Nous décrivons ici la construction et l’utilisation d’un tunnel de vent pour odeur véhiculée par des tests comportements avec des insectes. La conception du tunnel de vent facilite la libération des sources d’odeurs par plusieurs méthodes, avec ou sans stimuli visuels. Des expériences de soufflerie sont des moyens importants pour identifier les substances chimiques volatiles actives sur le plan comportemental.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Une soufflerie pour odeur véhiculée par des tests comportements insectes
Dans cet article
Résumé
Résumé
Olfaction est le mécanisme sensoriel plus important par lequel beaucoup d’insectes interagissent avec leur environnement et une soufflerie est un excellent outil pour étudier l’écologie chimique des insectes. Insectes peuvent localiser des sources ponctuelles dans un environnement en trois dimensions par le biais de l’interaction sensorielle et comportement sophistiqué. La quantification de ce comportement est un élément clé dans le développement de nouveaux outils de pest control et la décision prise en charge. Un tunnel de vent avec une section de vol adapté avec flux d’air laminaire, visual cues pour commentaires en vol et une variété d’options pour l’application des odeurs peut être utilisée pour mesurer des comportements complexes qui par la suite peuvent permettre l’identification des attrayants ou odeurs répulsives, caractéristiques de vol insecte, visual-odeur des interactions et des interactions entre les substances attractives et les odeurs persistantes comme les odeurs de fond dans l’environnement. Une soufflerie possède l’avantage d’étudier l’odeur véhiculée par répertoire comportemental d’un insecte dans un environnement de laboratoire. Les mesures comportementales dans un milieu contrôlé assurent la liaison entre la physiologie insecte et application sur le terrain. Une soufflerie doit être un outil flexible et devrait soutenir facilement les modifications apportées à la configuration et le matériel pour s’adapter à des questions de recherche différents. L’inconvénient majeur à la soufflerie de configuration décrite ici, est le fond propre odeur qui nécessite une attention particulière lors du développement d’un mélange de volatil synthétique pour application sur le terrain.
Introduction
La soufflerie est un outil important dans des études d’écologie chimique des insectes qui permettent aux essais en laboratoire des réponses d’insectes vol à écomones. En libérant les odeurs dans un flux de vent contrôlée, réponse comportementale des insectes à ces stimuli peut être contrôlé directement par l’étude de leur vol au vent vers la source. Olfaction est le plus important mécanisme sensoriel qui beaucoup d’insectes d’interagir avec leur environnement biotique1. Insectes utilisent des signaux de l’odeur pour trouver des partenaires appropriés pour l’accouplement. De même, ils utilisent des bouquets d’odeurs de ressources hôte pour trouver de la nourriture pour eux-mêmes, ou les descendants. Plantes libèrent des odeurs florales en combinaison avec des récompenses de nectar et de pollen pour garantir l’efficacité de la pollinisation par les insectes. Tous ces repères volatils diffusent passivement dans l’environnement et insectes doivent identifier et interpréter leur pertinence individuelle. Comme substances volatiles sont libérés dans l’environnement, les molécules voyagent avec le vent comme des filaments, conservant la concentration initiale sur de longues distances sous le vent, avant de finalement être cassé vers le haut et dilué de turbulence et la diffusion2. Insectes peuvent détecter des changements minimes dans le volatile du signal et de dirigent leur mouvement contre le vent, vers la source. Insectes présentent un comportement de vol avec ondes rapide au vent au contact d’une odeur attractive et coulée sur le côté sur la perte de déménager l’odeur plume3,4. L’arrangement a localisé des neurones olfactifs dans les sensilles des antennes insectes peut faciliter les réponses comportementales à l’apparition et la perte de contact de panache avec remarquable haute résolution5 et activez les insectes pour faire la distinction entre semblables molécules odorantes provenant de différentes sources,6. Rétroaction visuelle tout en vol, appelé optomotrice anemotaxis, est fondamentale pour identifier la direction du vent, les objets et les déplacement relatif2,7. Par l’utilisation d’interaction sensorielle et comportement sophistiqué, insectes peuvent localiser des sources ponctuelles dans un environnement en trois dimensions.
L’identification des insectes attractants et répulsifs peut avoir plusieurs aspects appliqués importants. Des phéromones sexuelles (signaux intraspécifiques) de nombreux insectes nuisibles peuvent être synthétisés et libérés dans l’air de perturber la reproduction comportement8. Les phéromones et les kairomones (signaux interspécifiques) peut être utilisé pour le piégeage de masse, d’attirer et tuer dans la surveillance des pièges pour donner des informations directes de l’état de la lutte antiparasitaire. Les insectifuges, tels que les moustiques9, peuvent également être étudiés en soufflerie essais biologiques. Ces méthodes jouent un rôle important de la lutte antiparasitaire intégrée systèmes de soutien de gestion et de décision pour les agriculteurs.
Wind tunnel tests biologiques, où le répertoire de comportement médiatisée d’odeur d’une espèce peut être surveillé, est une méthode puissante pour identifier de potentiels nouveaux outils antiparasitaires remplacer ou réduire l’impact de l’utilisation des pesticides.
Le raisonnement théorique derrière le design de la soufflerie est minutieusement décrit10. Nous décrivons ici la soufflerie construction, demande d’odeur et de comportement en vol qui a été utilisé dans de nombreuses expériences pour déterminer le protocole d’essai biologique de soufflerie. Le tunnel de vent (Figure 1) Nibio (Ås, Norvège) est fabriquée en polycarbonate transparent résistant aux rayure. L’arène de vol est de 67 cm de hauteur, 88 cm de large et 200 cm de long. Devant l’arène de vol, il y a une section supplémentaire en polycarbonate, 30 cm de long. Cette partie de la soufflerie est une section utilitaire pour l’application des odeurs. Si les substances volatiles entrer en contact avec le polycarbonate logement dans le domaine de vol, ils peuvent plus tard être réédités et contaminent entre les sessions. À chaque extrémité de la section utilitaire, il y a donc une grille métallique perforée. Les deux grilles de restreignent la circulation de l’air et créer une légère surpression du côté au vent. Cela se traduit par l’augmentation du flux laminaire sur le côté sous le vent. La grille au vent est constituée d’une plaque métallique perforée avec des trous de 8 mm réparties dans l’ensemble de la section du tunnel pour fournir à aire ouverte de 54 %. La grille sous le vent a des trous de 3 mm et un 51 % aire ouverte. Cela réduit les turbulences et veille à ce que l’odeur plume Recorrer au centre de la longueur de l’arène de vol. Le panache d’odeur aura la forme d’un cône étroit et peut être visualisé par l’utilisation de fumée. Sur le plancher du vol des cercles arena, de plastique ou de papier de différentes tailles (de 5 à 15 cm de diamètre) sont disposés à fournir une rétroaction visuelle insectes pendant le vol. Il y a une porte d’accès de 25 de 50 cm à l’extrémité amont de l’arène de vol et à la section utilitaire. Entre la fin sous le vent de l’arène de vol et la section de filtre de gaz d’échappement, il y a un espace ouvert de 60 cm pour la gestion des insecte. Cette zone d’accès est recouvert sur les côtés avec un tissu de 0,8 mm maillée pour empêcher les insectes de s’échapper dans la chambre.
Air est aspiré dans le premier boîtier de filtre par un ventilateur. L’air passe à travers un filtre de poussière avant d’être purifiée par 24 filtres à charbon actif de haute capacité et publié dans le tunnel. L’air sortant du tunnel est traversé d’un boîtier de filtre similaire avant d’être relâché dans la pièce. Il pourrait être bénéfique pour évacuer l’air vers l’extérieur du bâtiment par une hotte aspirante. Les fans sur les deux boîtiers de filtre sont exécutés avec débit égal. Les deux fans ont un gradateur continu et sont étalonnés à des vitesses de vent différentes à l’aide d’un débitmètre. La vitesse de l’air dépend de l’espèce testée. 30 cm s-1 est souvent un bon point de départ. De petits insectes, la vitesse idéale de l’air peut être réduite, et pour les flyers de fortes, la vitesse peut être plus élevée pour augmenter la distance de vol relatif.
La chambre de soufflerie facilite le contrôle de la température, l’humidité et l’intensité lumineuse. Bandes de LED sont placés derrière une vitre opaque poly(methyl methacrylate) de 3 mm pour créer une source de lumière diffuse qui précède et derrière la scène de vol. Les deux sources lumineuses peuvent être contrôlés indépendamment.
Application d’odeur est possible par plusieurs moyens. Généralement, les odeurs sont libérées dans la circulation d’air dans le centre de l’extrémité amont de l’arène de vol. Selon les questions de recherche à portée de main, le point de rejet peut être exposé ou couverts. Un cylindre de verre (diamètre 10 cm, 12,5 cm de long) avec un grillage métallique (grosseur de maille de 2 × 2 mm) sur le côté sous le vent peut visuellement bloquer la source de l’odeur et en même temps servir une plate-forme d’atterrissage pour les insectes. De nombreuses expériences, une plate-forme horizontale de verre peut être utilisée pour présenter les sources de l’odeur, ou des signaux visuels près du point de sortie. Il y a aussi la possibilité de libérer deux odeurs dans le même temps, côte à côte, afin de faciliter le choix des essais. Les points de sortie sont alors placés 20 cm apart et les panaches de l’odeur se chevauchent d’à mi-chemin dans le tunnel. Le choix peut ensuite être identifié par quel panache, l’insecte est suite au vent.
La conception du tunnel de vent facilite de nombreuses méthodes de libération volatils. Par exemple, une odeur spécifique peut être libérée en face d’une odeur de fond comme émise par une récolte plante11,12. En outre, différents stimuli visuels peuvent être testé13,14. Le montage expérimental doit être adapté à chaque question d’espèces et de la recherche.
Sources de l’odeur naturelle, comme parties de la plante et odeurs synthétiques de distributeurs peuvent être introduits directement dans le domaine de vol. Pour isoler l’odeur véhiculée par les comportements de visual, la source de l’odeur peut être couvert, ou les composés volatils transportés dans l’arène de vol via une alimentation en air laboratoire filtrée au charbon de l’extérieur. La source de l’odeur est alors limitée à un bocal en verre et l’air est poussé à travers le pot dans la soufflerie via tubes téflon et tubes de verre. La vitesse indiquée au point de sortie doit correspondre à la vitesse du vent dans l’arène.
Pour libérer les odeurs des ratios de mélange spécifique, un pulvérisateur peut être utilisé. Le pulvérisateur est une buse ultrasonique avec une pointe conique et un micrométrique inséré pour faciliter un flux liquid à 10 µL min-1. La buse est reliée à un générateur d’ultrasons à large bande et opère à 120 kHz. Un pousse-seringue est en poussant l’échantillon dans la buse du pulvérisateur. Fluoré éthylène propylène (FEP) tubes de 0,12 mm de diamètre intérieur doit se connecter la seringue de 1 mL étanche au gaz et la buse. Adaptateurs de tuyaux qui gonflent dans l’éthanol et rétrécissement dans l’air, faciliter moulants avec aucun volume interne. La taille des gouttelettes aérosol générée à partir de la vibration de la buse est fréquence dépendant et dépend du solvant spécifique utilisé. Les petites gouttelettes s’évaporent et sont présentées dans le tunnel de vent comme substances volatiles. Autres conceptions de pulvérisateur existent aussi et une version moins coûteuse utilisant un piezo piloté par verre capillaire fournit une semblable solution15.
Les mélanges synthétiques ou des collections de l’espace de tête peuvent être utilisées avec le pulvérisateur. Les échantillons sont dilués avec de l’éthanol pur à la concentration désirée. Avec des collections volatiles, l’échantillon peut être dilué pour qu’ils correspondent à la fois de la collection. Cela signifie qu’une collection de volatile échantillonnée au cours de 3 h doit être diluée à 1800 µL, qui, dans un communiqué, tarif à partir du pulvérisateur à 10 µL min-1 correspond à 3 h.
D’identifier le comportement de vol peut être fait directement par l’observation manuelle ou par l’analyse post-hoc de la vidéo. Le vol orienté doit être distingué de vol aléatoire. Odeur véhiculée par comportement se distingue par les caractéristiques suivantes : plume de vol de zig-zag à travers l’odeur, tout droit au vent vol lorsqu’il figure dans le panache, et une boucle de retour si le contact avec le panache est perdu. Lors de la perte d’un panache attrayant, les insectes peuvent aussi commencer à zig-zag avec l’augmentation des arches de se reconnecter à la plume perdue3,4. Ce comportement est fondamental dans un milieu de terrain où les insectes suite à une odeur attractive doivent faire face à la turbulence et le déplacement des directions du vent. Le modèle de vol n’est pas uniform et varie selon les ordres d’insectes. À titre d’exemple, forts circulaires comme les mouches à viande ont une orientation le plus vite au vent jacquard de coulée plus large que de papillons, et la vitesse du vent doit être augmentée pour faciliter une plus longue trajectoire de vol relatif.
Le vol d’un insecte peut également être filmé. Avec une seule caméra, caractéristiques de vol simple peuvent être décrite en traçant le x y coordonnées16. En utilisant deux caméras avec capture de trame synchronisées, le vol 3D peut être reconstruit à l’aide d’un logiciel externe17. La trajectoire de vol peut ensuite être analysée pour donner des informations sur la vitesse de vol et de distance, les angles de vol en ce qui concerne la direction du vent et les détails sur les caractéristiques de vol en ce qui concerne le panache d’odeur. Il y a les équipement personnalisé et commercial et les logiciels disponibles qui permettent le suivi image par image automatique. Les cadres de l’étalonnage doivent être utilisés pour référencer l’espace de monde réel, et rectilignes grand-angulaires devraient servir à réduire au minimum les distorsions de lentille. Il faut pour réduire le bruit de fond visuel, tels que les bords et les coins dans l’arène de la soufflerie et pour maximiser l’insecte pour discrimination à l’arrière-plan. À l’aide d’une source de lumière infrarouge, la réflexion (e.g., contre les moustiques nocturnes) peut être filmé avec de caméras monochromes CCD17.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
1. préparation des Tubes de verre
- Préparer les tubes de verre (e.g., diamètre 2,8 cm, 13 cm de long) et fermer une extrémité par un bouchon de pression en plastique.
- Séparez les 10 insectes dans les tubes de verre plafonnés et couvrir l’extrémité restante avec de la gaze à l’aide d’un élastique. Laisser les insectes pour s’acclimater à la température, la luminosité et l’humidité de la salle de la soufflerie pendant au moins 2 h.
Remarque : Le nombre d’insectes à l’intérieur de chaque tube dépend de la question de l’espèce et de la recherche.
2. prΘparer les Sources d’odeurs
- Protocole de pulvérisateur.
- Remplir la seringue de 1 mL étanche au gaz avec une collection de feuillure dilué ou un mélange d’odeur synthétique.
Remarque : Le contenu de l’espace de tête dilué ou de la combinaison d’odeur synthétique dépend d’insecte question d’espèce et de la recherche. En général, les concentrations utilisées doivent correspondre à des taux de libération naturelle de la source de l’odeur authentique. - Connectez l’embout de la seringue au tuyau FEP à l’aide d’adaptateurs de tuyaux et insérer la seringue dans le pousse-seringue.
- Démarrer la pompe de seringue.
- Démarrer le générateur d’ultrasons à large bande.
Remarque : La sortie de l’aérosol de pulvérisateur peut être confirmée en pointant une torche légère sous le point de rejet. - Faites fonctionner le pulvérisateur avec de l’éthanol 96 % pour un minimum de 10 min entre les traitements pour nettoyer l’intérieur de la lance et de tubes. Utiliser une seringue séparée, dédiée à l’éthanol pur, pour tout nettoyage.
- Après utilisation, nettoyer les seringues et l’extrémité de la buse avec éthanol à 96 %.
- Remplir la seringue de 1 mL étanche au gaz avec une collection de feuillure dilué ou un mélange d’odeur synthétique.
- Protocole de source authentique odeur.
- Insérez les sources d’odeurs authentiques dans la soufflerie ou dans un bocal de collection headspace 2 L.
- Raccorder la bouteille de collecte d’espace libre à l’air du laboratoire et libèrent dans le tunnel aérodynamique.
NOTE : Végétaux frais virés comme fermer au début des expériences que possible et prévenir le flétrissement en insérant l’extrémité coupée dans un petit flacon avec de l’eau. La quantité et type de matériel végétal ou une autre source de l’odeur authentique, dépend des insecte question d’espèce et de la recherche.
- Positionner le tube en verre avec l’insect(s) sur un support 180 cm sous le vent de la source d’odeur/visual et 30 cm du sol. L’extrémité plafonnée doit être face au vent.
3. à partir du protocole
- Utilisez deux caméras pour capturer les deux points de vue différents. Monter les caméras au-dessus de l’arène de vol et inclinée pour capturer deux vues différentes.
- Ouvrez le capuchon.
- Démarrer la minuterie.
NOTE : Différentes espèces nécessitent différentes périodes de temps à répondre, par exemple., la tordeuse de la pomme (Argyresthia conjugella) vous répondra dans les 4 à 5 min11, mais la teigne grapewine (Lobesia botrana) nécessitent jusqu'à 20 min pour répondre 18. - Observez le modèle de vol et une attention particulière aux caractéristiques de vol et orientation au vent. Marquer les performances de vol selon les catégories de comportements prédéfinis, par exemple., atterrir et décoller, orientés sur une courte distance (minimum de 20 cm), orienté de vol sur plus longue distance (< 5 cm de la source).
NOTE : Tournage et tracking 3D à l’aide de deux caméras peuvent servir à donner de plus amples renseignements sur les caractéristiques de vol. En général, les caméras sont montés au-dessus de l’arène de vol et inclinées pour capturer deux vues différentes. - Recueillir les insectes d’atterrissage sur les murs de la soufflerie, en dehors de la plume de l’odeur et le remplacer sur le support.
Remarque : Les insectes peuvent être donnés une chance de répondre aux odeurs avec vol au vent et ne pas remplacée. - Changement pour nettoyer le matériel de verre entre les traitements.
Remarque : Contrôle fréquent des traitements doivent être exécutés afin d’identifier les sources de contamination possible. - Euthanasier les insectes avec le CO2 ou par le froid après les expériences.
NOTE : Selon la question de recherche, les femelles peuvent être a marqué pour le développement de l’oeuf ou visuellement inspectées pour vérifier l’état des ailes ou des antennes.
4. nettoyage
- Tout le matériel métal et de verre avec l’éthanol et l’eau de lavage et laisser à sec.
- Faire chauffer tous les matériels de métal et de verre à 300 ° C pendant 6 heures éliminer les contaminants.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Mouches à viande réagit fortement aux odeurs d’animaux morts représente un substrat de croissance larvaire éphémère19,20. À l’aide de souris mortes comme une source de l’odeur naturelle, nous a étudié les détails sur le comportement de vol de 15 jours ans, accouplés femelle c. vicina, avec ou sans, un stimuli visuels à côté de l’odeur communiqué point13. Pour éliminer le repère visuel naturel, nous...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
La soufflerie est un outil utile pour identifier des odeurs attractifs et répulsifs pour de nombreux insectes4,9. Avec bonne connaissance de l’écologie, la biologie et le comportement de l’insecte a étudié, ses caractéristiques de vol peuvent être facilement identifiés et conditions environnementales, la vitesse du vent, des stimuli visuels et demande de l’odeur peuvent être personnalisés pour s’adapter. Il est recommandé lors du démarrage d’une nouvelle espèce, ...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Remerciements
M. Larry était soutenue par le Conseil de recherche suédois pour le développement durable (Formas, Grant 2013-934).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Arène de vol | n’importe quelle | NA | Construire pour s’adapter au boîtier du filtre Boîtier du |
| filtre x 2 | Camfill Farr | Contient les filtres à poussière et à charbon | |
| Ventilateur x 2 | Fischbach | Modèle D640/E35 | Ventilateur silencieux avec variateur continu |
| Grilles perforées | n’importe quel | NA | zones ouvertes différentes sont nécessaires, par exemple 54 et 51 |
| %Débitmètre | Swema air | Swema air 300 | Identification de la vitesse du vent |
| Pulvérisateur à ultrasons | SonoTek | Buse de pulvérisation avec pointe conique et microbore inséré | |
| Générateur d’ultrasons à large bande | SonoTek | Générateur de fonction | |
| Pompe à seringue | Microdialyse CMA | 102 | Tuyau |
| FEP | Microdialyse | 0,12 mm intérieur diamètre | |
| Adaptateurs de tubulure CMA | Microdialyse | Connecteurs pour volume interne zéro | |
| Seringue étanche au gaz | tout | NA | 1000 & micro ; Seringue en L pour les collections d’espace de tête et les mélanges synthétiques Seringue |
| étanche au gaz | n’importe quoi ; | NA | 1000 et micro ; L seringue pour nettoyer le pulvérisateur |
| Torche | n’importe quelle | NA | Petite source lumineuse pour vérifier le déverrouillage du pulvérisateur |
| Minuterie | n’importe quelle | NA | Minuterie avec fonction d’alarme ; |
| Support pour le démoulage des insectes | n’importe quel | NA Construction métallique | |
| L’éclairage | n’importe quelle | NA | est préférable en raison de la faible production de chaleur |
| Hydratant | n’importe quel | NA | La taille dépend du volume de la soufflerie de la pièce Contrôle de |
| la température | tout | NA | La plage de température dépend de l’espèce |
| Tubes en verre | tout | NA | Tubes (2,8 cm de diamètre, 13 cm de long) pour ; insectes Capuchon |
| pression | n’importe quel | NA | Capuchon à pression qui s’adapte au tube de verre |
| Gaze | n’importe quel | NA | Tissu pour fermer le tube de verre |
| Élastique | n’importe quel | NA | Pour maintenir la gaze en place Cylindre |
| verre | n’importe quel | NA | Cylindre pour contenir les odeurs et plate-forme d’atterrissage (10 cm de diamètre, 12,5 cm de long) |
| Bocaux en verre | tout | NA | Bocaux en verre pour une collecte dynamique de l’espace de tête |
| Connecteurs et tubes | n’importe quel | NA | Tubes et connecteurs dépend du type de bocaux en verre Alimentation |
| air | n’importe quel | NA | De l’air du laboratoire ou des bouteilles Filtres |
| charbon de bois | n’importe quel | NA | Pour nettoyer l’air extérieur Sypply |
| Flacon | n’importe quel | NA | Petit flacon avec de l’eau pour garder les matières végétales fraîches |
| Four | n’importe quel | NA | Chauffez le métal et la verrerie à 300 degrés pour décontaminer |
Références
- Hansson, B. S., et al. Insect olfaction. , Springer. Berlin Heidelberg. (1999).
- Murlis, J., Elkinton, J. S., Cardé, R. T. Odor Plumes and How Insects Use Them. Annual Review of Entomology. 37, 505-532 (1992).
- Todd, J. L., Baker, T. Ch. 3. Insect olfaction. Hansson, B. , Springer. 67-96 (1999).
- Carde, R. T., Willis, M. A. Navigational strategies used by insects to find distant, wind-borne sources of odor. Journal of Chemical Ecology. 34 (7), 854-866 (2008).
- Baker, T. C., Fadamiro, H. Y., Cosse, A. A. Moth uses fine tuning for odour resolution. Nature. 393 (6685), 530(1998).
- Bruce, T. J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. Insect host location: a volatile situation. Trends in Plant Science. 10 (6), 269-274 (2005).
- Srinivasan, M. V., Zhang, S. W. Visual motor computations in insects. Annual Review of Neuroscience. 27, 679-696 (2004).
- Rhainds, M., Kettela, E. G., Silk, P. J. Thirty-five years of pheromone-based mating disruption studies with Choristoneura fumiferana (Clemens) (Lepidoptera: Tortricidae). Canadian Entomologist. 144 (3), 379-395 (2012).
- Sharpington, P. J., Healy, T. P., Copland, M. J. W. A wind tunnel bioassay system for screening mosquito repellents. Journal of the American Mosquito Control Association. 16 (3), 234-240 (2000).
- Baker, T. C., Linn, C. E. Techniques in pheromone research. Hummel, H. E., Miller, T. A. , Springer. 75-110 (1984).
- Knudsen, G. K., Tasin, M. Spotting the invaders: A monitoring system based on plant volatiles to forecast apple fruit moth attacks in apple orchards. Basic and Applied Ecology. 16 (4), 354-364 (2015).
- Knudsen, G. K., Norli, H. R., Tasin, M. The ratio between field attractive and background volatiles encodes host-plant recognition in a specialist moth. Frontiers in Plant Science. 8, (2017).
- Aak, A., Knudsen, G. K. Sex differences in olfaction-mediated visual acuity in blowflies and its consequences for gender-specific trapping. Entomologia Experimentalis et Applicata. 139, 25-34 (2011).
- Thöming, G., Norli, H. R., Saucke, H., Knudsen, G. K. Pea plant volatiles guide host location behaviour in the pea moth. Arthropod-Plant Interactions. 8 (2), 109-122 (2014).
- El-Sayed, A., Godde, J., Arn, H. Sprayer for quantitative application of odor stimuli. Environmental Entomology. 28 (6), 947-953 (1999).
- Haynes, K. F., Baker, T. C. An analysis of anemotactic flight in female moths stimulated by host odour and comparison with the males' response to sex pheromone. Physiological Entomology. 14 (3), 279-289 (1989).
- Spitzen, J., Takken, W. Keeping track of mosquitoes: A review of tools to track, record and analyse mosquito flight. Parasites and Vectors. 11 (1), (2018).
- Masante-Roca, I., Anton, S., Delbac, L., Dufour, M. -C., Gadenne, C. Attraction of the grapevine moth to host and non-host plant parts in the wind tunnel: effects of plant phenology, sex, and mating status. Entomologia Experimentalis et Applicata. 122 (3), 239-245 (2007).
- Johansen, H., et al. Blow fly responses to semiochemicals produced by decaying carcasses. Medical and Veterinary Entomology. 28, 9(2014).
- Paczkowski, S., Maibaum, F., Paczkowska, M., Schutz, S. Decaying Mouse Volatiles Perceived by Calliphora vicina Rob.-Desv. Journal of Forensic Sciences. 57 (6), 1497-1506 (2012).
- Aluja, M., Prokopy, R. J. Host odor and visual stimulus interaction during intratree host finding behavior of Rhagoletis pomonella flies. Journal of Chemical Ecology. 19 (11), 2671-2696 (1993).
- Reeves, J. Vision should not be overlooked as an important sensory modality for finding host plants. Environmental Entomology. 40 (4), 855-861 (2011).
- Knudsen, G. K., et al. Discrepancy in laboratory and field attraction of apple fruit moth Argyresthia conjugella to host plant volatiles. Physiological Entomology. 33 (1), 1-6 (2008).
- Aak, A., Knudsen, G. K., Soleng, A. Wind tunnel behavioural response and field trapping of the blowfly Calliphora vicina. Medical and Veterinary Entomology. 24, 250-257 (2010).
- Montgomery, M. E., Wargo, P. M. Ethanol and other host-derived volatiles as attractants to beetles that bore into hardwoods. Journal of Chemical Ecology. 9 (2), 181-190 (1983).
- Skals, N., Anderson, P., Kanneworff, M., Löfstedt, C., Surlykke, A. Her odours make him deaf: Crossmodal modulation of olfaction and hearing in a male moth. Journal of Experimental Biology. 208 (4), 595-601 (2005).
- Willis, M. A., Avondet, J. L., Zheng, E. The role of vision in odor-plume tracking by walking and flying insects. Journal of Experimental Biology. 214 (24), 4121-4132 (2011).
- Martel, J. W., Alford, A. R., Dickens, J. C. Laboratory and greenhouse evaluation of a synthetic host volatile attractant for Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata (Say). Agricultural and Forest Entomology. 7 (1), 71-78 (2005).
- Salvagnin, U., et al. Adjusting the scent ratio: using genetically modified Vitis vinifera plants to manipulate European grapevine moth behaviour. Plant Biotechnology Journal. 16 (1), 264-271 (2018).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
