastique de 2 mL à l’aide d’une spatule.
  12. Incubez avec anticorps secondaires marqués fluorescent (Table des matières, 1/100) dans 1 mL de solution d’AbScale pendant 48 h à 37 ° C sous agitation douce.
  13. Retirez les tranches à l’aide d’une spatule pour un tube de plastique de 5 mL contenant 4 mL de la solution de elAbSca délicatement et incuber les tranches pendant 6 h avec agitant doucement à température ambiante.
  14. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de la solution de elAbSca et incuber les tranches pendant 2 h 2 fois avec agitant doucement à température ambiante.
  15. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette et ajouter 4 mL de 4 % PFA et incuber les tranches pendant 1 h avec agitant doucement à température ambiante.
  16. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de PBS et incuber les tranches pendant 1 h avec agitant doucement à température ambiante.
  17. Retirer la solution du tube à l’aide d’une pipette, ajouter 4 mL de la solution de Sca/eS4 et incuber les tranches pendant 12 h avec agitation douce à 37 ° C.
  18. Placez la cale sur une lame de verre et placer les tranches dans l’entretoise et plonger les tranches avec Sca/eS4 solution. Sceller l’entretoise avec une lamelle couvre-objet (Figure 1).
  19. Mettre de l’eau sur la lamelle couvre-objet et l’image à l’aide de la microscopie confocale ou deux photons avec une immersion en eau long objectif de distance de travail. Si nécessaire, utilisez une platine motorisée.
    Remarque : Vérifiez si les parties profondes de l’échantillon sont étiquetés de la même façon sur les parties superficielles à confirmer l’absence d’un biais important d’étiquetage.
    Remarque : La pénétration des anticorps testés est décrit dans le tableau 3.

6. cellule détermination de Position

  1. Pour chaque poste dans les images scannées, calculer les valeurs de corrélation à l’aide d’une image en trois dimensions filtre14 (Figure 5 a-5D).
  2. Déterminer les positions des sommets de la valeur de corrélation (Figure 5).
  3. Examinez les images autour des sommets de localiser les cellules (Figure 5E).

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Results

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Nous marqué des neurones de projection corticale par l’expression de tdTomato dans Tlx3-cre/Ai9 souris transgéniques et visualisé des neurones de projection cérébrale secondaire par l’injection du traceur rétrograde CTB488 dans la protubérance. L’hémisphère gauche du cerveau était soumis à la méthode SeeDB et analysés à l’aide d’un microscope biphotonique avec une immersion en eau long objectif de distance de travail (25 X, N.A. 1,1, distance de travail 2 mm) et une plat...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous avons présenté les procédures pour obtenir des images en trois dimensions à grande échelle de l’organisation spécifique du type de cellule des types de grandes cellules en couche néocorticales souris 5. Par rapport à la coloration de la tranche conventionnelle, la méthode est plus utile dans la détermination de l’organisation en trois dimensions du néocortex. La méthode permet l’acquisition d’images de la plus large et les régions plus profondes du cerveau par rapport à la typique en vivo la microscopie 2 p...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions Atsushi Miyawaki et Hiroshi Hama pour leurs conseils sur les expériences de elAbSca, Charles Yokoyama pour l’édition du manuscrit, Eriko Ohshima et Miyuki Kishino pour leur assistance technique. Ce travail a été soutenu par des fonds de recherche du RIKEN T.H. et subventions pour la recherche scientifique du ministère de l’éducation, Culture, Sports, Science et technologie (MEXT) du Japon pour T.H. (domaines innovants « Mésoscopique neuronaux » ; 22115004) et S.S. (25890023).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Souris transgéniques Crym-egfpMMRRC012003-UCD
Tlx3-cre Souris transgéniquesMMRRC36547-UCD
ROSA-CAG-flox-tdSouris TomatoJackson LaboratoryJAX #7909
Feuille de caoutchouc de siliconeAS ONE6-611-01Épaisseur de 0,5 mm
Feuille de caoutchouc de siliconeAS ONE6-611-02Épaisseur de 1,0 mm
Feuille de caoutchouc siliconeAS ONE6-611-053,0 mm d’épaisseur
Boîtes de PétriFalcon351008
Verre de couvertureMatsunamiC022241
Toxine cholérique sous-unité B (recombinante), conjugué Alexa Fluor 488InvitrogenC22841
Toxine cholérique sous-unité B (recombinante), conjugué Alexa Fluor 555InvitrogenC22843
Toxine cholérique sous-unité B (recombinante), conjugué Alexa Fluor 594InvitrogenC22842
Toxine cholérique sous-unité B (recombinante), conjugué Alexa Fluor 647InvitrogenC34778
26 G SeringueHamilton701N
Pompe d’injectionKD ScientificKDS 310Pons
Pompe d’injectionKD ScientificKDS 100Manipulateur supérieur d’injection de colliculus
NarishigeSM-15
Pentobarbital sodiqueKyoritsu SeiyakuSomnopentyl
IsofluranePfizer
LidocaïneAstraZenecaXylocaïne injection 1 % avec épinéphrine
ForetToyo AssociatesHP-200
Hémostatique microfibrillaire AviteneDavol Inc1010090
AlonalfaDaiichi-SankyoAlonalpha A
Soie chirurgicaleEthiconK881H
IncubateurUVPHB-1000 Hybridizer
Pipette en verreDrummond Scientific Company2-000-075
Extracteur d’électrodesSutter Instrument CompanyP-97
Paraffine Liquide, légerNacalai tesque26132-35
SalineOtsuka1326
ParaformaldéhydeNacalai tesque26126-54
Aiguille de tungstèneInter medical&Phi ; 0.1 *L200 mm
VibratomeLeicaVT1000S
50 mL tube plastiqueFalcon352070
&alpha ;-thioglycérolNacalai tesque33709-62
D(-) FructoseNacalai tesque16315-55
BluTackBostikCKBT-450000
Microscope à deux photonsNikonA1RMP
Objectifs à longue distance de travail à immersion dans l’eauNikonCFI Apo LWD 25XW, NA 1.1, WD 2 mm
Objectifs à immersion dans l’eau à longue distance de travailNikonCFI LWD 16XW, NA 0.8, WD 3 mm
Platine motoriséeCOMSPT100C-50XY
FiltreSemrockFF01-492/SP-25
FiltreSemrockFF03-525/50-25
FiltreSemrockFF03-575/25-25
FiltreSemrockFF01-629/56
FiltreChromaD605/55m
Tube en plastique de 5 mLAS ONEVIO-5B
Tube en plastique de 2 mLEppendorf  ;
UreaNacalai tesque35905-35
Triton X-100Nacalai tesque35501-15
GlyserolSigma-aldrich191612
D(-)-sorbitolWako191-14735
Methyl-&beta ;-cyclodextrinTokyo industrie chimiqueM1356
&gamma ;- CyclodextrineWako037-10643
N-acétyl-L-hydroxyprolineActifs essentiels pour la peau33996-33-7
DMSONacalai tesque13445-45
Albumine sérique bovineSigma-aldrichA7906
Tween-20 (1,1 g/mL)Nacalai tesque35624-15
Chèvre anti-souris IgG (H+L) Adsorbée croisée Secondaire Anticorps, Alexa Fluor 555InvitrogenA21422
Anticorps secondaire anti-Rabbit IgG (H+L) anti-Rabbit (H+L) Anticorps secondaire à adsorption croisée Alexa Fluor 555InvitrogenA21428
Anticorps IgG anti-souris (H+L) Anticorps secondaire à adsorbe croisé Alexa Fluor 647InvitrogenA21235
Anticorps secondaire anti-souris (H+L) Anticorps secondaire à adsorbe croisé élevé, Alexa Fluor 488InvitrogenA11029
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Anticorps secondaire hautement adsorbé croisé, Alexa Fluor 488InvitrogenA21206
Microscope confocalOlympusFV1000
Objectifs à longue distance de travail par immersion dans l’eauOlympusXLUMPLFLN 20XW, NA 1.0, WD 2 mm
Anti-NeuNMilliporeMAB377
Anti-NeuNMilliporeABN78
Anti-CTIP2Abcamab18465
Anti-Statb2Abcamab51502
Anti-GAD67MilliporeMAB5406
Anti-GABASigmaA2052
Anti-ParvalbumineSwant235
Anti-ParvalbumineFrontier InstitutePV-Go-Af460
Anti-ParvalbumineSigmaP3088
Anti-ParvalbumineAbcamab11427
Anti-SomatostatinePeninsula LaboratoriesT-4103
Anti-c-FosCalbioChemPC38
0030120094

References

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