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Article de méthode

Abrasion épithéliale cornéenne avec oculaire Burr comme modèle pour la cornée, la cicatrisation

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DOI :

10.3791/58071

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10 juillet 2018

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Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthode pour infliger une abrasion de la surface oculaire de la souris et de suivre la processus de cicatrisation par la suite. Le protocole profite d’une bavure oculaire pour éliminer partiellement l’épithélium de surface de le œil chez les souris anesthésiés.

Résumé

La cornée murine fournit un excellent modèle pour étudier la cicatrisation des plaies. La cornée est la couche la plus externe de le œil et est donc la première défense des blessures. En fait, le type le plus commun de blessure à l’oeil dans la clinique est une abrasion cornéenne. Ici, nous utilisons une bavure oculaire pour provoquer une usure résultant en retrait de l’épithélium cornéen in vivo sur des souris anesthésiés. Cette méthode permet de perturbation épithéliale ciblée et reproductible, laissant les autres zones intactes. En outre, nous décrire la visualisation de l’épithélium abrasée avec coloration de fluorescéine et fournir des conseils concrets sur la façon de visualiser la cornée abrasée. Puis, nous suivons la chronologie de la cicatrisation 0, 18 et 72 h après abrasion, jusqu'à ce que la plaie est re-epithelialized. Le modèle d’abrasion épithéliales de lésion de la cornée est idéal pour les études sur la prolifération des cellules épithéliales, de migration et de ré-épithélialisation des couches cornéens. Toutefois, cette méthode n’est pas optimale pour étudier l’activation stromale lors de la cicatrisation des plaies, car la bavure oculaire ne pénètre pas dans les couches de cellules stromales. Cette méthode convient également pour des applications cliniques, par exemple, de l’essai préclinique de l’efficacité des médicaments.

Introduction

Les couches épithéliales de nombreux organes sont exposés à des blessures. Toutefois, ils contiennent également de la possibilité de compenser pour la perte de tissu grâce à la cicatrisation des plaies. La cornée offre un excellent modèle pour étudier la cicatrisation des plaies. Il forme la surface externe de le œil et fournit une couche de protection pour les machines sensibles oculaire. Ainsi, la cornée fonctionne comme une barrière physique aux pathogènes et aux pertes d’eau. Elle est composée de trois couches ; épithélium et stroma, endothélium. L’épithélium de la cornée constitue la couche la plus superficielle de la cornée. Cellules épithéliales maintiennent la....

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Protocole

Toutes les expériences sont approuvées par le Conseil national d’expérimentation animale.

1. les préparatifs

  1. Préparer toutes les solutions et les garder à température ambiante, sauf indication contraire. Suivre les règlements d’élimination des déchets aux solutions et matériaux dispose utilisé.
  2. Utilisation NMRI et ICR tel stocks, entre les âges 4-12 semaines et ou l’autre sexe. Si vous utilisez la souche C57BL/6, suivre la méthode de préparation de kétamine-médétomidine dans étape 1.3.2. Pour les autres étapes, suivez les instructions décrites dans 1.3.3.-1.3.5.
  3. Preparez la médecine vétérinaire frais et de temp....

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Résultats

Ce protocole décrit un modèle visant à infliger une blessure à l’abrasion de la cornée de souris et suggère comment suivre et de visualiser le processus de guérison après l’abrasion. Récemment, nous avons utilisé cette méthode pour étudier le rôle des cellules souches épithéliales cornéennes pendant la cicatrisation6. L’utilisation des outils établis est la clé d’une expérience réussie à l’abrasion. Nous et autres, avons utilisé les bavures oculaire Algerbrush II (.......

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Discussion

Méthodes blessantes sont populaires outils d’étudier différents aspects de l’homéostasie cornéenne et pathologies. Le modèle de l’abrasion offre une méthode bien maîtrisée pour résoudre des problèmes pertinents en ophtalmologie. Cependant, certains points critiques dans le protocole sont intéressant de souligner. Notamment, des détails présentés au sujet de la médecine vétérinaire, chronologie guérison de blessure et résultat sont optimisés pour une utilisation avec des stocks non consanguins de NMRI et ICR, mais peuvent.......

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous tenons à remercier Kaisa Ikkala pour sa précieuse assistance technique et aide perspicace quand s’actualisant cette méthode, ainsi que par la suite au cours de la mise en œuvre à nos questions de recherche centrale. Nous tenons également à remercier le centre d’Animal de laboratoire et Anna Meller pour son aide avec les lignes directrices du travail vétérinaire.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
NMRI sourisEnvigo275
0,9 % NaClutiliser stérile
MedetomidineVetmedicVnr087896Nom du marché : Cepetor Vet
KetamineIntervetVnr511485Nom du marché : Ketaminol
Vet BuprenorfinInvidior3015248Nom du marché : Temgesic
AtipamezolOrion PharmaVnr471953Nom du marché : Antisedan Vet
CarprofenNorbrookVnr027579Nom du marché : Norocarp Vet
1 % pommade oculaire à l’acide fucidineDechraVnr080899Nom du marché : Isathal
Sel de fluorescéineSigma-AldrichF6377
SolutionPBS
Algerbrush ii bavure oculaire ( Pointe 0,5 mm)Algerbrush6.39768E+11
Bleu cobalt stylo lumièreSP ServicesDE/003
Plaque chauffanteKunz Instruments2007-0217
Appareil photo reflex numériqueNikonD80
Bras et pince réglablesNeewer10086132Hauteur 28 cm
Lampe de table avec un bras flexible et une pincePrisma
Lingette douceKimtechScience7552
Chambre
Ensemble d’outils de dissectionOutils scientifiques
SeringuesBeckton Dickinson303172
26G aiguillesBeckton Dickinson303800
2 mL Eppendorf tubeSarstedt689
Casette de tissusSakura Finetech4118F
Machine de traitement de tissus ASP200SLeica
XyleneVWRUN1307
Cire de paraffineMilliporeK95523361
Moule d’enrobage de tissus 32 x 25 x 6 mmSakura Finetech4123
MicrotomeMicromHM355
Bain-marie pour sectionnerOrthex60591
Bain-marie pour sectionnerLeicaHI1210
Lame de microtomeFeatherS35
Lame en verreTh.Geyer GmbH & Co.7 695 019
Eau ultrapureMilliporeMPGP04001MilliQ
ParaformaldéhydeSigma-Aldrich158127PFA
saline tamponnée au phosphate à CO2fins

Références

  1. Yi, X., Wang, Y., Yu, F. S. Corneal epithelial tight junctions and their response to lipopolysaccharide challenge. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (13), 4093-4100 (2000).
  2. Wang, Y., Chen, M., Wolosin, J. M.

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Réimpressions et autorisations

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